Re: 지근 type 1과 속근 type 2 미토콘드리아 차이점!

[문형철]

Cells

. 2023 Aug 30;12(17):2183. doi: 10.3390/cells12172183

Mitochondrial Properties in Skeletal Muscle Fiber

Han Dong 1, Shih-Yin Tsai 1,2,*

Editor: Boris Chernyak

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PMCID: PMC10486962  PMID: 37681915

Abstract

Mitochondria are the primary source of energy production and are implicated in a wide range of biological processes in most eukaryotic cells. Skeletal muscle heavily relies on mitochondria for energy supplements. In addition to being a powerhouse, mitochondria evoke many functions in skeletal muscle, including regulating calcium and reactive oxygen species levels. A healthy mitochondria population is necessary for the preservation of skeletal muscle homeostasis, while mitochondria dysregulation is linked to numerous myopathies. In this review, we summarize the recent studies on mitochondria function and quality control in skeletal muscle, focusing mainly on in vivo studies of rodents and human subjects. With an emphasis on the interplay between mitochondrial functions concerning the muscle fiber type-specific phenotypes, we also discuss the effect of aging and exercise on the remodeling of skeletal muscle and mitochondria properties.

초록

미토콘드리아는

에너지 생산의 주요 원천이며

대부분의 진핵세포에서 광범위한 생물학적 과정에 관여한다.

골격근은

에너지 공급을 위해 미토콘드리아에 크게 의존한다.

미토콘드리아는

에너지 생산소일 뿐만 아니라

골격근에서 칼슘 및 활성산소종 수준 조절을 포함한 다양한 기능을 수행한다.

건강한 미토콘드리아 군집은

골격근 항상성 유지에 필수적이며,

미토콘드리아 기능 장애는 수많은 근육병과 연관된다.

본 리뷰에서는

주로 설치류 및 인간 대상의 생체 내 연구에 초점을 맞춰

골격근 내 미토콘드리아 기능 및 품질 관리에 관한 최근 연구를 종합한다.

근섬유 유형 특이적 표현형과 관련된 미토콘드리아 기능 간의 상호작용을 강조하면서,

노화와 운동이 골격근 및 미토콘드리아 특성의 재구성에 미치는 영향에 대해서도 논의한다.

Keywords: mitochondria, skeletal muscle physiology

1. Introduction

Mitochondria are double-membrane-bounded organelles shared by most eukaryotic cells, which are derived from the mitochondrion-bacteria and have acted as a symbiotic partner of nuclear–cytosolic organisms for over 2 billion years [1]. Although most mitochondrial genes (>1100) are encoded by nuclear DNA (nDNA), mitochondria itself reserves 37 genes in its genome (mtDNA). Among these 37 genes, 13 encode the protein for mitochondria oxidative phosphorylation enzyme, and 25 encode the tRNA and rRNA for mitochondria protein translation [2]. The main function of mitochondria is to generate energy. Mitochondria generates energy in the form of adenosine triphosphate (ATP) from energy-enriched molecules such as pyruvate, fatty acids, and amino acids via oxidative phosphorylation [3]. Electrons generated from oxidations of energy-enriched molecules are transferred via nicotinamide adenine dinucleotide hydrogen (NADH) to complex I (NADH ubiquinone oxidoreductase) or flavin adenine dinucleotide (FADH2) to complex II (succinate dehydrogenase), then transported to coenzyme Q. Coenzyme Q then delivers electrons generated from complex I or II via complex III (cytochrome bc1 complex) to cytochrome c and then to complex IV (cytochrome c oxidase), where oxygen is reduced to water. Finally, coupling with electron generation, the protons (H+) are pumped to the intermembrane space from complex I, III, and IV for ATP production in complex V (ATP synthase). Since complex II does not actively pump proton to the intermembrane space, it contributes less ATP production. In addition to ATP generation, mitochondria have other functions, including the production of reactive oxygen species (ROS) and the regulation of cellular calcium homeostasis. Mitochondrial ROS is the side product of the incomplete mitochondrial oxidative phosphorylation process from the electron leakage predominately in complexes I and III. Excess ROS damages cells by oxidation of nucleic acids, proteins, and lipids. Yet, the growing evidence reveals that ROS acts as a secondary messenger that participates in a wide range of cell signaling to stimulate cell proliferation, differentiation, death, etc. [4,5,6,7]. In collaboration with the extracellular matrix and the endoplasmic reticulum (ER), mitochondria also serve as a transient calcium sink to regulate cytosolic calcium levels. Mitochondrial calcium homeostasis has been implicated in controlling ATP production and cell death evoked by mitochondria [8,9,10]. Mitochondrial calcium overload perturbs mitochondrial membrane potential and mitochondrial dysfunction, unavoidably leading to cell death. Due to the critical role of mitochondria in regulating energy metabolism and diverse cellular functions, a good population of healthy mitochondria is necessary for cell survival, especially for high energy-demanded tissues such as skeletal muscle. In skeletal muscle, mitochondria are primarily distributed within the subsarcolemmal area (grouped beneath the plasma membrane) and intermyofibrillar area (nested between parallel myofiber). The intermyofibrillar mitochondria can be further separated into two subpopulations: one resides at the I-band, which contains only the actin filament of muscle fiber, tethering the sarcoplasmic reticulum network, and the other is located at the A-band, which contains both actin and myosin filaments across the myofiber, closely to the capillaries.

1. 서론

미토콘드리아는

대부분의 진핵세포가 공유하는 이중막으로 둘러싸인 세포소기관으로,

미토콘드리아 박테리아에서 유래하여

20억 년 이상 핵-세포질 생물의 공생 파트너 역할을 해왔다 [1].

대부분의

미토콘드리아 유전자(>1100개)는 핵 DNA(nDNA)에 의해 암호화되지만,

미토콘드리아 자체는 게놈(mtDNA)에 37개의 유전자를 보유합니다.

이 37개 유전자 중 13개는 미토콘드리아 산화적 인산화 효소 단백질을,

25개는 미토콘드리아 단백질 번역을 위한 tRNA 및 rRNA를 암호화합니다[2].

미토콘드리아의 주요 기능은

에너지 생성이다.

미토콘드리아는

피루브산, 지방산, 아미노산과 같은 에너지 농축 분자를 산화적 인산화 과정을 통해

아데노신 삼인산(ATP) 형태의 에너지로 전환한다 [3].

에너지 풍부 분자의 산화 과정에서 생성된 전자는

니코틴아미드 아데닌 디뉴클레오티드 수소(NADH)를 통해

복합체 I(NADH 유비퀴논 산화환원효소)로, 또는

플라빈 아데닌 디뉴클레오티드(FADH₂)를 통해

복합체 II(숙신산 탈수소효소)로 전달된 후 코엔자임 Q로 운반됩니다.

코엔자임 Q는

복합체 I 또는 II에서 생성된 전자를 복합체 III(시토크롬 bc1 복합체)를 통해

시토크롬 c로 전달한 후 복합체 IV(시토크롬 c 산화효소)로 이동시켜

산소를 물로 환원시킵니다.

마지막으로,

전자 생성과 연동하여 복합체 I, III, IV에서 생성된 양성자(H+)가

복합체 V(ATP 합성효소)에서 ATP 생산을 위해 막간 공간으로 펌핑됩니다.

복합체 II는

막간 공간으로 양성자를 능동적으로 펌핑하지 않으므로

ATP 생산에 덜 기여합니다.

ATP 생성 외에도 미토콘드리아는

활성산소종(ROS) 생성 및 세포 칼슘 항상성 조절을 포함한 다른 기능들을 수행합니다.

미토콘드리아 ROS는

주로 복합체 I과 III에서 발생하는 전자 누출로 인한

불완전한 미토콘드리아 산화적 인산화 과정의 부산물이다.

과잉 ROS는

핵산, 단백질, 지질의 산화를 통해 세포를 손상시킨다.

그러나

점점 더 많은 증거가

ROS가 세포 증식, 분화, 사멸 등을 자극하는 광범위한 세포 신호 전달에 참여하는

2차 메신저 역할을 한다는 것을 밝혀내고 있다 [4,5,6,7].

세포외 기질 및 소포체(ER)와 협력하여 미토콘드리아는

또한 세포질 칼슘 농도를 조절하기 위한

일시적인 칼슘 저장소 역할을 합니다.

미토콘드리아 칼슘 항상성은

미토콘드리아에 의해 유발되는 ATP 생산 및

세포 사멸을 제어하는 데 관여하는 것으로 알려져 있습니다 [8,9,10].

미토콘드리아 칼슘 과부하는

미토콘드리아 막 전위를 교란시키고 미토콘드리아 기능 장애를 유발하여

필연적으로 세포 사멸로 이어집니다.

미토콘드리아가

에너지 대사와 다양한 세포 기능 조절에 중요한 역할을 하므로,

특히 골격근과 같이 높은 에너지를 요구하는 조직에서는

세포 생존을 위해 건강한 미토콘드리아 집단이 반드시 필요합니다.

골격근에서 미토콘드리아는

주로 세포막하 영역(세포막 아래에 군집)과

근섬유간 영역(평행한 근섬유 사이에 자리)에 분포합니다.

근섬유간 미토콘드리아는

두 하위 집단으로 더 나뉩니다:

하나는 근섬유의 액틴 필라멘트만 포함하는 I-대(I-band)에 위치하여

근소포체 네트워크를 고정하고,

다른 하나는 근섬유 전체에 걸쳐 액틴과 미오신 필라멘트를 모두 포함하는

A-대(A-band)에 위치하여 모세혈관에 가깝습니다.

In humans, skeletal muscle comprises 40% to 50% of the body mass and accounts for about 30% of the basal energy expenditure [11]. Compared with other muscle tissues, such as cardiac and smooth muscle, skeletal muscle cells fuse together to form elongated muscle fibers, which have multiple nuclei that are peripheral to the fiber. The skeletal muscle fibers are highly heterogeneous, reflecting their various contractile properties (slow or fast) and metabolic adaptations (oxidative or glycolytic). The control of skeletal muscle is voluntary by motor neurons to generate force and locomotion. The coordination of differences in nerve impulse transmission, membrane excitability, excitation–contraction coupling calcium flux between sarcoplasmic reticulum and cytosol, and ATP hydrolysis rate of myosin ATPase generates a variety of movements in our daily life. Most, if not all, of the cellular actions controlling movement are highly dependent on mitochondrial activities. It was not surprising that the common feature of mitochondrial diseases is muscle dysfunction. Moreover, mitochondrial damage and impairment are thought to be the driving forces that trigger the process of muscle aging. In contrast, aerobic exercise has been shown to improve skeletal muscle performance by increasing mitochondrial biogenesis and turnover, promoting intrinsic mitochondrial functions [12,13]. To fulfill their unique contractile properties, skeletal muscle fibers differ in mitochondrial activities, dynamics, and quality control. In this review, we summarize the recent findings on mitochondrial specialization in different skeletal muscle fibers and their physiologic relation to skeletal muscle health. Readers who are interested in mitochondria in the heart and other systems can refer to the previous excellent reviews [14,15].

인간의 경우,

골격근은 체중의 40~50%를 차지하며

기초 에너지 소비량의 약 30%를 차지합니다 [11].

심장근이나 평활근과 같은 다른 근육 조직과 비교할 때,

골격근 세포는 융합하여 길쭉한 근섬유를 형성하며,

이 섬유에는 섬유 말단에 위치한 다수의 핵이 존재한다.

골격근 섬유는

다양한 수축 특성(느린 또는 빠른)과 대사 적응(산화적 또는 당분해적)을 반영하여 매우 이질적이다.

골격근은

운동뉴런에 의해 의지적으로 제어되어 힘과 운동을 생성한다.

신경 자극 전달, 세포막 흥분성, 근육소포체와 세포질 사이의 흥분-수축 결합 칼슘 유동,

그리고 마이오신 ATP아제의 ATP 가수분해 속도 차이의 협응력은 일상생활에서 다양한 움직임을 만들어낸다.

운동을 제어하는 대부분의 세포 작용은

미토콘드리아 활동에 크게 의존한다.

미토콘드리아 질환의 공통적 특징이

근육 기능 장애라는 점은 놀랍지 않다.

더욱이 미토콘드리아 손상과 기능 저하는

근육 노화 과정을 촉발하는 원동력으로 여겨진다.

반면 유산소 운동은

미토콘드리아 생성과 회전율을 증가시키고

내재적 미토콘드리아 기능을 촉진함으로써

골격근 성능을 향상시키는 것으로 밝혀졌다[12,13].

골격근 섬유는

고유한 수축 특성을 발휘하기 위해

미토콘드리아 활동, 역학, 품질 관리 측면에서 차이를 보인다.

본 리뷰에서는

다양한 골격근 섬유에서의 미토콘드리아 특화 현상과

골격근 건강과의 생리학적 관계에 관한 최근 연구 결과를 종합한다.

심장 및 기타 시스템의 미토콘드리아에 관심 있는

독자는 기존 우수 리뷰[14,15]를 참고할 수 있다.

https://febs.onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/1873-3468.14298

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2. Mitochondria in Different Types of Skeletal Muscle Fibers

Skeletal muscle is composed of a mixed collection of fiber types. Each muscle fiber contains repeating units of actin and myosin filaments, named sarcomeres, arranged in a stacked pattern whose cyclical interactions produce muscle movement. The power output from a muscle fiber shortening relies on the intrinsic ATP hydrolysis activity of the myosin heavy chain (MyHC). In general, muscle contraction initiates with an action potential traveling along α-motor, which triggers a release of acetylcholine from the axon terminal in the neuromuscular junction (NMJ). Acetylcholine then binds to acetylcholine receptors (AChR) located in the center of the myofiber and initiates a subsequent depolarization of the muscle fibers, causing calcium to leave the sarcoplasmic reticulum and bind to troponin on the actin molecule. The binding of calcium and troponin displaces tropomyosin from actin, allowing interaction between actin and myosin to generate a muscle contraction. Once the chemical signal from the motor neuron ends, the calcium gate on the sarcoplasmic reticulum closes. The calcium will be pumped back to the sarcoplasmic reticulum via ATP-driven pumps, and the binding between myosin and actin will then re-inhibit to let the muscle relax [16].

2. 다양한 유형의 골격근 섬유 내 미토콘드리아

골격근은

혼합된 섬유 유형으로 구성된다.

각 근섬유는 액틴과 미오신 필라멘트의 반복 단위인 근절을 포함하며,

이들이 층층이 쌓인 패턴으로 배열되어 주기적인 상호작용을 통해 근육 운동을 생성한다.

근섬유 수축 시 발생하는 동력 출력은

마이오신 중쇄(MyHC)의 내재적 ATP 가수분해 활성에 의존한다.

myosin heavy chain (MyHC)

일반적으로 근수축은

α-운동신경을 따라 이동하는 활동전위로 시작되며,

이는 신경근접합부(NMJ)에서 축삭 말단으로부터 아세틸콜린의 방출을 유발한다.

아세틸콜린은

근섬유 중심부에 위치한 아세틸콜린 수용체(AChR)에 결합하여

근섬유의 후속 탈분극을 유발합니다.

이로 인해 세포질소기관(sarcoplasmic reticulum)에서 칼슘이 방출되어

액틴 분자상의 트로포닌과 결합합니다.

칼슘과 트로포닌의 결합은 트로포미오신을 액틴으로부터 이탈시켜

액틴과 마이오신의 상호작용을 가능하게 함으로써

근육 수축을 생성합니다.

운동 뉴런의 화학적 신호가 종료되면,

근소포체의 칼슘 게이트가 닫힙니다.

칼슘은

ATP 구동 펌프를 통해 근소포체로 다시 펌핑되며,

이후 마이오신과 액틴 사이의 결합이 재억제되어 근육이 이완됩니다 [16].

Based on the predominant expression‎ of sarcomeric MyHC isoforms, adult mammalian skeletal muscle can be classified into four subtypes: type I, type IIa, type IIb, and type IIx, which highly express MyHC-I, MyHC-IIa, MyHC-IIb, and MyHC-IIx, respectively. MyHC-IIb is characterized by a relatively faster shortening velocity and higher ATP hydrolysis rate, followed by MyHC-IIx, MyHC-IIa, and MyHC-I lowest. There are also hybridized fibers that express more than one kind of MyHC at high levels to fulfill the requirement for diverse movements. In general, type II fibers are classified as “fast-twitched fibers”, while type I fibers are “slow-twitched fibers” based on the ATP hydrolysis rate of their corresponding MyHC expression‎ [17,18]. Often, the MyHC composition of muscle fiber is related to their metabolic properties. Even though glycolysis yields less ATP than oxidative respiration, fast muscle fibers rely on the rapid ATP generation from glycolysis. In comparison, slow-twitch muscle fibers take advantage of sustained ATP production from oxidative respiration to support their long-duration activities. Histochemical staining for α-glycerophosphate dehydrogenase (GPD) activity indicative of glycolytic metabolism is higher in MyHC-IIb and MyHC-IIx rich fibers, intermediate in MyHC-IIa, and lowest in MyHC-I. Reversely, MyHC-IIa-rich fibers display the highest succinate dehydrogenase (SDH) activity indicative of oxidative metabolism, followed by MyHC-I > IIx > IIb in rat plantaris. Similar to rat plantaris, human vastus lateralis has higher GPD activity in MyHC-IIx fibers, intermediate activity in MyHC-IIa, and lower activity in MyHC-I, in which no MyHC-IIb expressed fibers were identified in adult human limb muscles, whereas the relative SDH activity is reversed. By combining the classifications of contractile and metabolic properties, muscle fibers are further classified into three subgroups: slow-oxidative fibers (type I), fast-oxidative fibers (type IIa), and fast-glycolytic fibers (type IIx and type IIb) [19].

근절 내 MyHC 이소형의 우세 발현에 기반하여,

성체 포유류 골격근은

네 가지 하위 유형으로 분류될 수 있다:

각각 MyHC-I, MyHC-IIa, MyHC-IIb, MyHC-IIx를 고도로 발현하는

제1형(type I), 제2형 a(type IIa), 제2형 b(type IIb), 제2형 x(type IIx)이다.

MyHC-IIb는 상대적으로 빠른 수축 속도와

높은 ATP 가수분해 속도를 보이며,

그 다음으로 MyHC-IIx, MyHC-IIa, MyHC-I 순으로 낮아집니다.

또한 다양한 운동 요구를 충족시키기 위해

두 가지 이상의 MyHC를 고수준으로 발현하는

혼합 섬유도 존재합니다.

일반적으로 II형 섬유는

해당 MyHC 발현에 따른 ATP 가수분해 속도에 기반하여

“신속 수축 섬유”로 분류되며,

I형 섬유는 “지속 수축 섬유”로 분류됩니다 [17,18].

slow-oxidative fibers (type I)

fast-oxidative fibers (type IIa)

fast-glycolytic fibers (type IIx and type IIb)

근섬유의 MyHC 구성은

종종 대사 특성과 관련이 있습니다.

비록 당분해가 산화 호흡보다 적은 ATP를 생성하지만,

신속 근섬유는 당분해로부터의 신속한 ATP 생성에 의존합니다.

반면,

느린 근섬유는 장시간 활동을 지원하기 위해

산화적 호흡으로부터 지속되는 ATP 생산을 활용한다.

당분해 대사를 나타내는 α-글리세로포스페이트 탈수소효소(GPD) 활성에 대한 조직화학 염색은

MyHC-IIb 및 MyHC-IIx가 풍부한 섬유에서 가장 높고,

MyHC-IIa에서 중간 수준이며,

MyHC-I에서 가장 낮다.

α-glycerophosphate dehydrogenase(GPD)는 효소로,

그 활성 수준은 갑상선 호르몬(특히 T3가 증가하면 GPD 활성도도 증가)이나 성호르몬 등의

다양한 요인에 의해 영향을 받는다.

이 효소는 대사 과정에 관여하며,

간 및 기타 조직에서 갑상선 호르몬 효과를 평가하는 데 사용할 수 있다.

연구에 따르면 GPD 활성의 변화는

대사율, 갑상선 호르몬 상태, 심지어 암 진행의 보조적 지표로 활용될 수 있다.

반대로,

쥐의 비복근에서 MyHC-IIa가 풍부한 섬유는

산화 대사를 나타내는 숙신산 탈수소효소(SDH) 활성이 가장 높고,

그 다음으로 MyHC-I > IIx > IIb 순으로 나타난다.

쥐의 비복근과 유사하게,

인간의 대퇴사두근 외측두근에서는 MyHC-IIx 섬유에서 GPD 활성이 높고,

MyHC-IIa에서 중간 정도의 활성을 보이며,

MyHC-I에서 낮은 활성을 보입니다.

성인 인간의 사지 근육에서는

MyHC-IIb 발현 섬유가 확인되지 않았으며,

상대적인 SDH 활성은 반전됩니다.

수축 및 대사 특성의 분류를 결합하여

근섬유는 세 가지 하위 그룹으로 추가 분류됩니다:

느린 산화성 섬유(I형),

빠른 산화성 섬유(IIa형),

빠른 당분해성 섬유(IIx형 및 IIb형) [19].

slow-oxidative fibers (type I)

fast-oxidative fibers (type IIa)

fast-glycolytic fibers (type IIx and type IIb)

Muscle fiber diversity is generally thought to be determined by its corresponding α-motor neuron for controlling a variety of force and motor tasks. Three subgroups of α-motor neurons are characterized by their excitability and firing pattern to control muscle contraction. Based on impulse activity, long-lasting trains, and frequency of firing measured by continuous electromyography recording implanted in the rat muscles, α-motor neurons coupled with their controlled muscle fiber types are classified as fast-fatigable (innervated type IIb or IIx fibers), fatigue-resistant (innervated type IIa fibers), and slow (innervated type I fibers) motor units. The impulse activity per 24 hrs and train duration is higher in slow α-motor neurons, intermediate in fatigue-resistant α-motor neurons, and lowest in fast-fatigable α-motor neurons. Correspondingly, type I fibers are often used to maintain posture and stabilize bone and joints, and type IIa fibers are explicated long-lasting and repetitive movements, such as respiration. Yet, fast-fatigable α-motor neurons have a relatively higher firing frequency, followed by fatigue-resistant and slow α-motor neurons. Thus, type IIx and IIb fibers are fit for rapid and robust movements, such as sprinting and weightlifting [20].

Muscle is a highly plastic tissue that can alter its size, metabolic properties, fiber type proportion, and other parameters during its life course. The plasticity of muscle fiber adapting to demands from various motor tasks highly relies on the modulation of mitochondria activities, such as ATP generation and calcium uptake capacity. In this section, we summarize the recent findings on profiling mitochondria properties in different types of skeletal muscle fibers, as well as their physiological relevance to muscle performance. Many other excellent reviews have focused on various aspects of motor neuron and neuromuscular junctions in regulating skeletal muscle functions, and the readers are thus referred to them [21,22].

근섬유의 다양성은

일반적으로 다양한 힘과 운동 작업을 제어하기 위한

해당 α-운동 뉴런에 의해 결정되는 것으로 여겨집니다.

α-운동뉴런의 세 가지 하위군은

근육 수축을 제어하는 흥분성과 발화 패턴에 따라 특징지어진다.

쥐 근육에 이식된 연속적 근전도 기록을 통해 측정된

충동 활동, 지속적 발화열, 발화 빈도에 기반하여,

α-운동뉴런과 그에 의해 제어되는 근섬유 유형은 다음과 같이 분류된다:

빠른 피로성(IIb형 또는 IIx형 섬유에 신경 분포),

피로 저항성(IIa형 섬유에 신경 분포),

느린(I형 섬유에 분포) 운동 단위로 분류됩니다.

fast-fatigable (innervated type IIb or IIx fibers),

fatigue-resistant (innervated type IIa fibers), and

slow (innervated type I fibers) motor units

24시간당 충동 활동과 열 지속 시간은

느린 α-운동 뉴런에서 가장 높고,

내성성 α-운동 뉴런에서 중간 수준이며,

빠른 피로성 α-운동 뉴런에서 가장 낮습니다.

The impulse activity per 24 hrs and train duration is

higher in slow α-motor neurons,

intermediate in fatigue-resistant α-motor neurons, and

lowest in fast-fatigable α-motor neurons

이에 따라 제1형 섬유는

주로 자세 유지 및 뼈와 관절 안정화에 사용되며,

제2a형 섬유는 호흡과 같은 지속적이고 반복적인 운동을 담당한다.

그러나

빠른 피로성 α-운동뉴런은 상대적으로 높은 발화 빈도를 보이며,

그 다음으로 피로저항성 및 느린 α-운동뉴런이 뒤따른다.

따라서

제2x형 및 제2b형 섬유는

단거리 달리기나 역도와 같은 빠르고 강력한 운동에 적합하다 [20].

근육은 생애 주기 동안 크기,

대사 특성, 섬유 유형 비율 및 기타 매개변수를 변화시킬 수 있는 높은 가소성을 지닌 조직이다.

다양한 운동 과제의 요구에 적응하는 근섬유의 가소성은

ATP 생성 및 칼슘 흡수 능력과 같은 미토콘드리아 활동의 조절에 크게 의존한다.

본 절에서는

다양한 골격근 섬유 유형별 미토콘드리아 특성 분석과

근육 기능 수행에 대한 생리학적 관련성에 관한

최신 연구 결과를 요약한다.

운동신경 및 신경근 접합부가

골격근 기능을 조절하는 다양한 측면에 초점을 맞춘 우수한 리뷰들이 다수 존재하므로

독자들은 해당 문헌들을 참고할 것을 권한다 [21,22].

2.1. Mitochondria Content and Oxidative Activity in Different Muscle Fiber Types

Mitochondria content and oxidative activity are closely related to the ATP demand of the muscle. Generally, type I and type IIa fibers contain more mitochondria compared to type IIx and IIb fibers, which positively correlate with increased oxidative activity measured by SDH histochemical assay as described above. Diverse muscle types have different levels of mitochondria content, which is controlled by transcription factors governing mitochondria biogenesis [23,24]. Peroxisome proliferator-activated receptor γ ( PPARγ) coactivator 1α (Pgc1α) is the most well-studied co-transcription factor, regarded as the core regulator of mitochondria biogenesis on the transcription level. In skeletal muscle, Pgc1α interacts with transcription factors: nuclear respiratory factor 1/2 (NRF1/2), whose target genes are mainly involved in the electron transport chain (ETC), and estrogen-related receptor α (ERRα), whose target genes are involved in the nuclear-encoded mitochondrial genes, as well as mitochondrial transcription factor A (TFAM), which regulates the replication of mtDNA and transcription of mitochondria-encoded genes [25].

2.1. 다양한 근섬유 유형의 미토콘드리아 함량 및 산화 활성

미토콘드리아 함량과 산화 활성은

근육의 ATP 수요와 밀접한 관련이 있습니다.

일반적으로 제1형 및 제2a형 섬유는

제2x형 및 제2b형 섬유에 비해 더 많은 미토콘드리아를 함유하며,

이는 앞서 설명한 SDH 조직화학 검사로 측정된 증가된 산화 활성과 양의 상관관계를 보입니다.

다양한 근육 유형은

미토콘드리아 생성을 조절하는 전사 인자에 의해 제어되는

서로 다른 수준의 미토콘드리아 함량을 가집니다 [23,24].

퍼옥시좀 증식 활성화 수용체 γ(PPARγ) 공동 활성화 인자 1α(Pgc1α)는

전사 수준에서 미토콘드리아 생성의 핵심 조절자로 간주되는

가장 잘 연구된 공동 전사 인자입니다.

골격근에서 Pgc1α는 전사 인자들과 상호작용합니다:

핵 호흡 인자 1/2(NRF1/2)는

주로 전자 전달 사슬(ETC)에 관여하는 표적 유전자를 가지며,

에스트로겐 관련 수용체 α(ERRα)는

핵에서 암호화된 미토콘드리아 유전자 및 미토콘드리아 전사 인자 A (TFAM)과 상호작용합니다.

TFAM은

mtDNA 복제와 미토콘드리아 유전자 전사를 조절합니다 [25].

Genetic modifications of these transcription factors have been demonstrated to affect fiber-type composition in mice.

In transgenic mice with muscle-specific overexpression‎ of Pgc1α, the mitochondrial oxidative phosphorylation system (OXPHOS) enzyme activities, such as SDH and cytochrome c oxidase (COX), were enhanced and correlated with an increase in the fiber type I and IIa (oxidative fiber) in muscle [26,27,28]. Pgc1α transgenic mice have an augmented mitochondrial count, and the genes related to OXPHOS and tricarboxylic acid (TCA) cycle are also increased in their muscle as a result. In contrast, mice with muscle-specific Pgc1α knockout by deleting floxed Pgc1α alleles using Cre recombinase under the control of the myogenin promoter and Mef2c enhancer (Myo-Cre) exhibit a muscle fiber type transition from oxidative fiber (type I and IIa) to glycolytic fiber (type IIb and IIx), as shown in the classification of muscle fiber type staining [27,29]. Targeted deletion of Pgc1α in muscles has weakened muscle strength and augmented muscle damage after strenuous treadmill exercise.

Muscle fiber-specific single knockout of Errγ or Errα, two highly expressing ERR isoforms in skeletal muscle, using Cre recombinase driven by the human alpha-skeletal actin promoter (HSA-Cre) shows no significant impact on skeletal muscle architecture or functionality. Yet, double knockout of Errγ/α in skeletal muscle fiber (Errγ/αmKO) reduces the endurance running performance, as shown by shorter running distance and time on the treadmill, as well as the voluntary wheel [30,31]. RNA-seq analysis reveals that double knockout of Errγ/α reduces the expression‎ level of genes involved in mitochondrial oxidative metabolism programs, which further confirm‎s that ERRs are the main transcription factors that regulate mitochondria biogenesis.

이러한 전사 인자들의 유전적 변형이 생쥐의 섬유형 구성에 영향을 미친다는 것이 입증되었습니다.

근육 특이적으로 Pgc1α를 과발현하는 형질전환 마우스에서는 SDH 및 시토크롬 c 산화효소(COX)와 같은 미토콘드리아 산화적 인산화 시스템(OXPHOS) 효소 활성이 증가했으며, 이는 근육 내 섬유 유형 I 및 IIa(산화성 섬유)의 증가와 상관관계가 있었습니다 [26,27,28]. Pgc1α 트랜스제닉 마우스는 미토콘드리아 수가 증가하며, 그 결과 근육에서 OXPHOS 및 트리카르복실산(TCA) 회로 관련 유전자 발현도 증가한다. 반면, 마이오제닌 프로모터와 Mef2c 인핸서 조절 하에 Cre 재조합효소를 이용해 플록스드 Pgc1α 대립유전자를 삭제하여 근육 특이적 Pgc1α 녹아웃을 유도한 마우스 (Myo-Cre)를 통해 근육 특이적 Pgc1α를 노크아웃한 마우스는 근섬유 유형 염색 분류에서 나타난 바와 같이 산화성 섬유(I형 및 IIa형)에서 당분해성 섬유(IIb형 및 IIx형)로의 근섬유 유형 전환을 보입니다 [27,29]. 근육에서 Pgc1α를 표적 삭제하면 근력이 약화되고 격렬한 러닝머신 운동 후 근육 손상이 증가합니다.

골격근에서 고도로 발현되는 두 가지 ERR 이소형인 Errγ 또는 Errα의 근섬유 특이적 단일 녹아웃을 인간 알파-골격근 액틴 프로모터(HSA-Cre)에 의해 유도되는 Cre 재조합효소를 사용하여 수행했을 때, 골격근 구조나 기능성에 유의미한 영향은 나타나지 않았다. 그러나 골격근 섬유에서 Errγ/α의 이중 결손(Errγ/αmKO)은 러닝머신 및 자발적 휠에서 더 짧은 달리기 거리와 시간으로 나타난 바와 같이 지구력 달리기 성능을 저하시킵니다 [30,31]. RNA-seq 분석에 따르면 Errγ/α의 이중 결손은 미토콘드리아 산화 대사 프로그램에 관여하는 유전자의 발현 수준을 감소시키며, 이는 ERR이 미토콘드리아 생성을 조절하는 주요 전사 인자임을 다시 한번 확인시켜 줍니다.

Moreover, loss of muscle Errγ/α lowers the vascular supply analyzed by immunostaining of CD31, an endothelial marker of capillary, in tibialis anterior (TA) muscle, and enhances muscle fatigue measured in the plantar flexion fatigue analysis. Genes involved in mitochondrial biogenesis and fatty acid oxidation were downregulated in Errγ/α-deficient gastrocnemius (GAS) muscle. Enzymatic activity of NADH and SDH for the mitochondrial complex I and II, respectively, are reduced in Errγ/α-deficient TA muscle. Correspondingly, mitochondrial respiration analyzed by seahorse essay was also lower in single muscle fiber isolated from the flexor digitorum brevis (FDB) muscle of Errγ/αmKO mice. Electron microscope results show that the size and density of mitochondria are significantly reduced in both subsarcolemmal and intermyofibrillar regions of TA muscle. Despite the reduced features of oxidative fiber, the characterization of muscle fiber type in TA muscle revealed an unexpected increase in a higher proportion of type IIa (oxidative fiber), lower type IIx (oxidative/glycolytic fiber), and comparable type IIb (glycolytic fiber) in Errγ/αmKO mice [31]. Conversely, overexpression‎ of Errγ in skeletal muscle has been demonstrated to enhance oxidative capacity, as indicated by augmented endurance exercise capacity and higher mitochondria enzyme activity [32]. Converting glycolytic into oxidative fiber transition was evident in Errγ transgenic mouse muscle [33,34]. Overexpression‎ of Errγ promotes fiber type transformation and is accompanied by the induction of angiogenesis-related genes, another feature of oxidative fiber [34]. Similar phenotypes of promoting muscle angiogenesis have also been reported in mice with overexpression‎ of Errα in skeletal muscle [35].

또한, 근육 Errγ/α의 손실은 전경골근(TA)에서 모세혈관의 내피 마커인 CD31의 면역염색을 통해 분석한 혈관 공급을 감소시키고, 발바닥 굴곡 피로 분석에서 측정된 근육 피로를 증가시킵니다. 미토콘드리아 생성과 지방산 산화에 관여하는 유전자들은 Errγ/α 결핍 비복근(GAS)에서 하향 조절되었다. 미토콘드리아 복합체 I과 II에 각각 해당하는 NADH 및 SDH의 효소 활성은 Errγ/α 결핍 TA 근육에서 감소하였다. 이에 따라, Errγ/αmKO 마우스의 단축지근(FDB) 근육에서 분리된 단일 근섬유에서 분석한 미토콘드리아 호흡도 낮았다. 전자현미경 결과는 TA 근육의 근막하 및 근섬유간 영역 모두에서 미토콘드리아의 크기와 밀도가 현저히 감소했음을 보여준다. 산화성 섬유의 감소된 특징에도 불구하고, TA 근육에서 근섬유 유형의 특성화는 Errγ/αmKO 마우스에서 IIa형(산화성 섬유)의 비율이 예상치 못하게 증가하고, IIx형(산화성/당분해성 섬유)의 비율은 낮으며, IIb형(당분해성 섬유)의 비율은 비슷한 것으로 나타났습니다 [31]. 반대로 골격근에서 Errγ의 과발현은 지구력 운동 능력 향상과 미토콘드리아 효소 활성 증가로 나타난 바와 같이 산화 능력을 증진시키는 것으로 입증되었다 [32]. Errγ 트랜스제닉 마우스 근육에서는 당분해 섬유가 산화 섬유로 전환되는 현상이 뚜렷하게 관찰되었다[33,34]. Errγ 과발현은 섬유 유형 전환을 촉진하며, 산화 섬유의 또 다른 특징인 혈관신생 관련 유전자 발현 유도를 동반한다[34]. 골격근에서 Errα를 과발현한 마우스에서도 유사한 근육 혈관신생 촉진 표현형이 보고된 바 있다[35].

Another transcription factor interacting with Pgc1α, Nrf2, activates not only gene expression‎ involved in the ETC but also numerous antioxidant and detoxification enzymes in response to oxidative stress. Nrf2 was negatively regulated by the Kelch ECH-associating protein 1 (Keap1) complex. Under basal conditions, Nrf2 was sequestered in the cytoplasm by Keap1, which subjected Nrf2 to a ubiquitination–proteasome system for degradation. Thus, interruption of the binding between Nrf2 and Keap1 stabilizes and activates Nrf2. Mice with Nrf2 or Keap1 flox allele were crossed with transgenic mice expressing HSA-CRE-ER, where Cre recombinase is driven by human skeletal actin promoter and activated in the presence of tamoxifen; mice with tamoxifen-induced deletion of Nrf2 or Keap1 in adult skeletal muscle were generated. Tamoxifen was administered via intraperitoneal injection (2 mg/day for 5 consecutive days) in 4-month-old mice. Twenty weeks post-injection, 9-month-old Nrf2 muscle knockout mice exhibited significantly reduced maximal running speed, distance, and duration on treadmill running tests and lower in situ muscle contraction evoked by electrical stimulation. Correspondingly, mitochondrial biogenesis and respiratory were reduced in Nrf2-deficient myofiber. In contrast, 9-month-old Keap1 muscle knockout mice, which increase the Nrf2 protein level in skeletal muscle, have enhanced exercise capacity and maximal force generation, opposite to Nrf2 muscle knockout mice [36].

Pgc1α와 상호작용하는 또 다른 전사인자 Nrf2는 산화 스트레스에 반응하여 전자전달계(ETC) 관련 유전자 발현뿐만 아니라 수많은 항산화 및 해독 효소도 활성화한다. Nrf2는 Kelch ECH-associating protein 1 (Keap1) 복합체에 의해 음성 조절되었다. 기초 조건에서 Nrf2는 Keap1에 의해 세포질에 격리되어 Nrf2를 분해를 위한 유비퀴틴화-프로테아좀 시스템에 노출시켰다. 따라서 Nrf2와 Keap1 간의 결합이 차단되면 Nrf2가 안정화되고 활성화됩니다. Nrf2 또는 Keap1 플록스 대립유전자를 가진 마우스를 HSA-CRE-ER를 발현하는 트랜스제닉 마우스와 교배시켰습니다. 여기서 Cre 재조합효소는 인간 골격근 액틴 프로모터에 의해 조절되며 타목시펜 존재 하에서 활성화됩니다. 성체 골격근에서 타목시펜에 의해 Nrf2 또는 Keap1이 삭제된 마우스를 생성했습니다. 4개월령 생쥐에 타목시펜을 복강 내 주사(2mg/일, 5일 연속)로 투여하였다. 주사 20주 후인 9개월령 Nrf2 근육 녹아웃 생쥐는 러닝머신 달리기 테스트에서 최대 달리기 속도, 거리, 지속 시간이 현저히 감소하였으며, 전기 자극에 의한 현장 근육 수축도 낮았다. 이에 상응하여 Nrf2 결핍 근섬유에서는 미토콘드리아 생성과 호흡 기능이 감소하였다. 반면, 골격근 내 Nrf2 단백질 수준을 증가시키는 9개월령 Keap1 근육 녹아웃 마우스는 Nrf2 근육 녹아웃 마우스와 반대되는 향상된 운동 능력과 최대 힘 생성 능력을 보였다 [36].

Oxidative fibers have higher mitochondria volume density than glycolytic fibers, with greater mitochondria complex protein expression‎ and mtDNA copy number [37,38]. As for the mitochondria content, mitochondria isolated from red and white porcine skeletal muscle using Percoll gradients showed no difference in mitochondria complex protein composition via a two-dimensional differential in gel electrophoresis between these two muscles [39]. Yet, respiratory activity in isolated mitochondria yielded a greater oxidative capacity when fatty acids (palmitoyl-carnitine and malate) acted as a substrate in porcine vastus intermedius muscles (70% oxidative fibers) than in gracilis muscles (70% glycolytic fibers). There is no difference in respiratory activities from other substrates, including carbohydrates (pyruvate and malate) or protein (glutamate and malate) between these two muscles. A similar result has been reported in isolated mitochondria from rat soleus muscles (oxidative fibers), which have greater respiratory activity on fatty acids compared to the extensor digitorum longus (EDL) muscles (glycolytic fibers) [40,41]. Single muscle fiber proteomics studies also confirm‎ fiber-type differences in mitochondrial substrate oxidation. By proteomic analysis, the relative abundance of MyHC isoforms correlates with variations among mitochondrial proteomes in skeletal muscles from 3-month-old mice [42]. Mitochondrial enzymes in the mitochondrial matrix responsible for fatty acid oxidation are most preval‎ent in Myosin heavy chain 7 (Myh7)-enriched fibers (type I, slow-oxidative), and mitochondrial OXPHOS proteins are highly presented in Myh2-enriched fibers (type IIa, fast-oxidative). Proteins related to pyruvate metabolism and the TCA cycle are most abundant in Myh1-enriched fibers (type IIX, fast-glycolytic). The highest levels of GPD2, the mitochondrial component of the glycerophosphate shuttle, are present in Myh4-enriched fibers (type IIb, fast-glycolytic). The fiber type-specific profiles of mitochondrial proteomes are also present in humans. While humans did not have Myh4-enriched fibers, mitochondrial proteins involved in beta-oxidation, OXPHOS, and TCA cycles are greatly expressed in Myh7-enriched fibers. In contrast, mitochondrial enzymes involved in glycerophosphate shuttle are especially abundant in Myh1-enriched fibers, and Myh2-enriched fibers have intermediated expression‎ for them [43].

산화성 섬유는

당분해성 섬유보다 미토콘드리아 부피 밀도가 높으며,

미토콘드리아 복합체 단백질 발현과 mtDNA 사본 수가 더 많다[37,38].

미토콘드리아 함량에 관해,

퍼콜(Percoll) 구배를 이용해 돼지 적색 및 백색 골격근에서 분리된 미토콘드리아는

이차원 차등 겔 전기영동(2D-DGGE)을 통해

두 근육 간 미토콘드리아 복합체 단백질 구성에 차이가 없음을 보여주었다 [39].

그러나

분리된 미토콘드리아의 호흡 활성도는

돼지 대퇴사두근(70% 산화성 섬유)에서 지방산(팔미토일카르니틴 및 말산)이 기질로 작용할 때,

대퇴내전근(70% 당분해성 섬유)보다 더 큰 산화 능력을 나타냈다.

탄수화물(피루브산 및 말산)이나 단백질(글루타메이트 및 말산)을 포함한 다른 기질에서의 호흡 활성은 두 근육 간 차이가 없었다. 쥐의 비복근(산화성 섬유)에서 분리된 미토콘드리아에서도 유사한 결과가 보고되었는데, 이는 장지신근(EDL, 당분해성 섬유)에 비해 지방산에 대한 호흡 활성이 더 높았다[40,41]. 단일 근섬유 단백질체학 연구 역시 미토콘드리아 기질 산화에 있어 섬유 유형별 차이를 확인한다. 단백질체학적 분석에 따르면, 3개월령 생쥐 골격근에서 미토콘드리아 단백질체 간 변이와 MyHC 이소형의 상대적 풍부도가 상관관계를 보인다[42]. 지방산 산화를 담당하는 미토콘드리아 매트릭스 내 효소들은 마이오신 중쇄 7(Myh7)이 풍부한 섬유(I형, 느린 산화형)에서 가장 많이 발견되며, 미토콘드리아 산화적 인산화(OXPHOS) 관련 단백질들은 Myh2가 풍부한 섬유(IIa형, 빠른 산화형)에서 고도로 발현된다. 피루브산 대사와 TCA 사이클 관련 단백질은 Myh1이 풍부한 섬유(IIX형, 빠른 당분해형)에서 가장 풍부하다. 글리세로인산 셔틀의 미토콘드리아 구성 요소인 GPD2의 최고 수준은 Myh4가 풍부한 섬유(IIb형, 빠른 당분해형)에서 관찰된다. 미토콘드리아 단백질체의 섬유 유형 특이적 프로파일은 인간에서도 존재한다. 인간은 Myh4 풍부 섬유를 보유하지 않았으나, 베타 산화, OXPHOS 및 TCA 사이클 관련 미토콘드리아 단백질은 Myh7 풍부 섬유에서 크게 발현된다. 반면 글리세로인산 셔틀 관련 미토콘드리아 효소는 특히 Myh1 풍부 섬유에서 풍부하며, Myh2 풍부 섬유는 중간 수준의 발현을 보인다 [43].

As described above, the unique metabolic property of each muscle fiber type is thought to match the metabolic demand from different compositions of MyHC isoforms. Muscle-specific Pgc1α overexpression‎ results in profound increases in oxidative properties in the skeletal muscle of transgenic mice. The Pgc1α transgenic mice not only have a greater endurance running capacity [26,27], but they also have a higher level of fatty acid oxidation in isolated mitochondria from their hind limbs [44], as well as in the ex vivo skeletal muscle fiber [45] as another indicator of enhanced oxidative properties of skeletal muscle. It is postulated that increased fatty acid oxidation can enhance endurance exercise performance. Peroxisome proliferator-activated receptor β (Pparβ, also known as Pparδ) is the major transcriptional regulator of fatty acid metabolism in skeletal muscle. Transgenic over-expression‎ of Pparβ in skeletal muscle promotes fatty acid catabolism and endurance exercise performance [46,47]. Mitochondrial activities and contents are also increasing in Pparβ transgenic mice. Reversely, myofiber-specific ablation of Pparβ using HAS-Cre reduces fatty acid catabolism [48] without affecting fiber type specification in skeletal muscle [49]. Moreover, the deletion of Pparβ abolishes exercise-induced metabolic shift from glucose to fatty acid, which in turn weakens the improved endurance capacity upon exercise training [49]. Together, these studies implied that the metabolic and fiber-type transcription program is tightly coupled.

위에서 설명한 바와 같이,

각 근섬유 유형의 고유한 대사 특성은

서로 다른 MyHC 이소형 구성에 따른 대사 요구와 일치하는 것으로 생각됩니다.

근육 특이적 Pgc1α 과발현은

형질전환 마우스의 골격근에서 산화 특성의 현저한 증가를 초래합니다.

Pgc1α 트랜스제닉 마우스는

장거리 달리기 능력이 향상될 뿐만 아니라[26,27],

후지(後肢)에서 분리된 미토콘드리아[44]와 생체 외 골격근 섬유[45]에서

지방산 산화 수준이 높아져 골격근의 산화적 특성이 강화되었음을 보여준다.

지방산 산화 증가가 지구력 운동 성능을 향상시킬 수 있다고 추정된다. 과산화체 증식 활성화 수용체 β(Pparβ, Pparδ라고도 함)는 골격근에서 지방산 대사의 주요 전사 조절인자이다. 골격근에서 Pparβ의 트랜스제닉 과발현은 지방산 분해 및 지구력 운동 능력을 촉진한다[46,47]. Pparβ 트랜스제닉 마우스에서는 미토콘드리아 활동과 함량 또한 증가한다. 반대로, HAS-Cre를 이용한 근섬유 특이적 Pparβ 제거는 골격근 내 섬유 유형 특이성에 영향을 주지 않으면서 [49] 지방산 이화 작용을 감소시킨다 [48]. 더욱이, Pparβ 결손은 운동 유발성 포도당에서 지방산으로의 대사 전환을 소멸시키며, 이는 결과적으로 운동 훈련에 따른 지구력 향상 효과를 약화시킨다 [49]. 종합하면, 이러한 연구들은 대사 및 섬유 유형 전사 프로그램이 긴밀히 연동됨을 시사한다.

As for humans, muscle fiber type transitions that have long been noticed can adapt to various types of exercise. Previous studies have shown that endurance exercise, which consumes more oxygen than resistance exercise, tends to increase the proportion of oxidative fibers [50,51,52]. The nuclear abundance of Pgc1α was increased after a 90 min cycling compared to the biopsy extracted before exercise in eight healthy young men (age 29 ± 3 years) active in endurance exercise training [53], supporting the conserved signaling pathway regulating mitochondrial biogenesis and exercise adaptation in mammals. The effect of resistance exercise itself on mitochondria remains inclusive. Most studies support that the mitochondria content is decreased upon resistance exercise due to increased muscle fiber cross-section area as shown by lower SDH staining intensity [54,55] and reduced numerous enzyme activities, including citrate synthase [56,57], hexokinase, myofibrillar ATPase, citrate synthase, phosphofructokinase, myokinase and creatine kinase [58], termed “resistance training-induced mitochondria dilution”.

However, other studies reported that resistance exercise does not affect mitochondria content, although similar techniques are used to measure them [59,60,61]. The discrepancy might result from the different resistance exercise types (combined eccentric and concentric or concentric resistance training), especially muscle hypertrophy, which was not observed in the studies [59,61]. Due to gender differences, only women were recruited in the second study, which might have lower gains in muscle mass response to resistant exercise compared to men and could confound the interpretation of the result [60].

인간의 경우, 오랫동안 관찰되어 온 근섬유 유형 전환은 다양한 유형의 운동에 적응할 수 있다. 기존 연구에 따르면 저항 운동보다 더 많은 산소를 소비하는 지구력 운동은 산화성 섬유의 비율을 증가시키는 경향이 있다[50,51,52].

지구력 운동 훈련을 활발히 수행하는 건강한 젊은 남성 8명(평균 연령 29 ± 3세)을 대상으로 한 연구에서,

운동 전 채취한 생검 조직 대비 90분 사이클링 후 Pgc1α의 핵 내 농도가 증가한 것으로 확인되었다[53].

이는 포유류에서

미토콘드리아 생성과 운동 적응을 조절하는 보존된 신호 전달 경로를 뒷받침한다.

저항 운동 자체가 미토콘드리아에 미치는 영향은 여전히 포괄적이다.

대부분의 연구는 저항 운동 시 근섬유 단면적 증가로 인해 미토콘드리아 함량이 감소함을 지지한다. 이는 SDH 염색 강도 감소[54,55] 및 시트르산 합성효소[56,57], 헥소키나제, 근섬유 ATP아제, 시트르산 합성효소, 포스포프루토키나제, 미오키나제 및 크레아틴 키나제[58]와 같은 다수의 효소 활성 감소로 나타난다. 이를 “저항 운동 유발 미토콘드리아 희석”이라 부른다.

그러나 유사한 측정 기법을 사용했음에도 불구하고, 저항 운동이 미토콘드리아 함량에 영향을 미치지 않는다는 다른 연구 결과도 보고되었다[59,60,61]. 이러한 불일치는 서로 다른 저항 운동 유형(이심성 및 동심성 복합 저항 운동 또는 동심성 저항 운동), 특히 근비대 효과의 유무에서 비롯되었을 수 있다. 후자의 경우 연구에서 관찰되지 않았다[59,61]. 성별 차이로 인해 두 번째 연구에는 여성만 참여했는데, 이는 저항 운동에 대한 근육량 반응 증가가 남성보다 낮을 수 있으며 결과 해석에 혼란을 초래할 수 있다[60].

Despite the inconsistent findings on the mitochondria volume, the effect of resistance exercise on mitochondria function seems to reach a consensus that resistance exercise training can increase the mitochondria respiration activity in human skeletal muscle [62,63]. Eleven young, healthy, and physically active males (age 26 ± 5 years) were recruited to a 12-week resistance exercise training at an intensity of 60–80% of one-repetition maximum, the maximal weight an individual can lift for only one repetition [63]. There was a marked increase in lean body mass by 4% and the vastus lateralis muscle by 15%, as well as in muscle strength postexercise. Coupled mitochondrial respiration, particularly complex I, was increased in permeabilized muscle fibers, correlated with increased complex I abundance in the vastus lateralis muscle after training. Similarly, the long-term resistance-trained males (age 25.4 ± 6.1 years, n = 11) have higher state three mitochondrial respiration in permeabilized vastus lateralis fibers than nontrained but physically active males (age 25.4 ± 3.8 years, n = 11) [62]. Their maximal pulmonary O2 uptake (VO2max) and vastus lateralis muscle fractional O2 extraction are also greater during an acute incremental cycle ergometer. Thus, resistance exercise training led to a conspicuous increase in functional skeletal muscle mitochondrial respiration.

미토콘드리아 부피에 대한 연구 결과는 일관되지 않지만,

저항 운동이 미토콘드리아 기능에 미치는 영향에 대해서는

저항 운동 훈련이 인간 골격근의 미토콘드리아 호흡 활성을 증가시킬 수 있다는 점에 대한

합의가 이루어진 것으로 보인다 [62,63].

11명의 젊고 건강하며 신체 활동이 활발한 남성(평균 연령 26 ± 5세)을 대상으로

1회 최대 중량(개인이 단 한 번만 들어 올릴 수 있는 최대 중량)의 60~80% 강도로

12주간 저항 운동 훈련을 실시하였다[63].

훈련 후 근육량(4%)과 외측광근(15%)이 현저히 증가했으며

근력도 향상되었다.

투과성 근섬유에서 결합형 미토콘드리아 호흡, 특히 복합체 I이 증가했으며,

이는 훈련 후 외측광근에서 복합체 I의 풍부도 증가와 상관관계를 보였다.

마찬가지로,

장기간 저항 운동을 한 남성(25.4 ± 6.1세, n = 11)은 훈련을 받지 않았지만

신체 활동이 많은 남성(25.4 ± 3.8세, n = 11)보다

투과성 외측 대퇴근 섬유에서 상태 3 미토콘드리아 호흡이 더 높습니다 [62].

이들의 최대 폐산소 섭취량(VO2max)과

외측광근의 산소 추출 분율 또한 급격한 증분식 사이클 에르고미터 운동 중 더 높게 나타났다.

따라서

저항 운동 훈련은

기능적 골격근 미토콘드리아 호흡의 현저한 증가를 초래했다.

2.2. Mitochondria Oxidative Stress in Different Muscle Fiber Types

Although the primary function of mitochondria is energy production in the form of ATP, mitochondrial ROS generation is also essential for cellular homeostasis, which serves as a secondary messenger of various cell processes, such as cell renewal and differentiation. ROS functions as a key factor in activating various transcription programs [64,65] and glucose transport [66,67,68] in the muscle upon exercise stimuli. Treating antioxidants or inhibitors of ROS production attenuates exercise-mediated cellular adaptation [69]. As a side product of the mitochondrial oxidative phosphorylation process, mitochondria are consistently loaded with ROS. The overload of ROS is regarded as the primary cause of mitochondria dysfunction, contributing to mtDNA mutation, mitochondria membrane potential decrease, and mitochondria calcium accumulation [70]. The level of ROS is tightly controlled by generation and antioxidant defense systems in the cell. The general antioxidant defense systems comprise (1) antioxidant molecules that function through scavenging ROS, neutralizing the oxidative products, or inhibiting ROS generation, and (2) antioxidant enzymes, which decompose ROS.

2.2. 다양한 근섬유 유형에서의 미토콘드리아 산화 스트레스

미토콘드리아의 주요 기능은

ATP 형태의 에너지 생산이지만,

미토콘드리아 ROS 생성은 세포 재생 및 분화와 같은

다양한 세포 과정의 2차 신호 전달자로 작용하는 세포 항상성 유지에도 필수적이다.

ROS는

운동 자극 시 근육에서 다양한 전사 프로그램 활성화[64,65] 및

포도당 수송[66,67,68]의 핵심 요인으로 기능한다.

항산화제나 ROS 생성 억제제로 치료하면

운동에 의한 세포 적응이 약화된다[69].

미토콘드리아 산화적 인산화 과정의 부산물로 미토콘드리아는

지속적으로 ROS에 노출된다.

과도한 ROS는

미토콘드리아 기능 장애의 주요 원인으로 간주되며,

mtDNA 돌연변이, 미토콘드리아 막 전위 감소,

미토콘드리아 칼슘 축적에 기여한다 [70].

ROS 수준은 세

포 내 생성 및 항산화 방어 시스템에 의해 엄격히 조절됩니다.

일반적인 항산화 방어 시스템은

(1) ROS를 소거하거나 산화 생성물을 중화시키거나 ROS 생성을 억제하는 항산화 분자,

(2) ROS를 분해하는 항산화 효소로 구성됩니다.

To manage cellular ROS at the physiological level, mitochondria have developed as a central hub of antioxidant defense systems in the cell. In the simplified formula, superoxide dismutase (SOD) converting radical anion (O2•−) to hydrogen peroxide (H2O2) and molecular oxygen (O2), hydrogen peroxide (H2O2) will then be converted to water by glutathione peroxidase, peroxiredoxin, and catalase, therefore reducing ROS emission from mitochondria. Although glycolytic muscle fibers have ~50% fewer mitochondria compared to oxidative muscle fibers in rats, the free radical leak (H2O2 production/O2 consumption) is two-to-three-fold higher in permeabilized fiber bundles from glycolytic muscles (white GAS) than from oxidative muscles (soleus or red GAS) [71]. Consistently, the scavenging capacity of exogenous hydrogen peroxide is higher in the soleus, followed by red GAS, and lowest in white GAS, suggesting that mitochondria have the ability to decompose ROS from other cellular sources. It has been shown that mitochondria isolated from rat brains [72,73,74] or skeletal muscles [75,76] are able to eliminate exogenous hydrogen peroxide in the presence of respiratory substrates, suggesting that ROS scavenging is coupled with activated respiratory processes. The greater ROS scavenging capacity and lower oxidative stress reported above might be due to more antioxidant enzyme expression‎ in oxidative muscle, mostly resulting from higher content mitochondria. Since the normalization of glutathione peroxidase activity to the mitochondrial content, glutathione peroxidase activity is no different between glycolytic muscle and oxidative muscle fiber [71].

세포 내 ROS를 생리학적 수준에서 관리하기 위해 미토콘드리아는

세포 내 항산화 방어 시스템의 중심 허브로 진화했습니다.

단순화된 공식으로,

슈퍼옥사이드 디스뮤타제(SOD)는

라디칼 음이온(O2•−)을 과산화수소(H2O2)와 분자 산소(O2)로 전환하고,

과산화수소(H₂O₂)는 글루타티온 퍼옥시다제, 퍼옥시레독신, 카탈라제에 의해 물로 전환되어

미토콘드리아의 ROS 배출을 감소시킵니다.

비록 쥐의 당분해성 근섬유는 산화성 근섬유에 비해 미토콘드리아가 약 50% 적지만, 투과성 섬유 다발에서 자유 라디칼 누출(H₂O₂ 생성/O₂ 소비)은 당분해성 근육(백색 GAS)에서 산화성 근육(비복근 또는 적색 GAS)보다 2~3배 더 높다[71].. 일관되게, 외인성 과산화수소의 제거 능력은 비복근에서 가장 높고, 적색 GAS 근섬유에서 중간이며, 백색 GAS 근섬유에서 가장 낮아, 미토콘드리아가 다른 세포 기원에서 유래한 ROS를 분해할 수 있는 능력을 시사한다. 쥐 뇌[72,73,74] 또는 골격근[75,76]에서 분리된 미토콘드리아는 호흡 기질 존재 하에서 외인성 과산화수소를 제거할 수 있는 것으로 나타났으며, 이는 ROS 소거가 활성화된 호흡 과정과 연동됨을 시사한다. 상기 보고된 더 높은 ROS 소거 능력과 낮은 산화 스트레스는 산화성 근육에서 더 많은 항산화 효소 발현, 주로 더 높은 미토콘드리아 함량에 기인할 수 있다. 미토콘드리아 함량에 대한 글루타티온 퍼옥시다아제 활성의 정규화를 고려할 때, 글리콜리틱 근육과 산화성 근육 섬유 간 글루타티온 퍼옥시다아제 활성에는 차이가 없다[71].

Increased ROS level has been shown to activate uncoupling proteins, which catalyze the transport of protons across the mitochondrial membrane and dissipate energy, thus minimizing ROS generation in a feedback loop. Uncoupling protein isotype 3 (Ucp3) is the major uncoupling protein selectively expressed in skeletal muscle [77,78]. Mitochondria lacking Ucp3 produce more ROS isolated from the skeletal muscle of whole-body Ucp3 knockout mice [79]. The markers of oxidative damage, including Nε-(carboxymethyl)lysine (derived from protein adducts of lipid peroxidation product) and aminoadipic semialdehyde (major carbonyl products of metal-catalyzed protein oxidation), were significantly increased in mouse skeletal muscle lacking Ucp3 [80]. Using immunostaining to quantify Ucp3 expression‎ level in the vastus lateralis muscle of young men, Ucp3 expression‎ was shown to be highest in type IIx fiber and lowest in type I fiber [81,82]. The fiber-type specific Ucp3 expression‎ might serve as an alternative way for glycolytic fiber to cooperate with ROS generation.

증가된 ROS 수준은

미토콘드리아 막을 가로질러 양성자 수송을 촉매하고 에너지를 소모하여

피드백 루프에서 ROS 생성을 최소화하는 언커플링 단백질(Uncoupling Proteins)을 활성화하는 것으로 밝혀졌다.

탈결합 단백질 이소타입 3(Ucp3)은

골격근에서 선택적으로 발현되는 주요 탈결합 단백질이다[77,78].

전신 Ucp3 녹아웃 마우스의 골격근에서 분리된 Ucp3 결핍 미토콘드리아는 더 많은 ROS를 생성한다[79]. 산화 손상 표지자인 Nε-(카복시메틸)라이신(지질 과산화 생성물의 단백질 부가물 유래) 및 아미노아디픽 세미알데히드(금속 촉매 단백질 산화의 주요 카르보닐 생성물)는 Ucp3가 결핍된 생쥐 골격근에서 현저히 증가하였다 [80]. 젊은 남성의 대퇴사두근 외측근에서 Ucp3 발현 수준을 면역염색으로 정량한 결과, Ucp3 발현은 IIx형 섬유에서 가장 높고 I형 섬유에서 가장 낮은 것으로 나타났다 [81,82]. 섬유형 특이적 Ucp3 발현은 당분해 섬유가 ROS 생성과 협력하는 대체 경로로 작용할 수 있다.

Although Ucp3 could attenuate ROS generation, it, on the other hand, lowers respiratory efficiency. Skeletal muscle mitochondria lacking Ucp3 reduced uncoupled respiration (state IV respiration), while coupled respiration driven by oxidative phosphorylation (state III respiration in the presence of ADP) does not change, thus augmenting the state III/IV ratio [79]. Studies have found that endurance exercise training known to promote mitochondrial biogenesis and oxidative fiber transition lowers Ucp3 expression‎ in skeletal muscle, which is associated with increased VO2max in young, healthy males [83,84,85,86]. Ucp3 expression‎ is lower in all muscle fibers from the endurance-trained individuals (age 23 ± 5 years, n = 8) compared to the untrained but physically active counterparts (age 22 ± 3 years, n = 10), and the decrease of Ucp3 proteins was greater in the oxidative fibers than glycolytic fibers [85]. Since endurance exercise has been shown to recruit most slow-oxidative fibers (type I) after training, a subsequent study that includes high-intensity sprint training is known to recruit most fast-oxidative fibers (type IIa) for the comparison of fiber-type-specific reduction in Ucp3 [82]. Thirteen healthy and physically active young males (age 31 ± 6 years, n = 13) were recruited to a 6-weeks of either endurance (two interval sessions consisting of five to six intervals at an individual intensity corresponding to 70–80% of VO2max and one constant intensity session for 40 min at an intensity of 60% of VO2max per week) or sprint training (three sessions comprising 16–24 series of four to eight repetitions covering a distance of 40–80 m per week). Following training, endurance and sprint training had a comparable effect on decreasing Ucp3 transcription and protein levels in vastus lateralis muscles. While Ucp3 reduction was preferentially in type I after endurance training, the relative Ucp3 reduction was similar in all fiber types after sprint training, reflecting the fiber-type recruitment pattern by the respective training intensities. A lower Ucp3 content after training may be an adaptation that increases the efficiency of mitochondrial-coupled respiration and improves, in part, performance.

Ucp3는 ROS 생성을 억제할 수 있지만, 반대로 호흡 효율을 저하시킨다. Ucp3가 결핍된 골격근 미토콘드리아는 비결합 호흡(상태 IV 호흡)이 감소하는 반면, 산화적 인산화(ADP 존재 시 상태 III 호흡)에 의해 구동되는 결합 호흡은 변화하지 않아 상태 III/IV 비율을 증가시킨다 [79]. 연구에 따르면 미토콘드리아 생성과 산화성 섬유 전환을 촉진하는 것으로 알려진 지구력 운동 훈련은 골격근에서 Ucp3 발현을 감소시키며, 이는 젊은 건강한 남성의 VO2max 증가와 연관되어 있다[83,84,85,86]. Ucp3 발현은 훈련받지 않았지만 신체적으로 활동적인 대조군(연령 22 ± 3세, n = 10)에 비해 지구력 훈련을 받은 개인(연령 23 ± 5세, n = 8)의 모든 근섬유에서 더 낮았으며, Ucp3 단백질의 감소는 당분해 섬유보다 산화 섬유에서 더 컸습니다 [85]. 지구력 운동은 훈련 후 대부분 느린 산화성 섬유(I형)를 동원하는 것으로 밝혀졌으므로, 후속 연구에서는 Ucp3의 섬유 유형별 감소를 비교하기 위해 고강도 스프린트 훈련을 포함하여 대부분 빠른 산화성 섬유(IIa형)를 동원하는 것으로 알려져 있습니다 [82]. 건강하고 신체 활동이 활발한 젊은 남성 13명(연령 31 ± 6세, n = 13)을 대상으로 6주간 지구력 훈련(주당 VO2max의 70–80%에 해당하는 개인별 강도로 5~6회 구간을 수행하는 2회의 구간 훈련 세션과 VO2max의 60% 강도로 40분간 지속되는 1회의 일정 강도 세션) 또는 스프린트 훈련 (주당 40~80m 거리를 커버하는 4~8회 반복으로 구성된 16~24세트의 세션 3회). 훈련 후, 지구력 훈련과 스프린트 훈련 모두 대퇴사두근 외측두근에서 Ucp3 전사 및 단백질 수준을 감소시키는 유사한 효과를 나타냈다. 지구력 훈련 후 Ucp3 감소는 제1형 근섬유에서 우세하게 나타난 반면, 스프린트 훈련 후 상대적 Ucp3 감소는 모든 섬유 유형에서 유사하게 관찰되었으며, 이는 각 훈련 강도에 따른 섬유 유형 동원 패턴을 반영한다. 훈련 후 Ucp3 함량 감소는 미토콘드리아 결합 호흡 효율을 증가시키고 부분적으로 운동 능력을 향상시키는 적응 반응일 수 있다.

Whether reducing the ROS levels with antioxidant supplements could benefit muscle health has been a long-standing debate. In skeletal muscle, the combination of vitamin C (1000 mg/day) and vitamin E (400 IU/day) supplements abolished the improved insulin sensitivity induced by exercise training (a 4-week intensive exercise training) in healthy young men (age 25–35 years, n = 40) [87]. Molecularly, the exercise-induced expression‎ of genes involved in mitochondrial biogenesis and ROS scavenging were also blocked by antioxidant supplementation. Consistently, two double-blinded, randomized controlled trials indicated that antioxidant supplementation blunts molecular adaptations to endurance exercise, as well as to strength training. Fifty-four healthy young adults (aged 20–30 years, 28 females and 26 males) were recruited to an 11-week endurance running training [88]. Prior to this study, 40 participants were engaged in regular regimes of endurance exercise, while the other 14 had less frequent weekly exercise. Despite the block of endurance training-induced expression‎ of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit 4 (COX4) protein in vastus lateralis muscle, the daily supplements of vitamin C (1000 mg) and vitamin E (235 mg) did not diminish training-induced systemically VO2max and running performance (20 m shuttle run test). The second study on strength training involved 10 weeks of heavy-load traditional strength training at four weekly exercise sessions [89]. Thirty-two strength-trained volunteers (age 20–30 years, 11 female and 21 males) who were routinely engaged for one to four sessions of strength exercises weekly were recruited for this study. The muscle hypertrophy induced by strength exercise was not blocked; however, the gain of muscle strength was attenuated in the group with daily supplements of vitamin C (1000 mg) and vitamin E (235 mg). Collectively, these studies highlighted the significance of cellular ROS at a physiological level for muscle health and performance.

항산화제 보충제로

ROS 수준을 감소시키는 것이 근육 건강에 이로운지에 대한 논쟁은

오래 지속되어 왔다.

골격근에서 비타민 C(1000 mg/일)와 비타민 E(400 IU/일) 보충제의 병용은

건강한 젊은 남성(25-35세, n = 40)에서 운동 훈련(4주 집중 운동 훈련)에 의해 유도된

인슐린 감수성 개선 효과를 소멸시켰다[87].

분자 수준에서, 운동에 의해 유도된 미토콘드리아 생성과 ROS 제거 관련 유전자 발현 역시 항산화제 보충에 의해 차단되었다.

일관되게, 두 건의 이중맹검 무작위 대조 시험은

항산화제 보충이 지구력 운동과 근력 훈련에 대한 분자적 적응을 둔화시킨다는 것을 시사했다.

54명의 건강한 젊은 성인(20~30세, 여성 28명, 남성 26명)이 11주간의 지구력 달리기 훈련에 참여하였다[88]. 연구 시작 전, 40명의 참가자는 정기적인 지구력 운동을 수행하고 있었으며, 나머지 14명은 주간 운동 빈도가 낮았다. 대퇴사두근 외측두근에서 지구력 훈련에 의해 유도된 미토콘드리아 시토크롬 c 산화효소 서브유닛 4(COX4) 단백질 발현이 억제되었음에도 불구하고, 매일 비타민 C(1000mg)와 비타민 E(235mg)를 보충해도 훈련에 의해 유도된 전신 VO2max 및 달리기 성능(20m 셔틀런 테스트)은 감소하지 않았다.

근력 훈련에 관한 두 번째 연구는 주당 4회 운동 세션으로 구성된 10주간의 고중량 전통적 근력 훈련을 포함했다[89]. 주당 1~4회의 근력 운동을 정기적으로 수행하는 32명의 근력 훈련 자원자(20~30세, 여성 11명, 남성 21명)가 이 연구에 모집되었다. 근력 운동으로 유발된 근육 비대는 차단되지 않았으나, 비타민 C(1000mg)와 비타민 E(235mg)를 매일 보충한 그룹에서는 근력 증가가 감소하였다. 종합적으로, 이 연구들은 근육 건강과 성능에 있어 생리학적 수준에서 세포 내 ROS의 중요성을 부각시켰다.

2.3. Mitochondria Calcium Uptake in Different Muscle Fiber Types

Calcium plays multifactual roles in regulating muscle functions. For example, calcium alone is sufficient to trigger muscle contraction. The sarcoplasmic reticulum is a specialized type of endoplasmic reticulum regulating calcium homeostasis and is a primary calcium storage site in skeletal muscle. Mitochondria is another site to manage cytosolic calcium concentration. It was first demonstrated that mitochondria isolated from rat kidneys could take up calcium in an activated respiration-dependent manner [90,91]. Mitochondria are later found to tether with the sarcoplasmic reticulum network via mitochondria-associated membranes, where calcium enters mitochondria from the sarcoplasmic reticulum [92,93]. Calcium crosses the mitochondrial outer membrane by calcium-permeable channels and voltage-dependent anion channels (VDACs), and transports into the mitochondrial matrix by a highly selective channel, mitochondria calcium uniporter (Mcu). During muscle contraction, calcium fluxes into mitochondria to activate enzymes involved in the TCA cycle, including FAD-glycerol phosphate dehydrogenase [94], pyruvate dehydrogenase, NAD-isocitrate dehydrogenase and oxoglutarate dehydrogenase [95] and electron transport chains responsible for oxidative phosphorylation, including complex III and V, thereby increasing ATP production. In order to keep intra-mitochondrial calcium at the physiological level, there are two types of cation exchangers exerting calcium efflux: the Na+/Ca2+/Li+ exchanger (NCLX), and the H+/Ca2+ exchanger, leucine zipper-EF-hand containing transmembrane protein (LETM1). Impaired mitochondrial calcium efflux causes calcium accumulation in mitochondria. Mitochondria calcium overload induces a collapse of the mitochondrial membrane potential, leaving the sustained opening of the mitochondrial permeability transition pore (mPTP), a non-selective channel across the inner and outer layers of the mitochondrial membrane. Consequently, pro-apoptotic factors, such as cytochrome c, are released from the mitochondria matrix through mPTP into the cytosol, triggering apoptosis. Given the fact that calcium homeostasis is fundamental for skeletal muscle function, skeletal muscle has developed its unique mitochondrial calcium uniporter complex containing an alternative splice isoform of mitochondrial calcium uptake 1 (Micu1), which can activate Mcu at lower calcium concentrations in the cytosol, thereby sustaining mitochondrial calcium uptake and ATP production [96]. The loss function mutation of Micu1 was identified in a cohort of children suffering from muscle weakness and progressive involuntary movements with elevated serum creatine kinase levels, indicating skeletal muscle damage or degradation. The excessive mitochondrial calcium uptake was confirmed in the fibroblasts isolated from those young patients [97,98]. Impaired mitochondrial calcium homeostasis contributes to the pathophysiology of muscular dystrophy.

2.3. 다양한 근섬유 유형에서의 미토콘드리아 칼슘 흡수

칼슘은 근육 기능 조절에 다중 역할을 수행한다.

예를 들어, 칼슘 단독으로도 근육 수축을 유발하기에 충분하다.

근소포체는 칼슘 항상성을 조절하는 특수한 내소기관으로,

골격근 내 주요 칼슘 저장소이다.

미토콘드리아는

세포질 칼슘 농도를 관리하는

또 다른 장소이다.

쥐 신장에서 분리된 미토콘드리아가 활성화된 호흡 의존적 방식으로 칼슘을 흡수할 수 있다는 사실이 최초로 입증되었다[90,91]. 이후 미토콘드리아는 미토콘드리아 관련 막을 통해 근육질소망 네트워크와 연결되어 있으며, 여기서 칼슘이 근육질소망으로부터 미토콘드리아로 유입된다는 것이 밝혀졌다[92,93]. 칼슘은 칼슘 투과성 채널과 전압 의존성 음이온 채널(VDACs)을 통해 미토콘드리아 외막을 통과하며, 고도로 선택적인 채널인 미토콘드리아 칼슘 유니포터(Mcu)에 의해 미토콘드리아 매트릭스로 수송됩니다. 근육 수축 동안 칼슘은 미토콘드리아로 유입되어 FAD-글리세롤 인산 탈수소효소[94], 피루브산 탈수소효소, NAD-이소시트르산 탈수소효소 및 옥소글루타레이트 탈수소효소[95]를 포함한 TCA 사이클 관련 효소와 복합체 III 및 V를 포함한 산화적 인산화 반응을 담당하는 전자 전달 사슬을 활성화하여 ATP 생산을 증가시킵니다. 미토콘드리아 내 칼슘을 생리적 수준으로 유지하기 위해 칼슘 유출을 담당하는 두 종류의 양이온 교환체가 존재한다: Na+/Ca2+/Li+ 교환체(NCLX)와 H+/Ca2+ 교환체인 류신 지퍼-EF-핸드 함유 막횡단 단백질(LETM1)이다. 미토콘드리아 칼슘 유출 장애는 미토콘드리아 내 칼슘 축적을 유발한다. 미토콘드리아 칼슘 과부하는 미토콘드리아 막 전위의 붕괴를 유발하여, 미토콘드리아 막의 내막과 외막을 가로지르는 비선택적 통로인 미토콘드리아 투과성 전환 기공(mPTP)의 지속적인 개방을 초래합니다.

결과적으로 시토크롬 c와 같은 세포사멸 촉진 인자들이 mPTP를 통해 미토콘드리아 기질에서 세포질로 방출되어 세포사멸을 유발합니다. 칼슘 항상성은 골격근 기능의 기초가 된다는 점을 고려할 때, 골격근은 세포질 내 낮은 칼슘 농도에서도 Mcu를 활성화할 수 있는 미토콘드리아 칼슘 흡수 1(Micu1)의 대체 스플라이스 이소형을 포함하는 고유한 미토콘드리아 칼슘 유니포터 복합체를 발달시켰다. 이를 통해 미토콘드리아 칼슘 흡수 및 ATP 생산을 유지한다 [96]. 혈청 크레아틴 키나아제 수치가 상승한 근력 약화와 진행성 불수의적 운동을 보이는 소아 환자 집단에서 Micu1의 기능 상실 돌연변이가 확인되었으며, 이는 골격근 손상 또는 분해를 시사한다. 해당 소아 환자에서 분리된 섬유아세포에서 과도한 미토콘드리아 칼슘 흡수가 확인되었다[97,98].

미토콘드리아 칼슘 항상성 장애는

근이영양증의 병리생리학에 기여한다.

Recent studies using muscle-specific Mcu deletion mice showed impaired mitochondria calcium uptake, lowered capacity for treadmill running, and shifted metabolism toward fatty acid oxidation in skeletal muscle due to reducing the activity of pyruvate dehydrogenase, one of the enzymes activated by calcium [10,99]. Using MyoD-Cre, Cre recombinase, under the control of the MyoD locus that Mcu will be deleted from the progenitor cells of myofiber, did not affect muscle growth nor mitochondrial respiratory capacity [99]. In contrast, Gherardi et al., delete muscular Mcu using MLC1f-Cre, where Cre recombinase is only expressed in the differentiated muscle fiber, and its expression‎ since embryogenesis reduces fiber size and respiratory rate in Mcu-deficient myofiber [10]. Even though these two papers have different results on respiration activities and muscle growth, which may be caused by different Cre recombinase used in the studies, the phenotypes of skeletal muscle observed in muscle-specific Mcu deletion mice are much more subtle than in the whole-body Mcu knockout mice [100]. The discrepancy between whole-body and muscle-specific knockout might be due to the outsourcing supplement of fresh mitochondria from the muscle regeneration process or other cell lineages requiring further investment. In contrast, mice with muscle-specific Micu1 knockout have much more profound phenotypes in muscle dystrophy. Similar to patients who inherit Micu1 mutations, muscular Micu1 ablation by Ckmm–Cre, in which Cre recombinase under the control of creatine kinase promoter leads to Micu1 deletion in fully differentiated skeletal muscle fibers and cardiomyocytes, causes muscle weakness and atrophy in mice. The increased serum creatine kinase level in Micu1 muscle knockout mice is associated with impaired myofiber repair [101]. Micu1 ablation myofiber has reduced calcium influx into mitochondria during contracting, which contributes to poor exercise performance.

In terms of mitochondrial calcium management in the normal physiology of muscle fiber, mitochondrial calcium transporters and exchangers are highly expressed in oxidative fibers correlated with abundant mitochondria. A single-fiber proteomic study using vastus lateralis from young, healthy humans (aged 22–27 years, n = 4) reported ten-fold higher protein expression‎ of Mcu in oxidative fibers than in glycolytic fibers [43]. Not only do oxidative fibers have more mitochondria, but the mitochondria isolated from the oxidative fibers also have a greater capacity for calcium uptake in rats and rabbits [102]. Moreover, nine weeks of neuromuscular electrical stimulation on the thigh elevated protein levels of Mcu in the elderly (aged 71.4 ± 7.1 years, n = 10). The increased Mcu protein level was accompanied by improved physical activities eval‎uated by maximal isometric torque and chair rise test (the time required to rise from a chair with arms folded across the chest) post-training [103]. Thus, mitochondrial calcium management is indispensable for muscle health.

근육 특이적 Mcu 결손 마우스를 이용한 최근 연구에서는 칼슘에 의해 활성화되는 효소 중 하나인 피루브산 탈수소효소(PDH)의 활성 감소로 인해 골격근에서 미토콘드리아 칼슘 흡수 장애, 러닝머신 달리기 능력 저하, 지방산 산화로 대사 전환이 일어남이 관찰되었다 [10,99]. MyoD 유전자 좌위 조절 하에 MyoD-Cre 재조합 효소를 사용해 근섬유 전구세포에서 Mcu를 삭제했을 때, 근육 성장이나 미토콘드리아 호흡 능력에는 영향을 미치지 않았다[99]. 반면, Gherardi 등은 분화된 근섬유에서만 발현되는 Cre 재조합 효소인 MLC1f-Cre를 사용하여 근육 Mcu를 삭제했으며, 배아 발생 이후 발현 시 Mcu 결핍 근섬유의 섬유 크기와 호흡 속도가 감소하였다 [10]. 이 두 논문이 호흡 활동과 근육 성장에 대해 서로 다른 결과를 보인 것은 연구에 사용된 서로 다른 크레 재조합효소 때문일 수 있으나, 근육 특이적 Mcu 결손 마우스에서 관찰된 골격근 표현형은 전신 Mcu 녹아웃 마우스보다 훨씬 미묘하다 [100]. 전신형과 근육 특이적 결손형 간의 차이는 근육 재생 과정이나 추가 투자가 필요한 다른 세포 계통으로부터 신선한 미토콘드리아가 외부에서 보충되기 때문일 수 있다. 반면, 근육 특이적 Micu1 결손 마우스는 근이영양증에서 훨씬 더 심한 표현형을 보인다. Micu1 돌연변이를 유전하는 환자와 유사하게, 크레아틴 키나제 프로모터 조절 하의 Cre 재조합효소(Ckmm–Cre)에 의한 근육 특이적 Micu1 제거는 완전히 분화된 골격근 섬유와 심근세포에서 Micu1 결실을 초래하여 마우스에서 근력 약화와 위축을 유발한다. Micu1 근육 녹아웃 마우스에서 증가된 혈청 크레아틴 키나제 수치는 근섬유 복구 장애와 연관된다[101]. Micu1 결손 근섬유는 수축 중 미토콘드리아로의 칼슘 유입이 감소하여 운동 성능 저하에 기여한다.

근섬유의 정상 생리학적 상태에서 미토콘드리아 칼슘 관리 측면에서, 미토콘드리아 칼슘 수송체 및 교환체는 풍부한 미토콘드리아와 연관된 산화성 섬유에서 고도로 발현된다. 젊고 건강한 인간(22-27세, n = 4)의 외측 대퇴사두근을 이용한 단일 섬유 단백질체학 연구에서 산화성 섬유에서 당분해성 섬유보다 Mcu 단백질 발현이 10배 더 높게 보고되었다[43]. 쥐와 토끼에서 산화성 섬유는 미토콘드리아가 더 많을 뿐만 아니라, 산화성 섬유에서 분리된 미토콘드리아도 칼슘 흡수 능력이 더 컸다[102]. 또한 고령자(71.4 ± 7.1세, n = 10)의 대퇴부에 9주간 신경근 전기 자극을 시행했을 때 Mcu 단백질 수준이 상승하였다. Mcu 단백질 증가와 함께 훈련 후 최대 등척성 토크 및 의자 기립 검사(가슴에 팔을 얹은 상태에서 의자에서 일어나는 데 걸리는 시간)로 평가된 신체 활동이 개선되었다[103]. 따라서 미토콘드리아 칼슘 관리는 근육 건강에 필수적이다.

2.4. Mitochondrial Dynamics in Different Muscle Fiber Types

As a central signaling hub of the cell, mitochondria could quickly change their shape and subcellular distribution to adapt to cellular and environmental remodeling. For example, in the depletion of nutrition or other conditions triggering autophagy, mitochondria can be elongated via fusion to protect themselves from being degraded and maintain energy production. Starvation treatment is a common way to induce autophagic activity in vitro. It has been shown that various mammalian cells, including mouse myoblasts, treated with Earle s Balanced Salt Solution (EBSS) (contains 1% glucose) for amino acid or serum growth factors starvation for 1 h induce mitochondria elongation [104]. Interrupting the mitochondrial elongation process under nutrient depletion results in a loss of mitochondria. However, autophagy activation is not necessary for the mitochondria elongation upon nutrition stress. Knockout of autophagy-related 5 (Atg5), which is indispensable for autophagic vesicle formation, did not abrogate mitochondria elongation in cells under starvation [105].

Mitochondria in skeletal muscle form a dynamic network, named mitochondrial reticulum, to minimize metabolite distribution and maximize energy utilization efficiency [106]. The mitochondrial reticulum is constantly reshaped by fusion and fission events, allowing mitochondria to exchange their content, including mitochondrial DNA (mtDNA) [107]. The experiment, using fluorescent protein targeted to the mitochondria matrix in the established embryonic rat cardiomyocyte, showed the rapid redistribution of fluorescent protein from one mitochondrion to the other [108].

2.4. 다양한 근섬유 유형에서의 미토콘드리아 역학

세포의 핵심 신호 전달 허브로서 미토콘드리아는

세포 및 환경 재구성에 적응하기 위해 형태와 세포 내 분포를 신속히 변화시킬 수 있다.

예를 들어

영양소 고갈이나 자가포식을 유발하는 다른 조건에서는

미토콘드리아가 융합을 통해 길어지며 분해로부터 스스로를 보호하고 에너지 생산을 유지한다.

기아 처리는 시험관 내에서 자가포식 활성을 유도하는 일반적인 방법이다. 아미노산 또는 혈청 성장 인자 결핍 상태에서 Earle's Balanced Salt Solution(EBSS, 1% 포도당 함유)로 1시간 처리된 생쥐 근모세포를 포함한 다양한 포유류 세포에서 미토콘드리아 신장이 유도된다는 것이 밝혀졌다[104]. 영양소 고갈 상태에서 미토콘드리아 연장 과정을 차단하면 미토콘드리아 손실이 발생한다. 그러나 영양 스트레스 시 미토콘드리아 연장에 자가포식 활성화는 필수가 아니다. 자가포식 소포 형성에 필수적인 자가포식 관련 단백질 5(Atg5)를 노크아웃해도 기아 상태 세포에서 미토콘드리아 연장이 억제되지 않았다[105].

골격근 내 미토콘드리아는 대사산물 분포를 최소화하고 에너지 이용 효율을 극대화하기 위해 미토콘드리아 망상체(mitochondrial reticulum)라 불리는 동적 네트워크를 형성한다[106]. 미토콘드리아 망상체는 융합 및 분열 과정을 통해 지속적으로 재구성되며, 이를 통해 미토콘드리아는 미토콘드리아 DNA(mtDNA)를 포함한 내용물을 교환할 수 있다[107]. 성립된 배아 쥐 심근세포에서 미토콘드리아 매트릭스를 표적으로 하는 형광 단백질을 이용한 실험은 형광 단백질이 한 미토콘드리아에서 다른 미토콘드리아로 빠르게 재분배되는 것을 보여주었다[108].

The re-shaping of the mitochondrial reticulum is largely mediated by the dynamin superfamily, membrane-remodeling GTPases. Mitofusin (Mfn) controls the fusion of mitochondria’s outer membrane, and optic atrophy-1 (Opa1) is required for the fusion of mitochondria’s inner membrane, in which the process results in two or more mitochondria merging and forming elongated mitochondria reticulum [109,110]. In cells, Opa1 exists in two forms: a membrane-anchored long form (L-Opa1) located in the inner membrane of mitochondria and a short form (S-Opa1) that lacks the transmembrane region derived from the cleavage of L-Opa1 by mitochondrial metalloendopeptidases: M-AAA protease 1 (OMA1) or YME1 Like 1 ATPase (YME1L) enriched in the intermembrane space [111,112]. While L-Opa1 is responsible for mitochondrial fusion, S-Opa1 is responsible for the maintenance of mitochondrial cristae structure.

Under normal physiology conditions, mitochondrial fusion allows the cell to build an interconnected mitochondria network to promote oxidative metabolism. Mitochondrial fusion also facilitates the mixing of content, providing complementation for mitochondria with mutant mtDNA from mitochondria with normal DNA. It has been documented that cells could tolerate up to 60–90% mutant mtDNA without affecting the mitochondrial respiration rate or ATP synthesis [113]. For example, MERRF (myoclonic epilepsy and ragged-red fiber disease) patients carrying a mutation at the mitochondrial tRNAlys gene only present the clinical syndromes when mutant mtDNA reaches 90% of total mitochondria in skeletal muscle [114]. Moreover, the increased size of mitochondria by fusion prevents mitochondrial elimination via mitophagy [115].

미토콘드리아 망상 구조의 재형성은 주로 막 재구성 GTPase인 다이나민 슈퍼패밀리에 의해 매개된다. 미토퓨신(Mfn)은 미토콘드리아 외막의 융합을 제어하며, 시신경 위축증-1(Opa1)은 미토콘드리아 내막의 융합에 필요하며, 이 과정은 두 개 이상의 미토콘드리아가 합쳐져 길쭉한 미토콘드리아 망상체를 형성하게 합니다 [109,110]. 세포 내에서 Opa1은 두 가지 형태로 존재한다: 미토콘드리아 내막에 위치한 막 고정형 장형(L-Opa1)과, 미토콘드리아 금속내분해효소에 의한 L-Opa1의 절단으로 생성된 막횡단 영역이 결여된 단형(S-Opa1)이다: M-AAA 프로테아제 1(OMA1) 또는 YME1 유사 1 ATP아제(YME1L)는 막간 공간에 풍부하게 존재한다[111,112]. L-Opa1이 미토콘드리아 융합을 담당하는 반면, S-Opa1은 미토콘드리아 크리스타 구조의 유지에 관여한다.

정상 생리학적 조건에서 미토콘드리아 융합은 세포가 산화적 대사를 촉진하기 위해 상호 연결된 미토콘드리아 네트워크를 구축할 수 있게 합니다. 미토콘드리아 융합은 또한 내용물의 혼합을 용이하게 하여, 돌연변이 mtDNA를 가진 미토콘드리아가 정상 DNA를 가진 미토콘드리아로부터 보완을 제공받도록 합니다. 세포가 미토콘드리아 호흡률이나 ATP 합성에 영향을 주지 않으면서 최대 60~90%의 돌연변이 mtDNA를 견딜 수 있다는 것이 기록되어 있습니다 [113]. 예를 들어, 미토콘드리아 tRNAlys 유전자에 돌연변이를 지닌 MERRF(근간대성 간질 및 불규칙적 적색 섬유 질환) 환자는 골격근 내 전체 미토콘드리아의 90%가 돌연변이 mtDNA로 대체될 때만 임상 증후군을 나타낸다[114]. 또한 융합으로 증가된 미토콘드리아 크기는 미토파지를 통한 미토콘드리아 제거를 방해한다[115].

Mitochondrial fission, in contrast, is the process of one mitochondrion dividing into two mitochondria. The fission process is regulated by cytosolic dynamin-related protein 1 (Drp1). In mammals, Drp1 is recruited to the scission sites of the mitochondrial outer membrane by mitochondrial fission 1 (Fis1), mitochondrial fission factor (Mff), and mitochondria dynamic proteins of 49 and 51 kDa (Mid49/51). Subsequently, Drp1 polymerizes into spirals around mitochondria through GTP hydrolysis, allowing dynamin 2 (DNM2) to execute membrane scission [116]. During cell division, mitochondrial fission ensures the number of mitochondria is enough to segregate between daughter cells. In addition, when the dysfunctional components cannot be repaired, mitochondrial fission can segregate the damaged part and target it for degradation, thereby preserving the healthy mitochondrial network [116]. Mice with defects in mitochondria fission by acute knocking down Drp1 or Fis1 were reported to increase damaged mitochondria accumulation in adult skeletal muscle, which contributes to muscle degeneration and weakness [117,118,119]. Drp1 deficient mitochondria are large in size and increase in calcium uptake, indicating that dynamic reshaping of the mitochondrial architecture ensures mitochondrial quality is under control [117].

반면 미토콘드리아 분열은 하나의 미토콘드리아가 두 개의 미토콘드리아로 분할되는 과정이다. 분열 과정은 세포질 다이나민 관련 단백질 1(Drp1)에 의해 조절됩니다. 포유류에서 Drp1은 미토콘드리아 분열 1(Fis1), 미토콘드리아 분열 인자(Mff), 그리고 49 및 51 kDa의 미토콘드리아 동적 단백질(Mid49/51)에 의해 미토콘드리아 외막의 분열 부위로 모집됩니다. 그 후, Drp1은 GTP 가수분해를 통해 미토콘드리아 주위에 나선형으로 중합되어, 다이나민 2(DNM2)가 막 분열을 수행할 수 있게 합니다 [116]. 세포 분열 과정에서 미토콘드리아 분열은 미토콘드리아 수가 자손 세포 간에 충분히 분배되도록 보장한다. 또한 기능 장애를 일으킨 구성 요소가 복구될 수 없을 때, 미토콘드리아 분열은 손상된 부분을 분리하여 분해 대상으로 지정함으로써 건강한 미토콘드리아 네트워크를 보존한다 [116]. Drp1 또는 Fis1의 급성 노킹다운으로 미토콘드리아 분열 결함이 있는 생쥐는 성인 골격근에서 손상된 미토콘드리아 축적이 증가하여 근육 퇴행 및 약화에 기여하는 것으로 보고되었다 [117,118,119]. Drp1 결핍 미토콘드리아는 크기가 크고 칼슘 흡수가 증가하여, 미토콘드리아 구조의 동적 재형성이 미토콘드리아 품질을 제어하므로 이를 보장함을 시사한다 [117].

Mitochondria morphology is highly related to the function of mitochondria. For instance, mitochondria in oxidative fibers are found to be more filamentous, while mitochondria in glycolytic fibers are more fragmented (Figure 1) [120,121]. Endurance exercise not only promotes the oxidative capacity of skeletal muscle but also modifies the expression‎ of factors that manage mitochondrial dynamics. A study recruited 11 trained male cyclists in middle age (age 36 ± 4.9 years) to perform a 10 km cycling trial with an increase in altitude from 500 to 1250 m. Muscle biopsy was obtained prior to the trial, immediately after the trial, and post-exercise (2 h and 24 h). Transcription of mitochondrial outer membrane fusion regulators Mfn1 and Mfn2 are significantly induced 24 h after an acute exercise bout [122]. Another study recruited 17 older adults (age 66 ± 1 years, ten male and seven female) previously sedentary for 12 weeks of aerobic exercise intervention. Muscle biopsy was obtained prior to and after the intervention. The maximal VO2 is significantly increased following the intervention. The transcription of Opa1 and Drp1 is significantly up-regulated after exercise intervention, and Mfn1/2 only exhibits a trend towards an increase. Despite the increased Drp1 transcription, the total protein of Drp1 was not changed upon exercise training. In contrast, the phosphorylation of Drp1 at ser616 is reduced, which refers to a lower Drp1 activity in mediating mitochondrial fission [123].

미토콘드리아 형태는

기능과 밀접한 관련이 있다.

예를 들어

산화성 섬유 내 미토콘드리아는

더 필라멘트 형태인 반면,

당분해성 섬유 내 미토콘드리아는 더 분절화되어 있다(그림 1) [120,121].

mitochondria in oxidative fibers are found to be more filamentous,

while mitochondria in glycolytic fibers are more fragmented

지구력 운동은

골격근의 산화 능력을 증진시킬 뿐만 아니라

미토콘드리아 역학을 관리하는 인자의 발현도 조절한다.

한 연구에서는 중년(36 ± 4.9세)의 훈련된 남성 사이클리스트 11명을 모집하여

해발 500m에서 1250m로 상승하는 10km 사이클링 시험을 수행하게 했다.

시험 전, 시험 직후, 운동 후(2시간 및 24시간)에

근육 생검을 실시했다.

급성 운동 후 24시간 경과 시

미토콘드리아 외막 융합 조절인자 Mfn1 및 Mfn2의 전사량이 유의미하게 증가한다[122].

다른 연구에서는

이전에 운동을 하지 않던 노인 17명(66±1세, 남성 10명, 여성 7명)을 대상으로

12주간의 유산소 운동 중재를 실시했다.

중재 전후로 근육 생검을 시행했으며,

중재 후 최대 산소소비량(VO2max)이 유의미하게 증가했다.

운동 개입 후 Opa1과 Drp1의 전사량은 유의하게 증가했으나, Mfn1/2는 증가 경향만 나타냈다. Drp1 전사량 증가에도 불구하고, 운동 훈련 후 Drp1 총 단백질량은 변화가 없었다. 반면, Drp1의 세린 616(Ser616) 인산화 수준은 감소했는데, 이는 미토콘드리아 분열 조절에서 Drp1 활성 저하를 의미한다[123].

Figure 1.

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Molecular mechanism of mitochondrial dynamic and its relevant to age-related muscle atrophy. Mitochondria in skeletal muscle form a dynamic network and can be reshaped by fusion and fission process. Relationship between mitochondria dynamic and age-related muscle fiber atrophy is highlighted in this figure. Mitochondria in oxidative fiber is more filamentous which prevent the oxidative fiber from age-related loss of mitochondria and thus preserve the oxidative fiber with age. On the other hand, mitochondria in glycolytic fiber is more fragmented which cause glycolytic fiber to be affected more during aging.

미토콘드리아 동역학의 분자적 기전 및 노화 관련 근육 위축과의 연관성.

골격근 내 미토콘드리아는

동적 네트워크를 형성하며

융합 및 분열 과정을 통해 재구성될 수 있다.

본 그림은

미토콘드리아 동역학과 노화 관련 근섬유 위축 간의 관계를 강조한다.

산화성 섬유 내 미토콘드리아는 더 필라멘트화되어 있어,

노화에 따른 미토콘드리아 손실을 방지함으로써

산화성 섬유를 노화에도 불구하고 보존한다.

반면,

당분해성 섬유 내 미토콘드리아는 더 분열되어 있어,

노화 과정에서 당분해성 섬유가 더 큰 영향을 받게 된다.

Whole-body knockout of Opa1, Mfn1/2, or Drp1 in rodents is embryonic lethal, strengthening the essential roles of fusion and fission processes during embryonic development [124,125,126]. Maintaining mitochondrial network dynamics is critical for metabolically active tissues such as skeletal muscle. Muscle-specific ablation of those genes that regulate mitochondrial dynamics has shown various degrees of severity in myopathy, and some even cause premature death in mice.

Muscle-specific KO mice for Mfn1 and Mfn2, profusion factors mediating fusion of mitochondria outer membrane, are viable but die prematurely by 6–8 weeks of age [127]. Using MLC1f-Cre, where Cre recombinase is only expressed in the differentiated muscle fiber to excise Mfn1 and Mfn2 flox alleles, Mfn1/2 null myofibers are small, and displays type IIb to IIa fiber transformation in TA muscles with the accumulation of damaged mitochondria. Mfn1/2 null mitochondria lose their genomic DNA and increase point mutation. The ultrastructural analysis by electron microscopy reveals that Mfn1/2 null mitochondria are fragmented into round spheres, and their cristae are dilated. Similar results have been observed in acute double deletion of Mfn1/2 in adult skeletal muscle. Crossing Mfn1 flox and Mfn2 flox mice with transgenic mice expressing HSA-CRE-ER where Cre recombinase is driven by human skeletal actin (HSA) promoter and activated in the presence of tamoxifen, mice with tamoxifen-induced double deletion of Mfn1/2 in adult skeletal muscle were generated. Tamoxifen was administered via intraperitoneal injection (2 mg/day for 5 consecutive days) in 3–5 months-old female mice. No lethality was reported in these mice, but poor exercise performance was observed starting 2 weeks after tamoxifen administration [128].

설치류에서 Opa1, Mfn1/2 또는 Drp1의 전신 결손은 배아 치사적이며, 이는 배아 발달 과정에서 융합 및 분열 과정의 필수적 역할을 강화한다 [124,125,126]. 미토콘드리아 네트워크 역동성 유지가 골격근과 같은 대사 활성 조직에 매우 중요하다. 미토콘드리아 역동성을 조절하는 유전자의 근육 특이적 제거는 다양한 중증도의 근병증을 보였으며, 일부는 생쥐의 조기 사망까지 초래했다.

미토콘드리아 외막 융합을 매개하는 확산 인자인 Mfn1 및 Mfn2의 근육 특이적 KO 생쥐는 생존 가능하나 생후 6~8주까지 조기 사망한다 [127]. 분화된 근섬유에서만 발현되는 Cre 재조합효소(MLC1f-Cre)를 이용해 Mfn1 및 Mfn2 플록스 대립유전자를 제거한 Mfn1/2 결손 근섬유는 크기가 작으며, 손상된 미토콘드리아가 축적되면서 TA 근육에서 IIb형에서 IIa형 섬유로의 변형을 보인다. Mfn1/2 결손 미토콘드리아는 게놈 DNA를 상실하고 점 돌연변이가 증가한다. 전자 현미경에 의한 초구조 분석은 Mfn1/2 결핍 미토콘드리아가 둥근 구형으로 분열되고, 그 크리스타가 확장된 것을 보여줍니다. 성인 골격근에서 Mfn1/2의 급성 이중 결손에서도 유사한 결과가 관찰되었다. Mfn1 플록스와 Mfn2 플록스 마우스를 HSA-CRE-ER 발현 트랜스제닉 마우스와 교배시켰다. 여기서 Cre 재조합효소는 인간 골격근 액틴(HSA) 프로모터에 의해 조절되며 타목시펜 존재 시 활성화된다. 이를 통해 성인 골격근에서 타목시펜 유도 Mfn1/2 이중 결손 마우스를 생성하였다. 3~5개월령 암컷 생쥐에 타목시펜을 복강 내 주사(2 mg/일, 5일 연속 투여)하였다. 이 생쥐들에서 치사율은 보고되지 않았으나, 타목시펜 투여 2주 후부터 운동 능력이 저하되는 것이 관찰되었다 [128].

A more severe phenotype, neonatal lethality, was observed in mice with muscle-specific ablation of Opa1, a profusion factor mediating the fusion of mitochondria inner membrane. Mice with skeletal muscle-specific deletion of Opa1 were generated by crossing the Opa1 flox mice with transgenic mice expressing MLC1f-Cre [129]. These mice die within 9 days of postnatal life accompanied by hypoglycemia and severe growth retard with disorganized sarcomere arrangement in myofibrils. Similar to Mfn1/2-deficient mitochondria, Opa1-deficient mitochondria are also smaller with dilated cristae. The mitochondrial supercomplex was unstable, and respiration activity was reduced in isolated Opa1-deficient mitochondria compared to the control. In mice, postnatal skeletal muscle growth occurs rapidly in the first three weeks after birth. For example, the number of myofibers and the total number of myonuclei per myofiber in mouse EDL muscles are finalized at the postnatal day 7 and day 14, respectively [130,131]. To overcome the deleterious phenotype of muscle-specific Opa1 deletion during postnatal development, which might compromise the analysis in elucidating the role of Opa1 in mature myofiber, Tezze et al., further study Opa1 deletion in the adult skeletal muscle from 5-month-old mice. Briefly, the Opa1 flox mice were bred with transgenic mice expressing HSA-CRE-ER to generate inducible muscle-specific Opa1 knockout mice. Tamoxifen was added to food chow for 5 weeks. Based on the food intake measurement, roughly 1 mg of tamoxifen was taken per mouse per day. We are not sure how earlier Opa1 is fully ablated in the skeletal muscle, yet the reduction of whole-body weight due to decreased muscle mass could be observed after 4 weeks of tamoxifen treatment initiated. Opa1 deletion in adult skeletal muscle induces muscle loss and weakness with mitochondrial dysfunction described above.

미토콘드리아 내막 융합을 매개하는 확산 인자 Opa1을 근육 특이적으로 제거한 마우스에서는 더 심각한 표현형인 신생아 치사율이 관찰되었다. 골격근 특이적 Opa1 결손 마우스는 Opa1 플록스 마우스와 MLC1f-Cre 발현 트랜스제닉 마우스를 교배하여 생성하였다 [129]. 이 마우스들은 출생 후 9일 이내에 저혈당과 심각한 성장 지연을 동반하여 사망하며, 근섬유 내 근절 배열이 무질서한 상태를 보인다. Mfn1/2 결핍 미토콘드리아와 유사하게, Opa1 결핍 미토콘드리아 역시 크리가 확장된 상태로 더 작다. 미토콘드리아 초복합체는 불안정했으며, 분리된 Opa1 결핍 미토콘드리아의 호흡 활성은 대조군에 비해 감소했다. 생쥐에서 출생 후 골격근 성장은 생후 첫 3주 동안 급속히 진행됩니다. 예를 들어, 생쥐 EDL 근육의 근섬유 수와 근섬유당 총 근핵 수는 각각 생후 7일과 14일에 최종 확정됩니다 [130,131]. 출생 후 발달 과정에서 근육 특이적 Opa1 결손이 초래하는 유해한 표현형을 극복하고 성숙한 근섬유에서 Opa1의 역할을 규명하는 분석을 방해할 수 있는 문제를 해결하기 위해, Tezze 등은 5개월령 생쥐의 성인 골격근에서 Opa1 결손을 추가로 연구하였다. 간단히 말해, Opa1 플록스 마우스를 HSA-CRE-ER 발현 트랜스제닉 마우스와 교배하여 유도 가능한 근육 특이적 Opa1 녹아웃 마우스를 생성했습니다. 타목시펜을 사료에 5주간 첨가했습니다. 사료 섭취량 측정에 따르면, 마우스당 하루 약 1mg의 타목시펜이 투여되었습니다. 골격근에서 Opa1이 완전히 제거되는 정확한 시점은 불분명하나, 타목시펜 투여 4주 후부터 근육량 감소로 인한 전신 체중 감소를 관찰할 수 있었다. 성체 골격근의 Opa1 결손은 앞서 설명한 미토콘드리아 기능 장애와 함께 근육 손실 및 약화를 유발한다.

The increased mtROS production from Opa1-deficient mitochondria triggers ER stress, contributing to progressive muscle catabolism. Elevated systemic pro-inflammation and aging features, such as white hair and kyphosis, were present in those mice. Most of them died within three months after initiation of tamoxifen administration to induce Opa1 deletion. Blocking oxidative stress by Trolox, a vitamin E analog with potent antioxidant action, or MiTo-TEMPO, a mitochondrial-targeted ROS scavenger, restores normal ER function and reduces muscle atrophic transcriptome but does not rescue mitochondrial dysfunction in the inducible skeletal muscle-specific Opa1-KO mice. Confirm‎ing that increased mtROS production from Opa1-deficient mitochondria triggers ER stress and contributes to progressive muscle catabolism. Increased ER stress leads to fibroblast growth factor 21 (FGF21) induction, contributing to muscle atrophy and weakness under stress. Moreover, increased secretion of Fgf21 from skeletal muscle has been shown to act on white adipose tissue, causing lipolysis. Strikingly, knockout of Fgf21 simultaneously with Opa1 in adult skeletal muscle partially prevented muscle wasting and liver steatosis, restored glycemia and inflammatory cytokines to the normal level, and, most importantly, rescued the lethal phenotype. Despite the fact that mitochondria dysfunction was still present, the genetic data confirm‎s that increased secretion of Fgf21 from muscle is responsible for systemic inflammation and lethality in the inducible skeletal muscle-specific Opa1-KO mice [129]. In contrast, transgenically induced Opa1 expression‎ to a moderate level (~1.5-fold increase compared to control) protected mice from denervation-induced muscle atrophy and mitochondrial dysfunction [132]. The protection effect of Opa1 induction is long-term and broad since a moderate increase in Opa1 expression‎ protected from muscle atrophy and extended lifespan in two independent mitochondrial disease mouse models (the whole-body knockout for the complex I subunit, Ndufs4, and muscle-specific knockout of the complex IV assembly factor, Cox15) [133]. Together, these genetic studies indicated that mitochondrial fusion is necessary for mitochondria function maintenance and thus contributes to skeletal muscle health and performance.

Opa1 결핍 미토콘드리아에서 증가된 mtROS 생성은 내질망 스트레스를 유발하여 진행성 근육 이화 작용에 기여한다. 해당 마우스에서는 전신적 염증 증가 및 백발, 후만증과 같은 노화 특징이 관찰되었다. 대부분은 Opa1 결손을 유도하기 위한 타목시펜 투여 시작 후 3개월 이내에 사망하였다. 강력한 항산화 작용을 가진 비타민 E 유사체인 트롤록스(Trolox) 또는 미토콘드리아 표적 ROS 제거제인 미토-템포(MiTo-TEMPO)로 산화 스트레스를 차단하면 유도형 골격근 특이적 Opa1 결손 마우스에서 정상적인 ER 기능을 회복시키고 근육 위축 전사체를 감소시키지만, 미토콘드리아 기능 장애는 회복시키지 못한다. 이는 Opa1 결핍 미토콘드리아에서 증가된 mtROS 생산이 ER 스트레스를 유발하고 진행성 근육 이화 작용에 기여함을 확인시켜 준다. 증가된 ER 스트레스는 섬유아세포 성장 인자 21(FGF21) 유도를 유발하여 스트레스 하에서 근육 위축 및 약화에 기여한다. 또한 골격근에서 증가된 Fgf21 분비가 백색 지방 조직에 작용하여 지방 분해를 유발하는 것으로 밝혀졌다. 놀랍게도, 성체 골격근에서 Opa1과 Fgf21을 동시에 녹아웃시키면 근위축과 간 지방증을 부분적으로 예방하고, 혈당 및 염증성 사이토카인을 정상 수준으로 회복시키며, 가장 중요한 것은 치명적 표현형을 구제한다. 미토콘드리아 기능 장애가 여전히 존재했음에도 불구하고, 유전학적 데이터는 유도 가능한 골격근 특이적 Opa1-KO 마우스에서 전신 염증과 치사율을 유발하는 원인이 근육에서 분비되는 Fgf21의 증가임을 확인해 주었다 [129]. 대조적으로, 적당한 수준(대조군 대비 약 1.5배 증가)으로 Opa1 발현을 형질 전환으로 유도한 경우, 마우스는 신경 절제 유발 근위축 및 미토콘드리아 기능 장애로부터 보호받았습니다 [132]. Opa1 유도의 보호 효과는 장기적이고 광범위합니다. Opa1 발현의 적당한 증가는 두 개의 독립적인 미토콘드리아 질환 마우스 모델(복합체 I 서브유닛 Ndufs4의 전신 녹아웃 및 복합체 IV 조립 인자 Cox15의 근육 특이적 녹아웃)에서 근육 위축을 방지하고 수명을 연장했습니다 [133]. 이러한 유전학적 연구들은 종합적으로 미토콘드리아 융합이 미토콘드리아 기능 유지에 필수적이며, 따라서 골격근 건강과 기능에 기여함을 시사한다.

Defects of mitochondria fission, on the other side, result in similar phenotypes in mitochondrial dysfunction as the defects of mitochondria fusion despite their opposite function in regulating the mitochondria dynamic. Muscle-specific loss of Drp1, a factor mediating mitochondrial fission, causes muscle wasting and mitochondrial dysfunction [117]. Drp1 deficient mitochondria are bigger in size and frequently display damaged features due to impaired degradation targeting damaged mitochondria. Interestingly, constitutive Drp1 ablation (by MLC1f-Cre) specifically affected glycolytic fibers (type IIx/IIb) that the number and cross-sectional area of fibers are reduced, while induced Drp1 ablation (by HAS-CRE-ER) in adult skeletal muscle from 5-month-old mice show the atrophy in all the different fiber types. Similar to muscle-specific loss of Opa1, a profusion factor for the mitochondrial fusion of inner membrane, in mice [129], to a lesser extent, constitutive muscle Drp1 ablation in mice leads to premature death (within 30 days of postnatal life). Yet, there is no report of death in an inducible model. Even though Opa1 or Drp1 deletion in skeletal muscle shared phenotype similarity, including increased ER-stress and ubiquitin-proteasome system, the systemic inflammatory response was absent in Drp1 muscle knockout mice despite the Fgf21 production and secretion from muscle being high in both models. Favaro et al., suggest that the higher level of Fgf21 secretion might impact a broad and severe phenotype systemically in muscle-specific Opa1 deleted mice. The other phenotype discrete between Drp1 and Opa1 deficient mitochondria is calcium uptake. The protein expression‎ of Mcu, the mitochondrial calcium uniporter, is elevated in Drp1 deficient mitochondria, accompanied by increased mitochondrial calcium uptake during high-frequency electrical stimulation. In principle, the consequence of mitochondrial calcium overload would reduce cytosolic calcium for muscle contraction and trigger apoptosis, contributing to muscle weakness and myofiber loss, respectively. The local inhibition of Mcu by acute knockout via transfection with electroporation of shRNA against Mcu or prolonged deletion via intramuscular injection of adeno-associated virus (AAV) with RNAi against Mcu, could restore cytosolic calcium level or reduce the amount of center-nucleated fibers, a marker for cycles of degeneration and regeneration, in inducible Drp1 deleted adult skeletal muscle. Certainly, Drp1 is essential for mitochondria health, yet uncontrolled Drp1 expression‎, which disturbs mitochondrial dynamics, also impairs muscle growth and homeostasis. Transgenic overexpression‎ of Drp1 in muscle progenitor cells activated from the embryonic stage leads to postnatal growth defects in skeletal muscle and poor exercise performance examined in treadmill tests [134]. 

반대로, 미토콘드리아 분열 결함은

미토콘드리아 동역학 조절에서 반대 기능을 수행함에도 불구하고,

미토콘드리아 융합 결함과 유사한 미토콘드리아 기능 장애 표현형을 초래한다.

미토콘드리아 분열을 매개하는 인자인 Drp1의 근육 특이적 상실은

근육 위축과 미토콘드리아 기능 장애를 유발한다[117].

Drp1 결핍 미토콘드리아는 크기가 더 크며, 손상된 미토콘드리아를 표적화하는 분해 과정이 손상되어 손상된 특징을 자주 보인다. 흥미롭게도, MLC1f-Cre에 의한 Drp1의 구성적 제거는 당분해 섬유(IIx/IIb형)에 특이적으로 영향을 미쳐 섬유 수와 단면적이 감소하는 반면, 5개월령 마우스의 성체 골격근에서 HAS-CRE-ER에 의한 Drp1의 유도적 제거는 모든 섬유 유형에서 위축을 나타낸다. 근육 특이적 Opa1(내막 미토콘드리아 융합 촉진 인자) 결손 마우스 연구[129]와 유사하게, 마우스에서 근육 Drp1의 구성적 결손은 덜한 정도이지만 조기 사망(생후 30일 이내)을 초래한다. 그러나 유도형 모델에서의 사망 보고는 없다. 골격근에서 Opa1 또는 Drp1 결손이 ER 스트레스 및 유비퀴틴-프로테아좀 시스템 증가를 포함한 유사한 표현형을 공유했음에도, 두 모델 모두에서 근육의 Fgf21 생산 및 분비가 높았음에도 Drp1 근육 녹아웃 마우스에서는 전신성 염증 반응이 관찰되지 않았다. Favaro 등은 근육 특이적 Opa1 결손 마우스에서 높은 수준의 Fgf21 분비가 전신적으로 광범위하고 심각한 표현형에 영향을 미칠 수 있다고 제안한다. Drp1과 Opa1 결핍 미토콘드리아 간에 다른 표현형은 칼슘 흡수이다. 미토콘드리아 칼슘 유니포터인 Mcu의 단백질 발현은 Drp1 결핍 미토콘드리아에서 증가하며, 고주파 전기 자극 시 미토콘드리아 칼슘 흡수도 동반 증가한다. 원칙적으로 미토콘드리아 칼슘 과부하 결과는 근육 수축을 위한 세포질 칼슘을 감소시키고 세포 사멸을 유발하여 각각 근력 약화와 근섬유 손실에 기여할 것이다. Mcu에 대한 shRNA를 전기천공법으로 전사시켜 급성 결손을 유도하거나, Mcu에 대한 RNAi를 포함한 아데노 관련 바이러스(AAV)를 근육 내 주사하여 장기간 결손을 유도함으로써 Mcu를 국소적으로 억제하면, 유도 가능한 Drp1 결손 성인 골격근에서 세포질 칼슘 수준을 회복하거나 퇴행 및 재생 주기의 지표인 중심핵 섬유 수를 감소시킬 수 있다. 물론 Drp1은 미토콘드리아 건강에 필수적이지만, 미토콘드리아 역학을 방해하는 통제되지 않은 Drp1 발현은 근육 성장과 항상성을 손상시킵니다. 배아 단계에서 활성화된 근육 전구 세포에서 Drp1의 형질 전환 과발현은 골격근의 출생 후 성장 결함과 러닝머신 테스트에서 확인된 열악한 운동 능력으로 이어집니다 [134].

Drp1-overexpressed mitochondria functioned normally, but their distribution in adult myofiber was altered. The inter-myofibrillar mitochondria were absent, and the oxidative capacity of mitochondria examined by SDH activity (mitochondrial complex II activity) was restricted to the fiber periphery in Drp1 overexpressed myofiber. Regarding retard muscle growth, the glycolytic fibers were affected more than oxidative fibers by Drp1 over-expression‎. Prolonged ER stress inhibited muscle anabolism, particularly the Atf4/eIF2a pathway, while muscle catabolism, including the ubiquitin-proteasome and autophagy-lysosome systems, did not differ. The similar phenotypes of muscle atrophy and poor performance from muscle-specific Drp1 overexpression‎ or deletion mice revealed that dynamic changes in mitochondrial morphology are critical for muscle health and performance.

Drp1 과발현 미토콘드리아는 정상적으로 기능했으나, 성체 근섬유 내 분포는 변화되었습니다. 근섬유 간 미토콘드리아는 사라졌으며, SDH 활성(미토콘드리아 복합체 II 활성)으로 측정된 미토콘드리아의 산화 능력은 Drp1 과발현 근섬유에서 섬유 주변부로 제한되었다. 근육 성장 지연과 관련하여, Drp1 과발현은 산화성 섬유보다 당분해성 섬유에 더 큰 영향을 미쳤다. 장기간의 ER 스트레스는 근육 동화작용, 특히 Atf4/eIF2a 경로를 억제했으나, 유비퀴틴-프로테아좀 및 자가포식-리소좀 시스템을 포함한 근육 이화작용에는 차이가 없었다. 근육 특이적 Drp1 과발현 또는 결손 마우스에서 관찰된 유사한 근위축 및 성능 저하 표현형은 미토콘드리아 형태의 역동적 변화가 근육 건강과 성능에 중요함을 시사한다.

Another mouse line targeting mitochondrial fission has been generated; muscle-specific knockout of Fis1, which is required for Drp1 recruitment to the mitochondrial outer membrane, only causes accumulation of larger and damaged mitochondria with dysfunction in oxidative fibers. [119]. Muscle-specific Fis1 knockout mice were generated by crossing the Fis1 flox mice with transgenic mice expressing Ckmm-Cre, whose expression‎ was in fully differentiated skeletal muscles. Adult muscle-specific Fis1 knockout mice have reduced endurance exercise capacity and increased inflammatory response after acute exhaustive exercise. The fiber-type-specific defects from different mitochondrial dynamics protein mutations suggest that the regulatory machinery of mitochondrial dynamics is tailored to fiber-type physiology in order to maintain a heterogenous population of mitochondria within skeletal muscle. As mentioned above, mitochondria in oxidative fibers are more filament, while glycolytic fibers are more fragmented. Dual deletion of Mfn1/2, profusion factors for outer membrane fusion, reduced the presence of elongated mitochondria in oxidative fibers, suggesting that abundant filament mitochondria observed in oxidative fibers might be due to the higher fusion activity [121]. Whereas glycolytic fibers were much more sensitive to the Drp1 expression‎, a fission factor for outer membrane fission, glycolytic fibers displayed profound defects from either over-expression‎ or knockout of Drp1 [66,117]. Drp1 recruitment to the mitochondrial outer membrane is the first step for mitochondrial fission, which could be mediated by at least four resident mitochondrial outer membrane proteins identified so far: Fis1, Mff, Mid49, and Mid51. The whole-body knockout of Mff showed the increased size of the mitochondrial domain in the glycolytic fibers [121] despite mice dying at 13 weeks of age from heart failure [135]. However, muscle-specific knockout of Fis1 only affects the mitochondria function in oxidative fibers, not glycolytic fibers [119], suggesting that the regulatory machinery of mitochondria fission is different in oxidative fibers and glycolytic fibers. Thus, these genetic data suggested that mitochondria do not function equally in different skeletal muscle fiber types. The unique features of mitochondria closely correlate with the different contractile properties of oxidative fibers and glycolytic fibers.

미토콘드리아 분열을 표적으로 하는 또 다른 마우스 계통이 생성되었다. 미토콘드리아 외막으로의 Drp1 모집에 필요한 Fis1의 근육 특이적 결손은 산화 섬유에서 기능 장애를 동반한 더 크고 손상된 미토콘드리아의 축적만을 유발한다 [119]. 근육 특이적 Fis1 결손 마우스는 완전히 분화된 골격근에서 발현되는 Ckmm-Cre를 발현하는 트랜스제닉 마우스와 Fis1 플록스 마우스를 교배하여 생성되었다. 성체 근육 특이적 Fis1 녹아웃 마우스는 지구력 운동 능력이 감소하고 급성 고강도 운동 후 염증 반응이 증가한다. 다양한 미토콘드리아 역학 단백질 돌연변이로 인한 섬유 유형 특이적 결함은 골격근 내 이질적인 미토콘드리아 집단을 유지하기 위해 미토콘드리아 역학 조절 기전이 섬유 유형 생리학에 맞춤화된다는 점을 시사한다. 위에서 언급한 바와 같이, 산화성 섬유의 미토콘드리아는 더 많은 필라멘트를 형성하는 반면, 당분해성 섬유는 더 많은 단편화를 보인다. 외막 융합 촉진 인자인 Mfn1/2의 이중 결손은 산화성 섬유에서 길쭉한 미토콘드리아의 존재를 감소시켰는데, 이는 산화성 섬유에서 관찰되는 풍부한 필라멘트 미토콘드리아가 더 높은 융합 활성 때문일 수 있음을 시사한다 [121]. 반면 당분해 섬유는 외막 분열 인자인 Drp1 발현에 훨씬 더 민감하여, Drp1의 과발현이나 결손 모두에서 심각한 결함을 나타냈다 [66,117]. 미토콘드리아 분열의 첫 단계는 Drp1의 미토콘드리아 외막 유입이며, 이는 현재까지 확인된 최소 4종의 상주 미토콘드리아 외막 단백질(Fis1, Mff, Mid49, Mid51)에 의해 매개될 수 있다. Mff 전신 녹아웃 마우스는 13주령에 심부전으로 사망함에도[135], 당분해 섬유에서 미토콘드리아 영역 크기가 증가한 것으로 나타났다[121].. 그러나 Fis1의 근육 특이적 결손은 산화성 섬유에서만 미토콘드리아 기능에 영향을 미치며, 당분해성 섬유에는 영향을 미치지 않는다[119]. 이는 산화성 섬유와 당분해성 섬유에서 미토콘드리아 분열의 조절 기전이 다르다는 것을 시사한다. 따라서 이러한 유전적 데이터는 미토콘드리아가 서로 다른 골격근 섬유 유형에서 동일하게 기능하지 않음을 시사한다. 미토콘드리아의 독특한 특징은 산화성 섬유와 당분해성 섬유의 서로 다른 수축 특성과 밀접하게 연관되어 있다.

2.5. Mitochondrial Degradation in Different Muscle Fiber Types

The contractile machinery and power production from skeletal muscle highly relied on functional mitochondria. Thus, the clearance of unhealthy mitochondria is vital for maintaining skeletal muscle health. Mitochondria turnover regulated by the mitochondria biogenesis and selective autophagic degradation of mitochondria, termed mitophagy, contributes to the mitochondria quality control. Mitophagy is initiated by recruiting autophagy receptors on the mitochondrial outer membrane that mark damaged mitochondria to be engulfed by autophagosomes for subsequent lysosomal degradation. Autophagy receptors have the classic tetrapeptide sequence W/F/YxxL/I/V binding to lipidated mATG8 family (Lc3/GABARAP), ubiquitin-like proteins conjugated to autophagosomal membranes. The lipidation of mATG8 occurs parallel to the cargo identification by autophagy receptors and requires the E1-like Atg7, the E2-like ATG3, and the E3-like ATG12–ATG5–ATG16L1 complex, which determines the site of lipidation. Autophagy receptors could either reside or be recruited at the outer membrane of mitochondria to initiate mitophagy. Two types of mitophagy have been identified to date. Ubiquitin-dependent mitophagy is primed by Pink1/Parkin activation. Under normal conditions, PTEN-induced serine/threonine kinase 1 (Pink1) is consistently imported into mitochondria via the translocase of the outer mitochondria membrane (TOM) complex and degraded by the mitochondrial protease, such as the intramembrane protease presenilin associated rhomboid like (PARL). However, under cellular stresses which depolarize the mitochondria membrane and cause mitochondria damage, the mitochondrial import of Pink1 is stopped. Pink1 is then stabilized and aggregated on the outer membrane of dysfunctional mitochondria, which Pink1 will recruit and phosphorylate E3 ubiquitin ligase Parkin (Parkin) and ubiquitin to promote ubiquitination of outer mitochondrial membrane proteins and further enroll autophagy receptors, such as optineurin (OPTN), calcium binding and coiled-coil domain 2 (CALCOCO2, also known as NDP52), Neighbor of BRCA1 (NBR1), Tax1 binding protein 1 (TAX1BP1), and sequestosome1 (SQSTM1, also known as p62) to the outer mitochondrial membrane for mitophagy initiation. In contrast, ubiquitin-independent mitophagy is activated by up-regulation of mitophagy-specific receptors, which are located at the outer membrane of mitochondria, such as BCL2 interacting protein 3 (Bnip3), BCL2 interacting protein 3 like (Bnip3L, also known as NIX) cardiolipin and ceramide to recruit Lc3 encapsulating mitochondria for lysosomal degradation. FUN14 domain containing 1 (FUNDC1) is a mitochondrial outer membrane protein and mitophagy-specific receptor involved in ubiquitin-independent mitophagy, whose activation is regulated by dephosphorylation by the mitochondria-localized phosphatase PGAM5 to promote mitophagy.

2.5. 다양한 근섬유 유형에서의 미토콘드리아 분해

골격근의 수축 기전과 에너지 생산은

기능적 미토콘드리아에 크게 의존한다.

따라서

비정상적 미토콘드리아의 제거는

골격근 건강 유지에 필수적이다.

미토콘드리아 생성과 선택적 자가포식적 분해(미토파지)에 의해 조절되는 미토콘드리아 전환은

미토콘드리아 품질 관리에 기여한다.

미토파지는

손상된 미토콘드리아를 자포소좀에 포획되어 이후

리소좀 분해될 대상으로 표시하는 미토콘드리아 외막의 자가포식 수용체 모집으로 시작된다.

자가포식 수용체는 지질화된 mATG8 가족(Lc3/GABARAP)에 결합하는 고전적인 테트라펩타이드 서열 W/F/YxxL/I/V를 가지며, 이는 자포소좀 막에 접합된 유비퀴틴 유사 단백질이다. mATG8의 지질화는 자가포식 수용체에 의한 화물 식별과 병행하여 발생하며, 지질화 부위를 결정하는 E1 유사 Atg7, E2 유사 ATG3, E3 유사 ATG12–ATG5–ATG16L1 복합체가 필요합니다. 자가포식 수용체는 미토파지를 시작하기 위해 미토콘드리아 외막에 상주하거나 모집될 수 있습니다. 현재까지 두 가지 유형의 미토파지가 확인되었습니다. 유비퀴틴 의존성 미토파지(mitophagy)는 Pink1/Parkin 활성화에 의해 촉발됩니다. 정상적인 조건에서, PTEN 유도 세린/트레오닌 키나아제 1(Pink1)은 미토콘드리아 외막(TOM) 복합체의 전이 인자(translocase)를 통해 지속적으로 미토콘드리아로 유입되고, 막 내 프로테아제인 프레세닐린 관련 롬보이드 유사체(PARL)와 같은 미토콘드리아 프로테아제에 의해 분해됩니다. 그러나 미토콘드리아 막을 탈분극화시키고 미토콘드리아 손상을 유발하는 세포 스트레스 하에서는 Pink1의 미토콘드리아 내 수송이 중단됩니다. 그 후, Pink1은 기능 장애 미토콘드리아의 외막에서 안정화되고 응집되며, Pink1은 E3 유비퀴틴 리가아제 파킨(Parkin)과 유비퀴틴을 모집 및 인산화하여 미토콘드리아 외막 단백질의 유비퀴틴화를 촉진하고, 자가포식 수용체, 예를 들어 옵티뉴린(OPTN), 칼슘 결합 및 코일-코일 도메인 2(CALCOCO2, NDP52로도 알려짐)를 추가로 모집한다., BRCA1 인접 단백질(NBR1), Tax1 결합 단백질 1(TAX1BP1), 그리고 시퀘스토솜1(SQSTM1, p62로도 알려짐)을 미토파지 개시를 위해 미토콘드리아 외막으로 동원합니다. 반면, 유비퀴틴 독립적 미토파지(mitophagy)는 미토파지 특이적 수용체의 상향 조절에 의해 활성화되며, 이러한 수용체는 미토콘드리아 외막에 위치한다. 예를 들어, BCL2 상호작용 단백질 3(Bnip3), BCL2 상호작용 단백질 3 유사체(Bnip3L, NIX라고도 함), 카르디올리핀 및 세라마이드가 미토콘드리아를 캡슐화하는 Lc3를 리소좀 분해를 위해 모집한다. FUN14 도메인 함유 1(FUNDC1)은 미토콘드리아 외막 단백질이자 유비퀴틴 독립적 미토파지 특이적 수용체로, 미토콘드리아에 국한된 인산화효소 PGAM5에 의한 탈인산화를 통해 활성화되어 미토파지를 촉진한다.

Mitophagy was shown to be induced by eccentric exercise to degrade damaged mitochondria. Lipidation of Lc3 and expression‎ of Parkin, p62, and Bnip3 was increased in isolated mitochondria from muscles of 6-month-old female mice undergoing 3 days of a downhill treadmill exhaustion program [136]. Mitophagy reporters confirmed the activity of mitophagy induced by acute exercise with the combination of the MitoTimer, a marker for degenerated mitochondria, and Lamp1-YFP, a membrane marker of lysosomes [137]. MitoTimer is a DsRed1-E5 fluorophore targeted to the mitochondria matrix, which is sensitive to oxidation. It normally fluoresces green but shifts to the red spectrum upon oxidation, indicating degenerated mitochondria. The co-localization of red signal from MitoTimer and Lamp1-YFP marked degenerated mitochondria undergoing mitophagy were increased in muscle after an acute exhaustion exercise. Mitochondria quality control and mitochondrial dynamics are two interdependent processes. Mitochondrial fission is essential to isolate damaged mitochondria from the mitochondrial reticulum and thus facilitates mitophagy. Inhibition of fission or the promotion of fusion restricts mitophagy [104]. The phosphorylation of Drp1 at the ser616, which promotes Drp1 activities in mitochondrial fission, was transiently increased immediately following an acute exercise to facilitate mitophagy, followed by the phosphorylation of Drp1 at ser637, which inhibits its fission activity, 3–6 h post-exercise. Similarly, the mitochondrial recruitment of Parkin and its E3 ubiquitin ligase activities by examining Mfn2 ubiquitination was transiently induced in skeletal muscle following an acute exercise in young mice (3-month-old) [138]. Mfn2, a profusion factor for the outer membrane of mitochondria, was previously shown in cardiomyocytes to be the ubiquitination target for Parkin, functioning as a mitophagy receptor to recruit Parkin into the damaged mitochondria in a Pink1-dependent manner [139]. These data again reinforce that mitochondrial dynamics are tightly regulated in sustaining skeletal muscle health.

Exercise training (1 month of voluntary wheel running) in 3-month-old male mice has been shown to improve endurance capacity assessed by treadmill running test, that enhanced mitochondria quality was thought as a molecular outcome of exercise training [140].

미토파지는 손상된 미토콘드리아를 분해하기 위해 편심 운동에 의해 유도되는 것으로 나타났습니다. 3일간의 내리막 러닝머신 피로 프로그램(downhill treadmill exhaustion program)을 수행한 6개월령 암컷 마우스의 근육에서 분리된 미토콘드리아에서 Lc3의 지질화 및 Parkin, p62 및 Bnip3의 발현이 증가했습니다 [136]. 미토파지 리포터는 퇴화된 미토콘드리아의 표지자인 MitoTimer와 리소좀의 막 표지자인 Lamp1-YFP를 조합하여 급성 운동에 의해 유도된 미토파지 활성을 확인했습니다 [137]. MitoTimer는 산화에 민감한 미토콘드리아 매트릭스를 표적으로 하는 DsRed1-E5 형광 물질입니다. 정상 상태에서는 녹색 형광을 발산하지만 산화 시 적색 스펙트럼으로 전환되어 퇴화된 미토콘드리아를 나타낸다. 급성 고갈 운동 후 근육에서 미토파지를 겪는 퇴화된 미토콘드리아를 표시하는 MitoTimer의 적색 신호와 Lamp1-YFP의 공국소화가 증가했다. 미토콘드리아 품질 관리와 미토콘드리아 역학은 상호 의존적인 두 과정이다. 미토콘드리아 분열은 손상된 미토콘드리아를 미토콘드리아 망상체에서 격리하는 데 필수적이며, 이로써 미토파지를 촉진한다. 분열 억제 또는 융합 촉진은 미토파지를 제한한다 [104]. 미토콘드리아 분열에서 Drp1 활성을 촉진하는 세린 616(Ser616)의 인산화는 급성 운동 직후 미토파지 촉진을 위해 일시적으로 증가한 후, 운동 3~6시간 후 분열 활성을 억제하는 세린 637(Ser637)의 인산화가 이어진다. 마찬가지로, 젊은 생쥐(생후 3개월)에서 급성 운동 후 골격근에서 파킨(Parkin)의 미토콘드리아 모집 및 Mfn2 유비퀴틴화를 통해 확인된 그 E3 유비퀴틴 리가아제 활성이 일시적으로 유도되었다[138]. 미토콘드리아 외막의 분포 인자인 Mfn2는 심근세포에서 파킨의 유비퀴틴화 표적임이 이전에 밝혀졌으며, Pink1 의존적 방식으로 손상된 미토콘드리아로 파킨을 모집하는 미토파지 수용체 역할을 한다[139]. 이러한 데이터는 골격근 건강 유지에 있어 미토콘드리아 역학이 엄격히 조절됨을 다시 한번 입증한다.

3개월령 수컷 생쥐에서 운동 훈련(1개월간 자발적 휠 달리기)은 트레드밀 달리기 테스트로 평가된 지구력 능력을 향상시키는 것으로 나타났으며, 이는 운동 훈련의 분자적 결과로 미토콘드리아 품질이 향상된 것으로 여겨졌다 [140].

Mitophagy-related proteins, including mATG8 member, Lc3, Atg7 required for mAtg8 lipidation, Beclin1, a class III PI3K that is essential for autophagosome formation, p62, an autophagy receptor, and Bnip3, a mitophagy receptor were examined in the muscle samples from mice 1-day post-exercise to avoid any acute effect of the exercise. The basal expression‎ of Lc3, Beclin1, and Bnip3 alone with Lc3 lipidation are up-regulated, but p62 is down-regulated, and Atg7 has no change in the plantaris muscle with mixed fiber type upon exercise training. As for the soleus muscle (majority composed of oxidative fiber), Lc3, Atg7, Beclin1, and p62 alone with Lc3 lipidation are up-regulated, but Bnip3 has no change upon exercise training. Interestingly, although Beclin1 heterozygous mice have comparable endurance capacity as control mice at the basal level, the exercise training failed to improve their endurance capacity further. The increase of Lc3 lipidation and induction of Bnip3 is also abolished in the plantaris muscle from Beclin1 heterozygous mice following exercise training. This study implicated that increased basal autophagy/mitophagy is responsible for endurance capacity improvement through exercise training. A similar study conducted 1 h swimming exercise training 5 days/week for 8 weeks in 10-week-old male mice examined the flux of autophagy/mitophagy [141]. Mice were intraperitoneally injected with colchicine (0.4 mg per kg per day) to impair autophagosome–lysosome fusion on the last day of and one day after the final swimming session, and triceps muscle (composed of mixed fiber type) were harvested two days after the final swimming session. Autophagy flux examined by Lc3 lipidation and mitophagy flux shown by Bnip3 was increased upon exercise training. The basal level of Atg7 and Beclin1 is also up-regulated by exercise training. In this study, the mitochondrial profusion factor for the outer and inner membrane, Mfn2 and Opa1, respectively, and the mitochondrial fission factor for the outer membrane, Drp1, were examined and were all shown to increase in the basal level upon exercise training. Even though mitophagy flux was shown to be increased based on Bnip3 accumulation from the exercise group treated with colchicine, the active change of mitochondrial morphology will either promote or limit mitophagy, which interferes with the assessment of the absolute mitophagy activities. The net mitochondrial content is the sum activity of mitochondrial biogenesis versus degradation. Exercise training is known to increase mitochondrial biogenesis via activation of Pgc1α, but inhibition of autophagy via colchicine treatment blocks Pgc1α induction and thus decreases mitochondrial biogenesis in the exercise samples. Therefore, reducing mitochondrial content by colchicine treatment reflects a decrease in mitochondrial biogenesis instead of mitophagy flux. In order to further clarify the activity of mitophagy flux upon exercise training, Chen et al., examined the presence of Lc3 lipidation in the isolated mitochondria with or without colchicine treatment as a readout of mitophagy flux [142].

운동 후 1일차 마우스 근육 샘플에서 미토파지 관련 단백질들(mATG8 계열, Lc3, mAtg8 지질화 필수 단백질 Atg7, 오토파고좀 형성에 필수적인 III급 PI3K인 Beclin1, 자가포식 수용체인 p62, 및 미토파지 수용체인 Bnip3를 운동 후 1일차 마우스 근육 샘플에서 조사하여 운동의 급성 효과를 배제하였다. 운동 훈련 후 혼합 섬유 유형을 가진 비복근에서 Lc3, Beclin1, Bnip3의 기초 발현과 Lc3 지질화는 상향 조절되었으나, p62는 하향 조절되었고 Atg7은 변화가 없었다. 반면 산화성 섬유가 대부분을 차지하는 비복근에서는 Lc3, Atg7, Beclin1 및 p62와 Lc3 지질화만 운동 훈련 후 상향 조절되었으나 Bnip3는 변화가 없었다. 흥미롭게도 Beclin1 이형접합체 마우스는 기초 수준에서 대조군 마우스와 유사한 지구력을 보였으나, 운동 훈련으로 지구력이 추가로 향상되지 않았다. 운동 훈련 후 베클린1 이형접합 마우스의 발바닥근에서 Lc3 지질화와 Bnip3 유도는 또한 소실되었다. 본 연구는 기초 수준의 자가포식/미토포식 증가가 운동 훈련을 통한 지구력 향상 효과의 원인이 될 수 있음을 시사한다. 유사한 연구에서는 10주령 수컷 생쥐를 대상으로 8주간 주 5회, 1시간 수영 운동 훈련을 실시하며 자가포식/미토포식 흐름을 분석하였다[141]. 생쥐에게 콜히친( (0.4 mg/kg/일)을 복강 내 주사하여 최종 수영 세션 당일과 다음날 자포소체-리소좀 융합을 저해했으며, 최종 수영 세션 이틀 후 삼두근(혼합 섬유 유형으로 구성)을 채취했다. Lc3 지질화를 통해 확인된 자가포식 유동과 Bnip3로 나타난 미토파지 유동은 운동 훈련 후 증가했다. 운동 훈련에 의해 Atg7 및 Beclin1의 기초 수준 또한 상향 조절된다. 본 연구에서는 외막 및 내막의 미토콘드리아 분포 인자인 Mfn2와 Opa1, 그리고 외막의 미토콘드리아 분열 인자인 Drp1을 조사한 결과, 운동 훈련에 의해 이들 모두의 기초 수준이 증가하는 것으로 나타났다. 콜히친 처리된 운동군에서 Bnip3 축적을 기반으로 미토파지 유동이 증가한 것으로 나타났음에도 불구하고, 미토콘드리아 형태의 능동적 변화는 미토파지를 촉진하거나 제한할 수 있어 절대적 미토파지 활성 평가를 방해한다. 순 미토콘드리아 함량은 미토콘드리아 생성과 분해의 총합 활동이다. 운동 훈련은 Pgc1α 활성화를 통해 미토콘드리아 생성을 증가시키는 것으로 알려져 있으나, 콜히친 처리에 의한 자가포식 억제는 Pgc1α 유도를 차단하여 운동 샘플에서 미토콘드리아 생성을 감소시킨다. 따라서 콜히친 처리에 의한 미토콘드리아 함량 감소는 미토파지 유동이 아닌 미토콘드리아 생성 감소에 기인한다. 운동 훈련 시 미토파지 유동 활성을 추가로 규명하기 위해 Chen 등은 콜히친 처리 유무에 따른 분리 미토콘드리아 내 Lc3 지질화 존재 여부를 미토파지 유동 지표로 조사하였다 [142].

Mice at three months of age were trained by voluntary wheeling running for 6 weeks and were injected with colchicine (0.4 mg per kg per day) at the end of the training program for two days. On the last day of injection, mice were placed in a treadmill exhaustion test and harvested immediately after the test. Consistent with the previous finding, the acute exercise exhaustion test increased the flux of Lc3 lipidation and p62 association with mitochondria, indicative of enhanced mitophagy flux. However, the acute mitophagy flux induced by exhaustive exercise was attenuated in exercise-trained mice compared to the untrained mice. The attenuation of exhaustive exercise-induced mitophagy flux is mostly due to beneficial adaptation to cooperate with acute stress faster in the exercise-trained mice, which have increased functional mitochondrial number and mitochondrial recruitment of Parkin, leading to enhanced mitochondria quality control.

The importance of mitophagy in muscle function was further validated in various mouse models with defects in general autophagy or specific mitophagy receptors. Muscle-specific deletion of Atg7, a noncanonical ubiquitin-activating enzyme E1 for mATG8 lipidation, causes muscle atrophy and weakness progressive with age [143]. Muscle-specific Atg7-knockout mice, generated by crossing the Atg7 flox mice with transgenic mice expressing MLC1f-Cre, are viable but have a shorter lifespan [144]. The accumulation of giant mitochondria containing abnormal cristae in the Z-line, where the sarcomere ends, and the presence of swollen mitochondria were observed in Atg7-deleted EDL muscles associated with oxidative stress revealed by increased protein carbonylation. Atg7 deficient mitochondria isolated from FDB myofibers were largely depolarized. A similar result on mitochondria defect was reported in another mouse line using Ckmm–Cre to excise Atg7, which decreased mitochondrial oxygen consumption [145], indicative of the importance of autophagy in mitochondrial quality control. Despite skeletal muscle and mitochondria dysfunction, no endurance running capacity defects were observed in 6-month-old muscle-specific Atg7 knockout male mice [146]. Increased muscle Fgf21 secretion leads to white adipose atrophy and enhanced systemic glucose and insulin sensitivity in muscle-specific Atg7 knockout mice. Deletion of Fgf21 attenuates systemic metabolic protection against high-fat-induced metabolic dysfunction in those mice [146]. No muscle-type specific defects were reported in the above studies since autophagy is a general degradation process not specific for mitochondria but also long-lived proteins and other organelles in skeletal muscle. Moreover, even though Atg7-dependent autophagy is abolished, Atg7-independent alternative autophagy could compensate for sustaining a certain level of autophagy in Atg7-deficient muscle fibers for survival. Nonetheless, muscle degenerations and abnormal mitochondria accumulation were also observed in Atg7 ablated adult skeletal muscle [143]. Two-month-old tamoxifen-inducible muscle-specific Atg7 knockout female mice (Atg7flox/flox; HAS-CRE-ER) were administrated with tamoxifen via intraperitoneal injection (5 ug/day for one week). By two weeks of Atg7 deletion, inhibition of Lc3 (mATG8 member) lipidation and accumulation of autophagy receptor, p62, was evidently observed in skeletal muscle. Acute deletion of Atg7 leads to muscle atrophy, weakness, and accumulation of mitochondria in atrophic fibers without affecting endurance exercise performance. Although Atg7-dependent autophagy does not affect endurance running capacity, it is required for preserving mitochondria against exercise-induced mitochondrial damage [136]. Marco Sandri’s group using the same tamoxifen-inducible muscle-specific Atg7 knockout mice further showed that acute inhibition of Atg7-mediated autophagy/mitophagy prior to exercise exacerbated mitochondrial depolarization and ROS generation following eccentric exercise in 6-month-old female mice [136]. The sex difference in muscle and mitochondria damage response to exercise is required for more follow-up.

The whole-body knockout of Parkin leads to a decrease in state three mitochondria respiration in young mouse muscles (2–3 months old) [138]. The progressive mitochondrial dysfunction was further observed in the state four ROS production from old Parkin whole-body knockout mouse muscles (18 months). The exhaustive exercise-induced mitophagy flux was abolished in the young Parkin whole-body knockout mouse muscles despite no differences in total running distance between young control and Parkin whole-body knockout mice. Compared to Atg7 knockout mice, the muscle phenotype observed from Parkin whole-body knockout mice is much more subtle could be due to the compensation of ubiquitin-independent mitophagy. Nonetheless, over-expression‎ of Parkin has positive effects on increased mitochondrial activities and muscle hypertrophy in young male mice [147]. Young mice (3-month-old) were intramuscularly injected with AAV containing the sequence coding for Parkin driven by muscle creatine kinase promoter into the right TA and GAS muscles, whereases the contralateral leg (the left TA and GAS muscle) was injected with control AAV. Two AAV injections were applied to the mice at 3 and 5 months of age, and mice were harvested at 7 months. Increased complex II (SDH staining) and complex IV (COX staining) activities and fiber size and weight were observed in muscles injected with AAV–Parkin compared to AAV–Control. Similar results were obtained in older male mice (18-month-old mice injected with two AAVs at 18 and 20 months old and harvested at 22 months). In the older mice, the strength of TA muscle measured via in situ contractile stimulation was also improved in Parkin overexpressed TA compared to the contralateral TA. Collectively, these data suggest that Parkin protects against aging-induced oxidative stresses with respect to improving mitochondrial and, thus, muscle health.

As for the ubiquitin-independent mitophagy, mice with germline ablation of Bnip3 [148], Bnip3L [149], or Fundc1 [150] are normal and fertile. For normal development, mitophagy is critical for erythroid maturation, which eliminates mitochondria during differentiation, whereby inactivation of mitophagy is required for platelet survival, and both processes are highly dependent on Bnip3L activities [149,151,152,153]. Bnip3L null mice develop anemia and thrombocytosis due to mitochondrial retention in erythrocytes, impairing erythroid maturation and increasing platelet number by preventing Bnip3L-mediated autophagic degradation of mitochondrial protein Bcl-XL, which inhibits the activation of mitochondria-mediated apoptosis. Despite increased platelets, bleeding- or FeCl3-induced carotid artery thrombosis-induced platelet activation is impaired in Bnip3L null mice, reinforcing the importance of the functional mitochondria for full platelet activation, which is the energy-intensive process to sustain thrombus [151]. Regarding skeletal muscle, it has been shown that hypoxic-induced mitophagy (8% oxygen for 72 h) was attenuated in various tissues from Fundc1 null mice, including skeletal muscle [150]. Skeletal muscle-specific deletion of Fundc1 (Fundc1 f/f; Ckmm–Cre or Fundc1 f/f; HSA–Cre) mice diminished exercise performance with decreased maximal mitochondrial respiratory and ATP production upon exercise, while there was no change in muscle fiber types or mitochondria content reported in the study [154].

In addition to the conventional mitophagy described above, recent studies have reported the secretion of mitochondrial-encapsulated microvesicles (mitovesicles) to outsource mitophagy upon mitochondrial stress in various types of cells [155,156,157]. As for the skeletal muscle, it has been shown an increased secretion of mitochondrial markers in serum vesicle fraction from muscle-specific Atg7 knockout mice (Atg7f/f; Ckmm–Cre, 4-month-old male mice) followed by a 3 days-consequent-eccentric-exercise to compensate for the mitochondria quality control [158]. Yet, those mitovesicles containing mitochondrial DNA and damage-associated molecular patterns could be a resource to activate innate immunity [156,159].

No direct evidence shows that mitophagy activity differs between different muscle fiber types, partially due to challenges in real-time monitoring and segregating mitochondrial biogenesis and degradation in vivo. With the intervention of mitophagy reporter mice such as mito-QC and mt-Keima, which targeted pH-sensitive fluorescence proteins to the mitochondria, the change of fluorescence activity could be used to follow the engulfing process of autolysosome, thus surveilling mitophagy flux in different muscle types is possible. Moreover, the newly developed mice that carried the MitoTimer reporter described earlier could differentiate newly synthesized mitochondria and oxidative mitochondria-targeted for degradation, which will also advance our knowledge in mitochondrial quality control in more detail.

생후 3개월령 마우스는 6주간 자발적 휠러닝 훈련을 실시한 후, 훈련 프로그램 종료 시점에 콜히친(0.4 mg/kg/일)을 2일간 주사했다. 주사 마지막 날, 마우스는 트레드밀 소진 시험에 투입된 후 시험 직후 채취되었다. 기존 연구 결과와 일관되게, 급성 운동 소진 검사는 Lc3 지질화 및 미토콘드리아와의 p62 결합 유동을 증가시켜 미토파지 유동 증강을 나타냈다. 그러나 고강도 운동으로 유발된 급성 미토파지 유동은 운동 훈련을 받은 쥐에서 훈련을 받지 않은 쥐에 비해 약화되었다. 고강도 운동 유발 미토파지 유동성 감쇠는 주로 운동 훈련 쥐에서 급성 스트레스에 더 빠르게 대응하기 위한 유익한 적응 때문으로, 이 쥐들은 기능적 미토콘드리아 수 증가와 파킨(Parkin)의 미토콘드리아 유입 증가로 미토콘드리아 품질 관리가 강화되었다.

근육 기능에서 미토파지의 중요성은 일반적 자가포식 또는 특정 미토파지 수용체 결함이 있는 다양한 마우스 모델에서 추가로 검증되었다. 근육 특이적 Atg7 결손은 mATG8 지질화를 위한 비정형 유비퀴틴 활성화 효소 E1로서, 연령에 따라 진행성 근위축 및 근력 약화를 유발한다 [143]. Atg7 플록스 마우스와 MLC1f-Cre 발현 트랜스제닉 마우스를 교배하여 생성된 근육 특이적 Atg7 녹아웃 마우스는 생존 가능하나 수명이 단축된다 [144]. Atg7 결손 EDL 근육에서는 근절 종단부인 Z선에서 비정상적 크리스타를 가진 거대 미토콘드리아의 축적과 부종성 미토콘드리아의 존재가 관찰되었으며, 이는 단백질 카르보닐화 증가로 확인된 산화 스트레스와 연관되었다. FDB 근섬유에서 분리된 Atg7 결핍 미토콘드리아는 대부분 탈분극화 상태였다. Ckmm–Cre를 이용해 Atg7을 제거한 다른 마우스 계통에서도 유사한 미토콘드리아 결함 결과가 보고되었으며, 이는 미토콘드리아 산소 소비량 감소[145]를 초래하여 자가포식이 미토콘드리아 품질 관리에 중요함을 시사한다. 골격근 및 미토콘드리아 기능 장애에도 불구하고, 근육 특이적 Atg7 녹아웃 수컷 생후 6개월 마우스에서는 지구력 달리기 능력 결함이 관찰되지 않았다[146]. 근육 특이적 Atg7 녹아웃 마우스에서 증가된 근육 Fgf21 분비는 백색 지방 위축과 전신적 포도당 및 인슐린 감수성 향상을 초래한다. Fgf21 결손은 해당 마우스에서 고지방 유발 대사 기능 장애에 대한 전신적 대사 보호 효과를 약화시킨다 [146]. 위 연구들에서 근육 유형 특이적 결함이 보고되지 않은 이유는 자가포식이 미토콘드리아뿐만 아니라 골격근 내 장수 단백질 및 기타 세포소기관에도 적용되는 일반적인 분해 과정이기 때문이다. 또한 Atg7 의존적 자가포식이 소실되더라도, Atg7 독립적 대체 자가포식이 Atg7 결핍 근섬유에서 생존을 위한 일정 수준의 자가포식 유지를 보상할 수 있다. 그럼에도 불구하고, Atg7이 제거된 성인 골격근에서도 근육 퇴행 및 비정상적인 미토콘드리아 축적이 관찰되었다 [143]. 2개월령 타목시펜 유도형 근육 특이적 Atg7 녹아웃 암컷 마우스(Atg7flox/flox; HAS-CRE-ER)에게 타목시펜을 복강 내 주사하여 투여하였다 (5 μg/일, 1주간). Atg7 결손 2주 후 골격근에서 Lc3(mATG8 계열) 지질화 억제 및 자가포식 수용체인 p62 축적이 뚜렷이 관찰되었다. Atg7의 급성 결손은 근위축, 근력 약화 및 위축된 섬유 내 미토콘드리아 축적을 유발하나 지구력 운동 능력에는 영향을 미치지 않았다. Atg7 의존적 자가포식은 지구력 달리기 능력에는 영향을 미치지 않지만, 운동 유발성 미토콘드리아 손상으로부터 미토콘드리아를 보호하는 데 필수적이다[136]. 마르코 산드리 연구팀은 동일한 타목시펜 유도형 근육 특이적 Atg7 녹아웃 마우스를 사용하여, 운동 전 Atg7 매개 자가포식/미토파지 급성 억제가 6개월령 암컷 마우스의 이심성 운동 후 미토콘드리아 탈분극 및 활성산소생성(ROS)을 악화시킨다는 점을 추가로 입증하였다 [136]. 운동에 대한 근육 및 미토콘드리아 손상 반응의 성별 차이는 추가 후속 연구가 필요하다.

전신 파킨(Parkin) 결손은 젊은 생쥐 근육(2~3개월령)에서 상태 3 미토콘드리아 호흡 감소로 이어진다 [138]. 노화 파킨 전신 녹아웃 마우스 근육(18개월령)에서는 상태 4 ROS 생성에서 진행성 미토콘드리아 기능 장애가 추가로 관찰되었다. 젊은 파킨 전신 녹아웃 마우스 근육에서는 총 달리기 거리 차이가 없음에도 불구하고, 고강도 운동 유발 미토파지 유동이 소멸되었다. Atg7 노크아웃 마우스에 비해 파킨 전신 노크아웃 마우스에서 관찰된 근육 표현형은 훨씬 미묘한데, 이는 유비퀴틴 독립적 미토파지의 보상 작용 때문일 수 있다. 그럼에도 불구하고, 파킨의 과발현은 젊은 수컷 마우스에서 미토콘드리아 활동 증가와 근육 비대화에 긍정적인 영향을 미친다 [147]. 젊은 생쥐(생후 3개월)의 우측 TA 및 GAS 근육에 근육 크레아틴 키나제 프로모터로 조절되는 파킨 유전자 서열을 포함하는 AAV를 근육 내 주사했으며, 대조측 다리(좌측 TA 및 GAS 근육)에는 대조군 AAV를 주사했다. 생후 3개월과 5개월에 두 차례 AAV 주사를 시행한 후 생후 7개월에 생쥐를 채취했다. AAV-Parkin 주입군에서 AAV-대조군 대비 복합체 II(SDH 염색) 및 복합체 IV(COX 염색) 활성 증가와 함께 근섬유 크기 및 무게 증가가 관찰되었다. 노화 수컷 쥐(18개월령 쥐에 18개월 및 20개월령 시 AAV 2회 주입 후 22개월령 시 채취)에서도 유사한 결과가 나타났다. 노화 마우스에서, 현장 수축 자극을 통해 측정된 TA 근육의 힘 또한 대조측 TA에 비해 파킨 과발현 TA에서 개선되었다. 종합적으로, 이러한 데이터는 파킨이 미토콘드리아 및 근육 건강 개선과 관련하여 노화 유발 산화 스트레스로부터 보호한다는 것을 시사한다.

유비퀴틴 독립적 미토파지(mitophagy)의 경우, Bnip3 [148], Bnip3L [149] 또는 Fundc1 [150]의 생식세포 절제 마우스는 정상적이고 생식 능력이 있습니다. 정상적인 발달을 위해서는 미토파지가 적혈구 성숙에 매우 중요하며, 이는 분화 과정에서 미토콘드리아를 제거하는 역할을 합니다. 한편, 미토파지의 비활성화는 혈소판 생존에 필요하며, 두 과정 모두 Bnip3L 활동에 크게 의존합니다 [149,151,152,153]. Bnip3L 결핍 마우스는 적혈구 내 미토콘드리아 잔류로 인해 빈혈과 혈소판 증가증을 보이며, 이는 적혈구 성숙을 저해하고 Bnip3L 매개 미토콘드리아 단백질 Bcl-XL의 자가포식적 분해를 방해함으로써 혈소판 수를 증가시킵니다. Bcl-XL은 미토콘드리아 매개 세포사멸의 활성화를 억제합니다. 혈소판 수가 증가했음에도 불구하고, Bnip3L 결핍 마우스에서는 출혈 또는 FeCl3에 의해 유발된 경동맥 혈전증에 의한 혈소판 활성화가 저해되어, 혈전을 유지하기 위한 에너지 집약적인 과정인 완전한 혈소판 활성화에 기능성 미토콘드리아가 중요함을 다시 한번 확인시켜 주었습니다 [151]. 골격근과 관련하여, Fundc1 결손 마우스의 다양한 조직(골격근 포함)에서 저산소증에 의한 미토파지(72시간 동안 8% 산소)가 약화된 것으로 나타났습니다 [150]. 골격근 특이적 Fundc1 결손(Fundc1 f/f; Ckmm–Cre 또는 Fundc1 f/f; HSA–Cre) 마우스는 운동 시 최대 미토콘드리아 호흡 및 ATP 생산이 감소하여 운동 능력이 저하되었으나, 연구에서 보고된 바에 따르면 근섬유 유형이나 미토콘드리아 함량에는 변화가 없었다 [154].

상기 기술된 기존 미토파지 외에도, 최근 연구에서는 다양한 세포 유형에서 미토콘드리아 스트레스 시 미토콘드리아가 캡슐화된 미세소포(미토베시큘)를 분비하여 미토파지를 외부화한다는 사실이 보고되었다[155,156,157]골격근의 경우, 근육 특이적 Atg7 녹아웃 마우스(Atg7f/f; Ckmm–Cre, 4개월령 수컷)에서 3일 연속 이심성 운동 후 혈청 소포 분획에서 미토콘드리아 표지자 분비 증가가 관찰되었으며, 이는 미토콘드리아 품질 관리를 보상하기 위한 것으로 나타났다[158]. 그러나 미토콘드리아 DNA와 손상 관련 분자 패턴을 포함하는 이러한 미토소포는 선천성 면역 활성화를 위한 자원이 될 수 있다 [156,159].

실시간 모니터링과 생체 내 미토콘드리아 생성과 분해의 분리 어려움으로 인해, 근섬유 유형 간 미토파지 활성 차이가 있다는 직접적 증거는 부분적으로 부족하다. pH 감응형 형광 단백질을 미토콘드리아에 표적화한 mito-QC 및 mt-Keima와 같은 미토파지 리포터 마우스의 개입을 통해, 형광 활성 변화를 통해 자가리소좀의 포식 과정을 추적할 수 있어, 다양한 근육 유형에서의 미토파지 유동 감시가 가능해졌다. 또한 앞서 설명한 MitoTimer 리포터를 보유한 새로 개발된 마우스는 새로 합성된 미토콘드리아와 분해를 위해 표적화된 산화성 미토콘드리아를 구분할 수 있어, 미토콘드리아 품질 관리에 대한 이해를 더욱 상세히 진전시킬 것이다.

3. Mitochondria in Human Myopathies

Mitochondria utilize various nutrients and generate diverse metabolites for cells to function and survive besides ATP. Hence, inherited mitochondrial diseases affect almost the entire body, yet those high energy-demand tissues such as skeletal muscle, cardiac muscle, and nerves are predominantly affected. The estimated preval‎ence of mitochondrial diseases ranged from 5 to 25 cases per 100,000 births [160,161,162]; however, there were no worldwide epidemiological data to verify these estimates. The clinical and genetic variability of the diseases makes it difficult to estimate preval‎ence accurately. Many patients with mitochondrial diseases may never have been diagnosed because of their nonspecific symptoms, leading to the masquerade of other diseases. Three forms of genetic alternation: mutations in the nuclear DNA encoded mitochondrial genes for mitochondrial morphology, dynamic function, biogenesis, or degradation; mutation or deletion of mitochondria DNA could all contribute to primary mitochondrial myopathies [163]. The updated sequence database from the mitochondrial diseases is available at MSeqDR (https://mseqdr.org/ (accessed on 10 June 2023)) [164]. There are also secondary mitochondrial diseases from mutations of nuclear DNA that indirectly affect mitochondrial operation. Primary mitochondrial myopathies are subtypes of inherited mitochondria diseases in which patients have prominent skeletal muscle problems, including fatigue, weakness, and exercise intolerance. This review will only focus on myopathy, even though other symptoms of primary or secondary mitochondrial diseases are present. The other manifestations have been discussed in other reviews, which readers can refer to [165,166].

3. 인간 근육병에서의 미토콘드리아

미토콘드리아는

ATP 외에도 세포 기능과 생존을 위해 다양한 영양소를 이용하고 여러 대사 산물을 생성합니다.

따라서

유전성 미토콘드리아 질환은

거의 전신에 영향을 미치지만,

골격근, 심근, 신경과 같은 고에너지 수요 조직이 주로 영향을 받습니다.

미토콘드리아 질환의 추정 유병률은

출생 10만 명당 5~25건으로 보고되었습니다[160,161,162]; 그

러나 이러한 추정치를 검증할 수 있는 전 세계적 역학 데이터는 존재하지 않습니다. 질환의 임상적·유전적 다양성으로 인해 정확한 유병률 추정이 어렵습니다. 비특이적 증상으로 인해 다른 질환으로 오인되는 경우가 많아 많은 미토콘드리아 질환 환자들이 진단받지 못할 수 있습니다. 세 가지 형태의 유전적 변이가 원발성 미토콘드리아 근병증에 기여할 수 있다: 핵 DNA에 암호화된 미토콘드리아 유전자의 돌연변이; 미토콘드리아 DNA의 돌연변이 또는 결실 [163]. 미토콘드리아 질환의 업데이트된 서열 데이터베이스는 MSeqDR(https://mseqdr.org/ (2023년 6월 10일 접속))에서 확인할 수 있다 [164]. 핵 DNA 돌연변이로 인해 간접적으로 미토콘드리아 기능에 영향을 미치는 이차성 미토콘드리아 질환도 존재한다. 원발성 미토콘드리아 근병증은 피로, 근력 약화, 운동 불내성 등 뚜렷한 골격근 문제를 보이는 유전성 미토콘드리아 질환의 하위 유형이다.

본 리뷰는 원발성 또는 이차성 미토콘드리아 질환의 다른 증상이 존재함에도 불구하고 근병증에만 초점을 맞춘다.

다른 증상들은 다른 리뷰에서 논의되었으며 독자들은 이를 참고할 수 있다[165,166].

3.1. Primary Mitochondrial Myopathies

The diagnosis of primary mitochondrial myopathies is confirmed by genetic tests sequencing variations or deletions in the genes known to cause the disease, in addition to histochemical and biochemical analysis in muscle biopsy. An elevated blood lactate level could also signify a deficiency in the electron transport chain. Detailed family history is also required to verify the pattern of inheritance. The major type of genetic mutation or deletion causing primary mitochondrial myopathies is summarized in Table 1. The decline of mitochondria respiration function due to genetic alternations contributes to skeletal muscle weakness, fatigue, and exercise intolerance in primary mitochondrial myopathies [167,168,169,170,171,172,173]. Mitochondrial myopathies can affect various muscles and cause muscle dysfunction all over the body, including facial and neck muscles, limb muscles, and even cardiac and respiration muscles, which may lead to death [173,174,175].

3.1. 일차성 미토콘드리아 근병증

일차성 미토콘드리아 근병증의 진단은 근육 생검을 통한 조직화학적 및 생화학적 분석과 더불어, 질병을 유발하는 것으로 알려진 유전자들의 변이 또는 결실을 확인하는 유전자 검사 시퀀싱을 통해 확정된다. 혈중 젖산 수치의 상승 역시 전자 전달계의 결핍을 시사할 수 있다. 유전 양상을 확인하기 위해 상세한 가족력 조사도 필요합니다. 원발성 미토콘드리아 근병증을 유발하는 주요 유전자 변이 또는 결실 유형은 표 1에 요약되어 있습니다. 유전자 변이로 인한 미토콘드리아 호흡 기능 저하는 원발성 미토콘드리아 근병증에서 골격근 약화, 피로, 운동 불내성을 유발합니다 [167,168,169,170,171,172,173]. 미토콘드리아 근병증은 다양한 근육에 영향을 미쳐 얼굴과 목 근육, 사지 근육, 심지어 심장 및 호흡근을 포함한 전신 근육 기능 장애를 유발할 수 있으며, 이는 사망으로 이어질 수 있습니다[173,174,175].

Table 1.

The major types of genetic mutation or deletion cause primary mitochondrial myopathies.

MyopathyGene of MutationnDNA/mtDNAMuscle and Mitochondria PhenotypesReference

CPEO	POLG1, POLG2, ATN1, C10ORF2, Opa1, TK2, and multiple mtDNA or mtRNA	nDNA/mtDNA	mitochondria with swollen cristae or paracrystalline inclusions. Reduce mitochondria respiration capacity. Increase ROS generation. Mitochondria fusion defect.	[167,174,176]
TK-2 DEFICIENCY	TK2	nDNA	Selective loss of type II fiber. Increase the proportion of SDH staining positive fiber and Cox staining negative fiber.	[177]
KEARNS-SAYRE SYNDROME	Variable single mtDNA deletion	mtDNA	Reduce mitochondria respiration activity.	[169]
MELAS	MT-TL1, MT-TH, MT-TV, MT-ND5, and MT-ND5	mtDNA	Enlarged mitochondria or slightly swollen small mitochondria. Reduce mitochondria respiration activity and increase ROS generation.	[168,178]
MERRF	MT-TK, MT-TL1, MT-TH, and MT-TS1	mtDNA	Reduce mitochondria respiration activity, increase ROS generation, ROS clearance defect.	[170,178,179,180]
COQ10 DEFICIENCY	COQ2, COQ4, COQ6, COQ7, COQ8A, COQ8B, COQ9, PDSS1, and PDSS2	nDNA	Reduce mitochondria respiration activity.	[171]
LEIGH SYNDROME	ND2, and SURF1	nDNA	Reduce mitochondria respiration activity, reduce mitochondria complex I activity.	[172]

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Chronic progressive external ophthalmoplegia (CPEO) describes a range of heritable myopathy that affects the extra-ocular muscle particularly. The common symptoms of CPEO are ophthalmoplegia, paralysis or weakness of the extra-ocular muscles, and ptosis, droopy eyelid. As the condition deteriorates, oropharyngeal and proximal muscle weakness emerge. The majority of patients tested possess at least one mitochondrial DNA deletion. The other frequent mutations on nuclear DNA encoded genes required for mitochondrial functions are genes involved in mtDNA replication: POLG, polymerase gamma, C10ORF2, mtDNA helicase, RRM2B, ribonucleotide reductase, and TK2, mitochondrial thymidine kinase 2; mitochondrial ATP transportation: ANT1, adenine nucleotide transporter 1; mitochondrial morphology: Opa1, profusion factor for mitochondrial inner membrane.

Thymidine kinase 2 deficiency is also responsible for Mitochondrial DNA Depletion Syndrome 2. TK2 is required for recycling nucleotides for mtDNA synthesis and repair. TK2 mutation causes a shortage of nucleotide for mtDNA maintenance, leading to the depletion of mtDNA. The symptom of thymidine kinase 2 deficiency predominantly presents with muscle manifestations. The breathing difficulties usually cause respiratory failure and lead to early death in the infantile-onset form. Progressive muscle weakness from the proximal limb, ophthalmoplegia, and oropharyngeal are commonly reported, similar to CPEO.

Kearns–Sayre syndrome (KSS) is a neuromuscular disorder and is often characterized by pigmentary retinopathy with complications associated with CPEO. Progressive cardiac dysfunction and congestive cardiac failure are also features of KSS. The onset of KSS typically starts before age 20. KSS is predominantly caused by single large-scale deletions of mtDNA.

Mitochondrial encephalomyopathy, lactic acidosis, and stroke-like episodes (MELAS) are generally linked to complications in multiple body systems. Typical symptoms related to skeletal muscles are muscle weakness and muscle denervation. Excess mitochondria are accumulated in subsarcolemmal zones of skeletal muscle fibers. MELAS is caused by a point mutation in one or multiple mitochondrial encoded genes for mitochondrial tRNA: MT-TL1, MT-TH, and MT-TV and OXPHOS complex: MT-ND1, MT-ND5. The majority of cases (80%) have the m. 3243A>G mutation in the MT-TL1.

Myoclonic epilepsy with ragged red fibers (MERRF) is another disorder affecting many body parts. Particularly, MERRF is known to cause muscle cramps, weakness, and progressive stiffness. When staining muscle biopsy from MERRF patients with Gomori Trichrome, the ragged-red fibers are visible under the microscope. The accumulation of mitochondria results in an irregular outline of the muscle fiber, showing red ridges and a skewed sarcoma, which causes the “ragged” appearance. Mutations in mitochondrial tRNA for mitochondrial translation are the causes of MERRF. More than 80% of MERRF cases have mutations in MT-TK; the rest include MT-TL1, MT-TH, and MT-TS1.

만성 진행성 외안근 마비(CPEO)는 특히 외안근에 영향을 미치는 유전성 근병증의 범주를 설명합니다. CPEO의 일반적인 증상은 안근 마비, 외안근 마비 또는 약화, 안검하수(눈꺼풀 처짐)입니다. 상태가 악화됨에 따라 구인두 및 근위부 근육 약화가 나타납니다. 검사받은 대부분의 환자는 최소 한 개의 미토콘드리아 DNA 결실을 보유한다. 미토콘드리아 기능에 필요한 핵 DNA 암호화 유전자에서 흔히 발견되는 다른 돌연변이는 다음과 같습니다: mtDNA 복제에 관여하는 유전자: POLG(폴리머레이스 감마), C10ORF2(mtDNA 헬리카제), RRM2B(리보뉴클레오티드 환원효소), TK2(미토콘드리아 티미딘 키나제 2); 미토콘드리아 ATP 수송: ANT1(아데닌 뉴클레오티드 수송체 1); 미토콘드리아 형태: Opa1(미토콘드리아 내막 다량 생성 인자).

티미딘 키나제 2 결핍은 또한 미토콘드리아 DNA 고갈 증후군 2를 유발합니다. TK2는 mtDNA 합성 및 수리를 위한 뉴클레오티드 재활용에 필요합니다. TK2 돌연변이는 mtDNA 유지에 필요한 뉴클레오티드 부족을 초래하여 mtDNA 고갈로 이어집니다. 티미딘 키나제 2 결핍의 증상은 주로 근육 증상으로 나타납니다. 호흡 곤란은 일반적으로 호흡 부전을 유발하며, 영아 발병형에서는 조기 사망으로 이어집니다. 근위부 사지부터 시작되는 진행성 근력 약화, 안구 운동 마비, 구인두 마비가 흔히 보고되며, 이는 CPEO와 유사합니다.

Kearns–Sayre 증후군(KSS)은 신경근 질환으로, CPEO와 관련된 합병증을 동반한 색소성 망막병증이 특징입니다. 진행성 심장 기능 장애 및 울혈성 심부전 역시 KSS의 특징입니다. KSS의 발병은 일반적으로 20세 이전에 시작됩니다. KSS는 주로 mtDNA의 단일 대규모 결손에 의해 발생합니다.

미토콘드리아 뇌근병증, 젖산증, 뇌졸중 유사 증상(MELAS)은 일반적으로 여러 신체 시스템의 합병증과 연관됩니다. 골격근과 관련된 전형적인 증상은 근력 약화와 근신경절단입니다. 골격근 섬유의 근막하 영역에 과잉 미토콘드리아가 축적됩니다. MELAS는 미토콘드리아 tRNA(MT-TL1, MT-TH, MT-TV) 및 산화적 인산화 복합체(OXPHOS, MT-ND1, MT-ND5)를 암호화하는 하나 이상의 미토콘드리아 유전자에서 발생하는 점 돌연변이에 의해 유발됩니다. 대부분의 사례(80%)는 MT-TL1 유전자에서 m. 3243A>G 돌연변이를 보입니다.

불규칙적 적색 섬유를 동반한 근간대성 간질(MERRF)은 여러 신체 부위에 영향을 미치는 또 다른 질환이다. 특히 MERRF는 근육 경련, 쇠약, 진행성 경직을 유발하는 것으로 알려져 있다. MERRF 환자의 근육 생검을 고모리 삼색 염색법으로 염색하면 현미경 하에서 불규칙적 적색 섬유가 관찰된다. 미토콘드리아의 축적은 근섬유의 불규칙한 윤곽을 초래하여 붉은 융기(red ridges)와 비뚤어진 근육 섬유(skewed sarcoma)를 보여줌으로써 “불규칙한” 외관을 유발한다. 미토콘드리아 번역을 위한 미토콘드리아 tRNA의 돌연변이가 MERRF의 원인이다. MERRF 사례의 80% 이상이 MT-TK에 돌연변이를 보이며, 나머지는 MT-TL1, MT-TH 및 MT-TS1을 포함한다.

3.2. Other Myopathies with Mitochondria Symptoms

The non-mitochondrial myopathies are elicited by mutations in other genes unrelated to mitochondria directly; some also have a diverse spectrum of mitochondrial symptoms. Myofibrillar myopathies (MFMs) are a group of rare genetic neuromuscular disorders that causes progressive muscle weakness involving skeletal, cardiac, and smooth muscles with various degree of severity. Myopathic conditions such as focal myofibrillar destruction and accumulated aggregates of myofibrillar elements define MFMs. Depending on the subtype and associated gene mutation, myofibrillar myopathies may manifest in childhood or late adulthood. The prime genetic mutation responsible for MFMs is outlined in Table 2. Most mutations are involved in intermyofibrillar scaffolds (located in Z-disc) for filamentous intermyofibrillar cytoskeleton arrangement, including intermediate filament proteins such as DESMIN, the actin-cross-linking proteins such as MYOT, LDB3, and FLNC, the molecular chaperon such as CRYAB, BAG3, and HSPB8, and the multifunctional cytoskeletal linker such as PLEC. Each sarcomere is connected by intermyofibrillar scaffolds (located in Z-disc) that anchor thin filaments and transmit force along the myofibril. During the contraction, the z-disc ensures myofibrils change length in unison and prevents damage to membrane systems that span between myofibrils. Intermyofibrillar scaffolds are also critical for the arrangement of the intermyofibrillar mitochondria located at the I-band, which align on both sides of the z-disc. MFMs are often underpinned by mitochondrial dysfunction at the cellular level. Myofibrillar destruction disrupts the distribution of mitochondria. Abnormal mitochondrial morphology, such as vacuolization and swollen, and mitochondrial mislocalization, such as the depletion of mitochondria in the intermyofibrillar space and aggregation in the subsarcolemmal space, have been reported in the muscles of MFM patients [181,182]. The study from mice lacking Desmin recapitulates many features in myopathy from MEM patients [183] and confirm‎s the subsarcolemmal aggregation of mitochondria in young (1-month-old) and progressive in adult (8-month to 1-year-old) mouse muscle [184]. Noted that the isolated mitochondria from Desmin null mouse heart did not show respiratory defects in the present with pyruvate or glutamate plus malate or succinate alone. Yet, the single fiber isolated from the soleus or ventricular muscle of the heart displays a significant reduction of ADP-stimulated respiration, and the decrease of respiration is not due to mitochondrial content as citrate synthase activities were used as a quantification of mitochondrial content showed no difference. The respiratory defect in Desmin-null mice was not observed in fiber isolated from the GAS muscle, which has relatively lower mitochondria than the soleus muscle. Thus, these data implied proper mitochondrial positioning along muscle fibers is vital for effective reparatory activity.

3.2. 미토콘드리아 증상을 동반하는 기타 근병증

비미토콘드리아성 근병증은 미토콘드리아와 직접 관련이 없는 다른 유전자의 돌연변이에 의해 유발되며, 일부는 다양한 미토콘드리아 증상을 동반하기도 합니다. 근섬유근병증(MFMs)은 골격근, 심근, 평활근을 침범하는 진행성 근력 약화를 유발하는 희귀 유전성 신경근 질환군으로, 중증도는 다양하다. 국소적 근섬유 파괴 및 근섬유 성분 축적과 같은 근병증적 소견이 MFMs의 특징이다. 하위 유형 및 관련 유전자 돌연변이에 따라 근섬유근병증은 소아기 또는 노년기에 발현할 수 있다. MFM을 유발하는 주요 유전자 변이는 표 2에 요약되어 있습니다.

대부분의 변이는 섬유상 근섬유간 세포골격 배열을 위한 근섬유간 스캐폴드(Z-disc에 위치)와 관련되어 있으며, 여기에는 중간섬유 단백질(예: DESMIN), 액틴 교차결합 단백질(예: MYOT, LDB3, FLNC), 분자 샤페론(예: CRYAB, BAG3, HSPB8, 그리고 PLEC과 같은 다기능 세포골격 연결 단백질이 포함됩니다. 각 근절은 Z-디스크에 위치한 근섬유 간 스캐폴드에 의해 연결되어 얇은 필라멘트를 고정하고 근섬유를 따라 힘을 전달합니다. 수축 과정에서 Z-디스크는 근섬유들이 일제히 길이를 변화하도록 보장하며, 근섬유 사이에 걸쳐 있는 막 시스템의 손상을 방지한다. 근섬유간 스캐폴드는 또한 I-밴드에 위치한 근섬유간 미토콘드리아의 배열에 중요하며, 이들은 Z-디스크 양측에 정렬된다. 근섬유간 미토콘드리아 장애(MFM)는 종종 세포 수준에서 미토콘드리아 기능 장애에 기인한다. 근섬유소 파괴는 미토콘드리아 분포를 교란시킵니다. MFM 환자의 근육에서는 비공화 및 부종과 같은 비정상적인 미토콘드리아 형태와, 근섬유소 간 공간에서의 미토콘드리아 고갈 및 근막하 공간에서의 응집과 같은 미토콘드리아 위치 이상이 보고되었습니다 [181,182]. 데스민 결핍 마우스 연구는 MEM 환자의 근병증 특징 다수를 재현하며[183], 어린(생후 1개월) 마우스 근육에서 미토콘드리아의 근막하 집적 현상이 관찰되고 성체(생후 8개월~1년) 마우스 근육에서 진행성 변화를 확인하였다[184]. 데스민 결핍 마우스 심장에서 분리된 미토콘드리아는 피루브산 또는 글루타메이트와 말레이트 또는 숙시네이트 단독 존재 시 호흡 결함을 보이지 않았다. 그러나 심장의 비복근 또는 심실근에서 분리된 단일 섬유는 ADP 자극 호흡이 현저히 감소했으며, 이 감소는 미토콘드리아 함량에 기인하지 않았다. 미토콘드리아 함량 정량화 지표로 사용된 시트르산 합성효소 활성도는 차이가 없었기 때문이다. 데스민 결손 마우스의 호흡 결함은 비복근보다 상대적으로 미토콘드리아 함량이 낮은 가자미근에서 분리된 섬유에서는 관찰되지 않았다. 따라서 이러한 데이터는 근섬유를 따라 적절한 미토콘드리아 배치가 효과적인 호흡 활성에 필수적임을 시사한다.

Table 2.

The prime genetic mutation responsible for MFMs [185].

MyopathyGene of MutationnDNA/mtDNAMuscle and Mitochondria Phenotypes

ab-crystallinopathy	CRYAB	nDNA	Increase the proportion of rubbed-out fibers (low complex II activity), Cox staining negative fibers (low complex IV activity), and paracrystalline inclusions.
BAG3 myopathy	BAG3	nDNA	Increase the proportion of rubbed-out fibers (low complex II activity)
Desminopathy	DES	nDNA	Altered mitochondria distribution. Cox negative fibers (low complex IV activity). Enlarged, vacuolated mitochondria. Mitochondria with abnormal cristae. Mitochondria with paracrystalline inclusion.
DNAJB6	DNAJB6	nDNA	Increase proportion of rubbed-out fibers (low complex II activity), Cox staining negative fibers (low complex IV activity)
FHL1	FHL1	nDNA	Increase the proportion of rubbed-out fibers (low complex II activity), Cox staining negative fibers (low complex IV activity), and Ragged Red Fibers.
Filaminopathy	FLNC	nDNA	Increase the proportion of Cox staining negative fibers (low complex IV activity), Ragged Red Fibers.
Myotilinopathy	MYOT	nDNA	Increase proportion of rubbed-out fibers (low complex II activity), Cox staining negative fibers (low complex IV activity)
Plectinopathy	PLEC	nDNA	Abnormal mitochondria distribution, increased proportion of rubbed-out fibers (low complex II activity), Cox staining negative fibers (low complex IV activity), and paracrystalline inclusions
Titinopathy	TTN	nDNA	Focal areas of mitochondrial depletion, increased proportion of Cox staining negative fibers (low complex IV activity), and paracrystalline inclusions
ZASPopathy	ZASP	nDNA	Increase proportion of rubbed-out fibers (low complex II activity), Cox staining negative fibers (low complex IV activity)

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Another common myopathy is central core disease (CCD), a rare genetic neuromuscular disorder classified as a congenital myopathy, which is present at birth (congenital) and causes muscle weakness. The typical histopathological feature of CCD is the appearance of “core” lesions, predominately in type I fibers. These cores are characterized by the depletion of mitochondria, which is validated by a lack of oxidative enzyme activities. Most cases of CCD carry mutations on Ryanodine receptor 1 (Ryr1), which encodes a calcium release channel in the sarcoplasmic reticulum [186]. Pathogenic Ryr1 mutations result in calcium leaks from the sarcoplasmic reticulum, leading to mitochondrial calcium overload. Using transgenic mice to model Ryr1-related myopathy, Boncompagni and colleagues showed that the heterozygous Y522S knock-in (Y522S in human Ryr1 corresponding to Y524S in mouse Ryr1) mice showed the appearance of mitochondrial damage such as swollen, misshapen, and/or disrupted by EM analysis before the core formation at 2 months of age [187].

Other myopathies, including dermatomyositis, Pompe disease, metabolic myopathy, and dysferlinopathy (Table 3), are also found to show abnormal mitochondria morphology or/and mitochondria respiration activity defects [188,189,190,191]. In addition, increased ROS generation, mitochondria calcium overload, and mitophagy impairment have been reported in Pompe disease [189,192]. As described above, type I fiber predominance of mitochondria dysfunction is found in non-mitochondrial myopathies. Type I fiber-specific atrophy is also reported in several non-mitochondrial myopathies, implying that the high mitochondria content in type I fiber may cause it to be more susceptible to mitochondrial dysfunction [193,194].

또 다른 흔한 근병증은 중추핵병증(CCD)으로, 선천성 근병증으로 분류되는 희귀 유전성 신경근 질환입니다. 이 질환은 출생 시부터 존재하며(선천성) 근력 약화를 유발합니다. CCD의 전형적인 조직병리학적 특징은 주로 제1형 섬유에서 나타나는 “핵” 병변의 출현입니다. 이러한 핵은 산화 효소 활성 부족으로 확인되는 미토콘드리아 고갈이 특징입니다. 대부분의 CCD 사례는 근육소포체 내 칼슘 방출 채널을 암호화하는 라이아노딘 수용체 1(Ryr1)의 돌연변이를 동반한다[186]. 병인성 Ryr1 돌연변이는 근육소포체로부터의 칼슘 누출을 초래하여 미토콘드리아 칼슘 과부하를 유발한다. Ryr1 관련 근병증을 모델링하기 위해 유전자 변형 마우스를 사용한 Boncompagni 등의 연구에서, 이형접합 Y522S 녹인(인간 Ryr1의 Y522S는 마우스 Ryr1의 Y524S에 해당) 마우스는 생후 2개월에 코어 형성 이전에 전자현미경 분석을 통해 미토콘드리아 손상(예: 부종, 변형 및/또는 구조 파괴)이 나타남을 보여주었다 [187].

피부근육염, 폼페병, 대사성 근병증, 디스퍼린병(표 3)을 포함한 다른 근병증들에서도 비정상적인 미토콘드리아 형태 및/또는 미토콘드리아 호흡 활성 결함이 관찰된다[188,189,190,191]. 또한 폼페병에서는 증가된 ROS 생성, 미토콘드리아 칼슘 과부하, 미토파지 장애가 보고되었다[189,192]. 위에서 설명한 바와 같이, 비미토콘드리아성 근병증에서도 미토콘드리아 기능 장애가 제1형 섬유에서 주로 발견됩니다. 제1형 섬유 특이적 위축도 여러 비미토콘드리아성 근병증에서 보고되어, 제1형 섬유의 높은 미토콘드리아 함량이 미토콘드리아 기능 장애에 더 취약하게 만들 수 있음을 시사합니다 [193,194].

Table 3.

The major types of genetic mutation or deletion cause other myopathies with mitochondria phenotypes.

MyopathyGene of MutationnDNA/mtDNAMuscle and Mitochondria PhenotypesReference

dermatomyositis	Unknown		Increase the proportion of SDH staining positive fiber and Cox staining negative fiber.	[188]
Pompe Disease	GAA	nDNA	Short and fragmented mitochondria reduce mitochondria respiration activity and ATP generation. Increase ROS generation. Mitochondria calcium overload. Increase expression‎ of mitochondria dynamic-related protein but reduce mitophagy activity.	[189,192]
Metabolic myopathy	MIEF2	nDNA	Elongated mitochondria, aberrant mitochondrial cristae organization.	[190]
Dysferlinopathy	DYSF	nDNA	Decrease complex I, III, and IV protein level and activity, decrease cell ATP level.	[191]

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4. Mitochondria in Skeletal Muscle Aging

4.1. Effects of Aging on Mitochondria Content and Function

Mitochondrial content and respiration activity have been shown to decrease together with increased oxidative stress in skeletal muscle from both rodents and humans during aging [195,196,197,198,199,200]. Mitochondrial respiration measured in permeabilized muscle fiber shows decreased mitochondrial respiration with age from the vastus lateralis muscle of 38 participants recruited in the Baltimore Longitudinal Study of Aging (age 24–91 years) [199]. The age-related decrease in mitochondrial respiratory capacity was linked to declines in mobility (gait speed and time to complete the 400 m walking test), muscle strength (grip strength and knee extension strength), cardiorespiratory fitness (VO2max), and mitochondrial oxidative capacity (31P magnetic resonance spectroscopy estimates the phosphocreatine recovery rate after a rapid and intense ballistic knee extension exercise) independent of sex and body composition. Age-related decline in mitochondrial respiration activity reveals a pattern specific to muscle fiber type: the respiratory activity of mitochondria isolated from glycolytic muscle (TA) but not from oxidative muscle (soleus) decreased significantly in old mice (28–29 months of age) compared to their youth counterpart (3 months of age) [201]. Despite the similar aging-associated changes in proteins regulating mitochondrial homeostasis in oxidative and glycolytic muscle, oxidative muscles are protected from age-related mitochondrial dysfunction.

4. 골격근 노화에서의 미토콘드리아

4.1. 노화가 미토콘드리아 함량 및 기능에 미치는 영향

노화 과정에서

설치류와 인간의 골격근 모두에서 미토콘드리아 함량과 호흡 활성이 감소하고

산화 스트레스가 증가하는 것으로 나타났습니다 [195,196,197,198,199,200].

볼티모어 노화 종단 연구(Baltimore Longitudinal Study of Aging)에 참여한 38명의 참가자(24~91세)의 대퇴사두근(vastus lateralis)에서 투과성 근섬유로 측정된 미토콘드리아 호흡은 연령이 증가함에 따라 감소하는 것으로 나타났습니다 [199]. 연령 관련 미토콘드리아 호흡 능력 감소는 성별 및 체성분과 무관하게 이동성(보행 속도 및 400m 걷기 테스트 완료 시간), 근력(악력 및 무릎 신전력), 심폐 기능(VO2max), 미토콘드리아 산화 능력(급속 강도 높은 탄도적 무릎 신전 운동 후 인산크레아틴 회복률을 31P 자기공명 분광법으로 추정)의 저하와 연관되었다. 연령 관련 미토콘드리아 호흡 활동 감소는 근섬유 유형에 특정한 패턴을 보여준다:

산화성 근육(종아리근)이 아닌 당분해성 근육(종아리근)에서 분리된 미토콘드리아의 호흡 활동은 노령 마우스(28~29개월령)에서 젊은 대조군(3개월령)에 비해 현저히 감소하였다 [201]. 산화성 근육과 당분해성 근육에서 미토콘드리아 항상성을 조절하는 단백질의 노화 관련 변화는 유사함에도 불구하고, 산화성 근육은 노화 관련 미토콘드리아 기능 장애로부터 보호된다.

Mitochondrial dysfunction, defined as lower respiration activity and greater oxidative stress, was speculated to drive cellular damage underlying muscle age [202,203]. An increase in mitochondrial oxidative stress resulting from ROS overproduction might trigger cell death and thus could be prevented by mitochondrial antioxidants. Despite this, there is still no consensus on whether ROS production is elevated in aging human muscle. Two-fold increased glutamate, malate, and succinate-induced H2O2 emission was reported in isolated mitochondria from old (age 67.3 ± 1.5 years, n = 6) than young (age 23.5 ± 2.0 years, n = 6) healthy sedentary men lived in Denmark [204]. Despite the lower systemically VO2max in elderly subjects, no direct measurement of mitochondrial ATP production was reported from the above study. Opposite to the earlier study, a later study using a bigger cohort reported that both mitochondrial ATP and ROS production were significantly lower in old (age ≥ 65 years, n = 35) than in young (age 18–30 years, n = 22) healthy sedentary people in Texas, USA [205]. The decline of mitochondrial ATP and ROS production was consistent in the presence of different respiratory substrates: succinate, glutamate/malate, or pyruvate/malate. Yet, two other studies that recruited healthy men living in Denmark showed no age-associated difference in mitochondrial ATP and ROS production in the presence of respiratory substrates, succinate, or pyruvate/malate, despite the lower systemically VO2max. Notice that in the first study, the physical activities were comparable between young (age 20–30 years, n = 24) and old (age 60–70 years, n = 29) men that, on average, 3 days for hard exercise and 3–4 days for moderate exercise per week, which might hinder the age-related changes in this considerably activate healthy aging group [206]. Similarly, the daily physical activity level is also comparable between young (age 23.4 ± 0.5 years, n = 17) and old (age 68.1 ± 1.1 years, n = 15) men in the second study [207]. The lack of consensus on age-related changes in mitochondrial ROS production might have originated from the different physical activities of subjects between studies.

Although there is no consensus on the effects of age on mitochondrial ROS production, increased oxidative damage shown by higher lipid peroxidation and protein carbonylation in aged skeletal muscle has been observed [208,209,210,211]. A previous study compared the activity of ROS scavenging by examining the expression‎ of antioxidant enzymes and oxidative damage markers in rectus abdominis (muscle for posture) and vastus lateralis (muscle for movement) muscle from the elderly group (66–90 years old, n = 12~16) and young individual (18–48 years old, n = 5~8) [208]. A significant increase of lipid peroxidation was observed in aged vastus lateralis muscle, whereas no difference was found in aged rectus abdominis muscle compared to their respective younger counterparts. Among antioxidant enzymes, levels of Mn-dependent superoxide dismutase (SOD2) in rectus abdominis muscles of an older age group were higher than those of their younger counterparts and age-matched vastus lateralis muscle. Whether the selective protection of oxidative stress in aged rectus abdominis muscle due to muscle type transition with age is unclear since age-related reductions in type II fiber determined by histochemical analysis of myosin-ATPase were found in both muscle types.

호흡 활동 저하와 산화 스트레스 증가로 정의되는 미토콘드리아 기능 장애는

근육 노화의 근본적인 세포 손상을 유발하는 것으로 추정되었다 [202,203].

ROS 과잉 생산으로 인한 미토콘드리아 산화 스트레스 증가는

세포 사멸을 유발할 수 있으며,

따라서 미토콘드리아 항산화제로 예방될 수 있다.

그럼에도 불구하고

노화 인간 근육에서 ROS 생산이 증가하는지에 대해서는

아직 합의가 이루어지지 않았다.

덴마크에 거주하는 젊은(23.5 ± 2.0세, n = 6) 건강한 비활동성 남성보다

노년(67.3 ± 1.5세, n = 6) 남성의 분리된 미토콘드리아에서

글루타메이트, 말레이트, 숙신산에 의해 유발된 H₂O₂ 방출이 2배 증가한 것으로 보고되었다 [204].

노년 대상자의 전신적 최대산소소비량(VO2max)이 낮음에도 불구하고,

상기 연구에서는 미토콘드리아 ATP 생산량의 직접 측정이 보고되지 않았다. 이전 연구와 달리, 더 큰 코호트를 활용한 후속 연구에서는 미국 텍사스주에서 젊은 비활동성 건강한 사람(18–30세, n = 22)에 비해 노년 비활동성 건강한 사람(65세 이상, n = 35)에서 미토콘드리아 ATP 및 ROS 생산량이 모두 유의미하게 낮다고 보고하였다 [205]. 미토콘드리아 ATP 및 ROS 생산의 감소는 숙신산, 글루타메이트/말산염 또는 피루브산/말산염과 같은 다양한 호흡 기질이 존재하는 경우에도 일관되게 관찰되었다. 그러나 덴마크에 거주하는 건강한 남성을 대상으로 한 다른 두 연구에서는 전신 VO2max가 낮음에도 불구하고 숙신산 또는 피루브산/말산염과 같은 호흡 기질이 존재하는 경우 미토콘드리아 ATP 및 ROS 생산에 연령 관련 차이가 나타나지 않았다. 첫 번째 연구에서 젊은 남성(20~30세, n = 24)과 노인 남성(60~70세, n = 29)의 신체 활동 수준은 유사했으며, 평균적으로 주당 고강도 운동 3일, 중등도 운동 3~4일을 수행했다. 이는 상당히 활동적인 건강한 노화 집단에서 연령 관련 변화를 관찰하는 데 방해가 되었을 수 있다 [206]. 마찬가지로 두 번째 연구에서도 젊은 남성(23.4 ± 0.5세, n = 17)과 노인 남성(68.1 ± 1.1세, n = 15)의 일일 신체 활동 수준이 유사했습니다[207]. 미토콘드리아 ROS 생산의 연령 관련 변화에 대한 합의 부족은 연구 간 대상자의 신체 활동 차이에서 비롯되었을 수 있습니다.

미토콘드리아 ROS 생산에 대한 연령의 영향에 대한 합의는 없지만, 노화된 골격근에서 더 높은 지질 과산화 및 단백질 카르보닐화를 통해 증가된 산화적 손상이 관찰되었다[208,209,210,211]. 이전 연구에서는 노인 그룹(66~90세, n = 12~16)과 젊은 그룹(18~48세, n = 5~8)의 복직근(자세 유지 근육)과 외측광근(운동 근육)에서 항산화 효소 발현과 산화 손상 표지자를 조사하여 ROS 소거 활성을 비교하였다[208]. 노화 외측 대퇴사두근에서는 지질 과산화 증가가 유의미하게 관찰된 반면, 노화 복직근에서는 젊은 대조군과 비교해 차이가 없었습니다. 항산화 효소 중 망간 의존성 슈퍼옥사이드 디스뮤타제(SOD2) 수치는 고령군 복직근에서 젊은 대조군 및 연령을 매칭한 외측광근보다 높았다. 근육 유형 전환에 따른 노화 복직근의 선택적 산화 스트레스 보호 효과는 불분명하다. 미오신-ATPase 조직화학적 분석으로 확인된 II형 섬유 감소가 두 근육 유형 모두에서 관찰되었기 때문이다.

Meta-analysis of randomized controlled trials has shown that multivitamins used for antioxidant supplements had no effect on all-cause mortality [212] or prevention of aging-associated diseases [213,214,215,216]. In addition, as described in Section 2.2, even though excess ROS harms cells, physiological ROS levels are necessary for muscle health. Antioxidant supplements cancel the beneficial cellular adaptation to exercise training and, in some cases, may even impair muscle performance in young, healthy adults. Exercise is widely accepted as the most effective remedy for sarcopenia. In addition to augmenting mitochondrial biogenesis, exercise stimulates ROS generation as a byproduct resulting from the high respiration activity required for muscle force production [217]. Research has demonstrated that resistance exercise, particularly strength training, is effective in counteracting muscle weakness and physical frailty in very old people. The Boston FICSIT (Frailty and Injuries: Cooperative Studies of Intervention Techniques) study has shown that a 10-week supervised lower-extremity resistance training increases muscle strength by 113 ± 8 percent and muscle mass by 2.7 ± 1.8 percent, as well as improvement in various physical activities assessments in 100 frail nursing home residents (age 87.1 ± 0.6 years, 63 females and 37 males) [218].

Given the perception that older adults might be predisposed to oxidative damage and oxidative stress-related pathologies, numerous clinical trials have assessed whether combining antioxidant supplements and resistance exercise can magnify the efficacy of resistant exercise training on muscle health. A 6-month supervised resistance training (one-hour session for abdominal exercise and the upper and lower body strength training with three sets of eight repetitions at 80% of one-repetition maximum, the maximal weight an individual can lift for only one repetition) significantly increases muscle strength and fat-free appendicular mass in the healthy sedentary old adults (age 53–73 years, 30 females and 27 males) regardless of antioxidant supplements [219]. Moreover, there is no difference in lipid peroxidation markers or pro-oxidant status in serum from antioxidant supplements groups (1000 mg vitamin C and 600 mg vitamin E per day) with other groups. Another trial recruited an older male (age 61–80 years, n = 35) in a 12-week traditional strength training [220] as described in the previous study in youth [89] with modifications coordinating to older adults: weekly sessions reduced from four to three, the number of sets per exercise was progressively increased during the first 10 weeks and then reduced to one set on the last 2 weeks. There are no differences between placebo and antioxidant supplements groups (1000 mg vitamin C and 235 mg vitamin E per day) in muscle strength and muscle mass improvement with resistant exercise training. Yet, the placebo group achieved a greater increase of lean mass and larger growth of rectus femoris muscles postexercise compared to the antioxidant group. Since the gain of muscle mass has a major clinical significance, it is important to take precautions before the recommendation of antioxidant supplements for healthy elderly who are undergoing training in strength.

무작위 대조 시험의 메타분석에 따르면 항산화 보충제로 사용된 종합비타민은 전사망률[212]이나 노화 관련 질환 예방[213,214,215,216]에 효과가 없음이 밝혀졌다. 또한 2.2절에서 설명한 바와 같이, 과잉 활성산소(ROS)가 세포에 해를 끼치더라도 생리적 수준의 ROS는 근육 건강에 필수적이다. 항산화제 보충제는 운동 훈련에 따른 유익한 세포 적응을 무효화하며, 경우에 따라 젊은 건강한 성인의 근육 기능까지 저하시킬 수 있다. 운동은 사르코페니아에 대한 가장 효과적인 치료법으로 널리 인정된다. 운동은 미토콘드리아 생성을 촉진할 뿐만 아니라, 근력 생산에 필요한 높은 호흡 활동의 부산물로 ROS 생성을 자극한다 [217]. 연구에 따르면 저항 운동, 특히 근력 훈련은 고령자의 근력 약화와 신체적 허약함을 효과적으로 개선하는 것으로 나타났습니다. 보스턴 FICSIT(허약증 및 부상: 협력적 중재 기법 연구) 연구에 따르면, 10주간의 감독 하에 진행된 하지 저항 운동은 요양원 거주 취약 노인 100명(평균 연령 87.1 ± 0.6세, 여성 63명, 남성 37명)의 근력을 113 ± 8%, 근육량을 2.7 ± 1.8% 증가시켰으며, 다양한 신체 활동 평가에서도 개선 효과를 보였다[218]. [218].

노년층이 산화적 손상과 산화 스트레스 관련 병리에 취약할 수 있다는 인식 하에, 항산화제 보충제와 저항 운동의 병용이 근육 건강에 대한 저항 운동 훈련의 효과를 증폭시킬 수 있는지 평가한 수많은 임상 시험이 수행되었다. 6개월간의 감독 하 저항 운동 훈련(복부 운동 및 상·하지 근력 훈련을 위한 1시간 세션, 1회 최대 중량의 80%로 3세트 8회 반복)은 개인이 단 1회만 들어 올릴 수 있는 최대 중량)은 항산화제 보충제 복용 여부와 관계없이 건강한 비활동적 노인(53~73세, 여성 30명, 남성 27명)의 근력과 무지방 사지 부위 근육량을 유의미하게 증가시켰다[219]. 또한 항산화제 보충제 그룹(하루 1000mg 비타민 C 및 600mg 비타민 E)과 다른 그룹 간 혈청 내 지질 과산화 표지자나 친산화 상태에 차이가 없었다. 또 다른 연구에서는 노인 남성(61~80세, n=35)을 대상으로 12주간의 전통적 근력 훈련[220]을 실시했는데, 이는 이전의 젊은 성인 연구[89]를 노인에 맞게 협응력을 발휘하여 진행한 것이었습니다: 주당 훈련 횟수를 4회에서 3회로 줄였고, 운동당 세트 수는 첫 10주 동안 점진적으로 증가시킨 후 마지막 2주 동안 1세트로 줄였습니다. 저항 운동 훈련 시 근력과 근량 개선 측면에서 위약군과 항산화제 보충군(하루 1000mg 비타민 C 및 235mg 비타민 E) 간 차이는 없었다. 그러나 위약군은 항산화제군 대비 운동 후 제대근의 증가량이 더 크고 제대근의 성장 폭이 더 컸다. 근육량 증가는 주요한 임상적 의미를 지니므로, 근력 훈련 중인 건강한 노년층에게 항산화제 보충제를 권장하기 전에 주의가 필요하다.

Muscle weakness is one of the most noticeable aspects of sarcopenia. In addition to the slower turnover rate of myofibrillar proteins, particularly contractile proteins [221,222], altered calcium handling associated with increased oxidative stress has been reported in muscle aging. A significant reduction in excitation-contraction coupling was recorded in single muscle fiber isolated from vastus lateralis of old adults (age 65–75 years, n = 11) than young adults (age 25–35 years, n = 9) resulting from the decreased calcium release from sarcoplasmic reticulum for triggering muscle contraction [223]. A similar result has been observed in flexor digitorum brevis muscles isolated from old (age 20–22 months) versus young (age 3–6 months) mice [224]. The decreased calcium release from the sarcoplasmic reticulum is a result of lower calcium storage in the sarcoplasmic reticulum in vastus lateralis muscle fibers of old adults (age 70 ± 4 years, n = 20) than young adults (age 22 ± 3 years, n = 16) [225]. Reciprocally, the decrease in calcium influx into the myoplasm would ultimately hamper contraction-induced calcium uptake in the mitochondria. The reduced calcium uptake has been reported in an in vitro study on the myoblasts either harvested from GAS muscles of the young (6 months of age) or old (26 months of age) male mice [226]. Over-expression‎ of mitochondrial calcium uptake family member3 (MICU3), which is reduced in aged muscle via an intramuscular injection of AAV9 encoding Micu3 in old mice, restores the level of mitochondrial calcium uptake to their young counterpart. More importantly, the age-associated decline in ATP production and increases in ROS generation and apoptotic nuclei are also ameliorated in Micu3 over-expressed GAS muscle. Another potential cause affecting mitochondrial calcium uptake is reduced sarcoplasmic reticulum and mitochondria tethering, which has been reported in aged mouse skeletal muscles [227]. Disconnected sarcoplasmic reticulum and mitochondria have also been observed in healthy sedentary seniors (age 65–74 years, n = 9), whereas lifelong physical exercise (age 65–79 years, n = 15) improved the pairing of sarcoplasmic reticulum and mitochondria [228]. Maintaining the physical tethering between the sarcoplasmic reticulum and mitochondria minimizes the distance and duration of mitochondrial calcium import, which is crucial for the efficient production of ATP and the preservation of contractile properties in aged muscle.

근력 약화는

사르코페니아의 가장 두드러진 측면 중 하나이다.

근섬유 단백질,

특히 수축 단백질의 느린 회전율[221,222] 외에도,

근육 노화 과정에서 증가된 산화 스트레스와 연관된 칼슘 처리 변화가 보고되었다.

노인(65~75세, n=11)의 대퇴사두근 외측두근에서 분리된 단일 근섬유에서

젊은 성인(25~35세, n=9)에 비해 흥분-수축 결합이 현저히 감소한 것으로 기록되었으며,

이는 근육 수축을 유발하는 근소포체로부터의 칼슘 방출 감소로 인한 결과였다[223].

노령(20~22개월령) 마우스에서 분리된 지근단근(flexor digitorum brevis)에서도 유사한 결과가 관찰되었으며, 이는 젊은(3~6개월령) 마우스와 비교한 결과이다 [224].. 노년 성인(70±4세, n=20)의 대퇴사두근 외측두근 섬유에서 젊은 성인(22±3세, n=16)에 비해 근소포체 내 칼슘 저장량이 낮아진 결과 근소포체로부터의 칼슘 방출이 감소하였다 [225]. 반대로, 근질 내 칼슘 유입 감소는 궁극적으로 미토콘드리아에서의 수축 유발 칼슘 흡수를 저해할 것이다. 칼슘 흡수 감소는 젊은(6개월령) 또는 노화(26개월령) 수컷 마우스의 대퇴사두근(GAS)에서 채취한 근모세포를 대상으로 한 체외 연구에서 보고된 바 있다 [226]. 노화 근육에서 감소하는 미토콘드리아 칼슘 흡수 가족 구성원 3(MICU3)을 노화 마우스에 Micu3를 암호화하는 AAV9 근육 내 주사를 통해 과발현시키면, 미토콘드리아 칼슘 흡수 수준이 젊은 개체 수준으로 회복된다. 더 중요한 것은, Micu3 과발현 GAS 근육에서 연령 관련 ATP 생산 감소와 ROS 생성 증가, 세포사멸 핵 증가도 개선된다는 점이다. 미토콘드리아 칼슘 흡수에 영향을 미치는 또 다른 잠재적 원인은 노화 마우스 골격근에서 보고된 근소포체와 미토콘드리아의 연결 감소이다[227]. 건강한 비활동적 노인(65~74세, n = 9)에서도 분리된 근소포체와 미토콘드리아가 관찰된 반면, 평생 신체 운동을 한 노인(65~79세, n = 15)에서는 근소포체와 미토콘드리아의 결합이 개선되었습니다 [228]. 육질소체와 미토콘드리아 간의 물리적 연결을 유지하면 미토콘드리아 칼슘 유입의 거리와 지속 시간을 최소화할 수 있으며, 이는 노화된 근육에서 ATP의 효율적 생산과 수축 특성의 보존에 매우 중요하다.

4.2. Effects of Aging on Mitochondria Quality Control

In accordance with the age-related defects in mitochondria function, aging is also linked to abnormal mitochondrial dynamics and quality control in animal and human models. Mitochondrial dynamics is the continuous process of mitochondrial fission and fusion, building an interconnected network to maintain their integrity, morphology, and functions. The absence of reliable biomarkers to measure mitochondrial fusion and fission has hindered agreement on how aging impacts mitochondrial dynamics in skeletal muscle. The direct quantification of mitochondrial dynamics is by the traditional morphology analysis using electrical microscopes. Due to the sample preparation and the high mitochondrial heterogeneity in skeletal muscle described in Section 2.4, EM analysis limits the screening capacity. Alternatively, the expression‎ of factors involved in mitochondrial dynamics was used as indirect readouts. However, the expression‎ pattern of those factors during muscle aging was inconsistent between studies. Several reasons could account for inconsistent results in the expression‎ of mitochondrial dynamic markers. First, fiber-type specific regulation in mitochondrial dynamics could affect the assessment of aging. Since the mitochondria in oxidative fiber are longer than in glycolytic fibers, the increase of mitochondrial pro-fusion factor, Mfn2, could be just a reflection of the increase in oxidative fiber proportion due to the reduction in glycolytic fibers in aged muscle. Second, multiple posttranslational modifications on mitochondrial dynamic regulators have been reported to either promote or impair their activities without affecting their stability. For example, the phosphorylation of Drp1 at ser616 by CDK1/CYCLINB or mTORC1 has been shown to promote mitochondrial fission, while the phosphorylation of ser637 by protein kinase A or Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase Iα inhibits its GTPase activities, thus preventing mitochondrial division [229,230]. Lastly, either fission or fusion factors must be recruited to mitochondria to exert their function. Thus, their transcription or protein levels from the total muscle lysate could not be accurately indicative of their activities.

Effects of aging on the protein expression‎ level of mitochondria dynamic-related proteins (Fusion: Opa1, Mfn1, Mfn2; Fission: Drp1, Fis1) shows no significant difference between young and older adults [231,232,233], despite two studies that respectively reported significant decreases of Opa1 [234] and Mfn2 [235] in elderly. On the other hand, rodent studies show conflicting results due to differences in animal models (rats or mice), sex, muscle type, and age stage between studies (Table 4). Especially for the definition of aged animals, studies conducted in rats varied from 22 to 35 months [236,237,238,239,240,241,242], while studies performed in mice varied from 8 to 29 months [129,201,243,244,245,246]. In addition, the types of skeletal muscle included in these studies either contain glycolytic fiber predominant muscle (EDL, TA, triceps muscle, GAS, or quadriceps muscle), or oxidative fiber predominant muscle (soleus muscle), the difference in the muscle fiber type composition might underly the cause of conflict results.

4.2. 노화가 미토콘드리아 품질 관리에 미치는 영향

연령 관련 미토콘드리아 기능 결함과 일치하여,

노화는 동물 및 인간 모델에서 비정상적인 미토콘드리아 역학 및 품질 관리와도 연관되어 있다.

미토콘드리아 역학은

미토콘드리아 분열과 융합의 지속적인 과정으로, 상호 연결된 네트워크를 구축하여

그 무결성, 형태 및 기능을 유지한다.

미토콘드리아 융합과 분열을 측정할 신뢰할 수 있는 생체표지자의 부재는

노화가 골격근의 미토콘드리아 역학에 미치는 영향에 대한 합의 도출을 방해해 왔다.

미토콘드리아 역학의 직접적 정량화는

전기 현미경을 이용한 전통적 형태학적 분석을 통해 이루어진다. 

2.4절에서 설명된 골격근 내 미토콘드리아의 높은 이질성과 시료 준비 과정으로 인해, 전자현미경 분석은 선별 능력을 제한한다. 대안으로, 미토콘드리아 역학 관련 인자의 발현이 간접적 지표로 활용되었다. 그러나 근육 노화 과정에서의 해당 인자 발현 패턴은 연구 간 일관성이 부족했다. 미토콘드리아 역학 마커 발현 결과의 불일치는 여러 원인으로 설명될 수 있다. 첫째, 섬유 유형 특이적 미토콘드리아 역학 조절이 노화 평가에 영향을 미칠 수 있다. 산화성 섬유의 미토콘드리아가 당분해성 섬유보다 길기 때문에, 미토콘드리아 융합 촉진 인자 Mfn2의 증가는 노화 근육에서 당분해성 섬유 감소로 인한 산화성 섬유 비율 증가를 반영한 것일 수 있다. 둘째, 미토콘드리아 역학 조절 인자에 대한 다중 번역 후 변형이 안정성에는 영향을 주지 않으면서 그 활성을 촉진하거나 저해하는 것으로 보고되었다. 예를 들어, CDK1/CYCLINB 또는 mTORC1에 의한 Drp1의 ser616 인산화는 미토콘드리아 분열을 촉진하는 반면, 단백질 키나아제 A 또는 Ca2+/칼모듈린 의존성 단백질 키나아제 Iα에 의한 ser637 인산화는 GTPase 활성을 억제하여 미토콘드리아 분열을 방지하는 것으로 나타났습니다 [229,230]. 마지막으로, 분열 또는 융합 인자는 기능을 발휘하기 위해 미토콘드리아로 모집되어야 합니다. 따라서 전체 근육 용해물에서의 전사 또는 단백질 수준은 그 활성을 정확히 나타내지 못할 수 있습니다.

노화가 미토콘드리아 동역학 관련 단백질(융합: Opa1, Mfn1, Mfn2; 분열: Drp1, Fis1)의 단백질 발현 수준에 미치는 영향은 젊은 성인과 노년 성인 간에 유의미한 차이를 보이지 않는다[231,232,233]. 다만 노년층에서 Opa1[234]과 Mfn2[235]의 유의미한 감소를 각각 보고한 두 연구가 존재한다. 반면 설치류 연구에서는 동물 모델(쥐 또는 생쥐), 성별, 근육 유형, 연구 간 노화 단계의 차이로 인해 상반된 결과를 보인다 (표 4). 특히 노화 동물 정의 측면에서, 쥐를 대상으로 한 연구는 22개월에서 35개월까지 다양했으며 [236,237,238,239,240,241,242], 생쥐를 대상으로 한 연구는 8개월에서 29개월까지 다양했다 [129,201,243,244,245,246]. 또한, 이들 연구에 포함된 골격근 유형은 당분해 섬유가 우세한 근육(EDL, TA, 삼두근, GAS 또는 대퇴사두근) 또는 산화 섬유가 우세한 근육(비복근)을 포함하며, 근섬유 유형 구성의 차이는 상충되는 결과의 원인이 될 수 있다.

Table 4.

Studies of aging-related alteration on mitochondrial dynamic and mitophagy.

SpeciesSexTissueModelProtein FractionMitochondria Dynamic ProteinsMitophagy/Autophagy Related ProteinsReference

Humans	Male	Vastus Lateralis	Younger men (20 ± 1 years) vs. older men (74 ± 3 years)	Whole muscle lysate	Mfn1, Mfn2 and Fis1: NS		[231]
Humans	Male	Vastus Lateralis	Younger men (22 ± 1 years) vs. older men (67 ± 2 years)	Whole muscle lysate	Opa1, Mfn2, Fis1: NS		[232]
Humans	Male and female (combined)	Vastus Lateralis	Younger (24 ± 3 years) vs. older adults (78 ± 5 years)	Whole muscle lysate	Opa1, Mfn2, Fis1 and Drp1: NS		[233]
Humans	Male and female (combined)	Vastus Lateralis	Younger (23 ± 1 years) vs. older adults (75 ± 1 years)	Whole muscle lysate	Mfn2, Fis1, Drp1: NS Opa1: ↓		[234]
Mice	Not specified	TA	Youths/Aged 6 vs. 18 months old	Whole muscle lysate	Opa1: ↓		[129]
Mice	Not specified	GAS	Youths/Aged 6 vs. 22 months old	Whole muscle lysate	Mfn1, Mfn2, Opa1 and Fis1: ↓ Drp1: NS	Lc3II, p62, Bnip3: ↑	[246]
Mice (C57BL/6J)	Female	TA	Youths/Aged 2 vs. 24 months old	Whole muscle lysate	Fis1 and Mfn2: ↑ Drp1 and Opa1: NS	Mitochondria Pink1, Parkin: ↑ Lc3I, Lc3II, p62, Rheb, Beclin1: ↑ Bnip3: ↓	[245]
Mice	Male	GAS	Youths/Aged 2–3 vs. 22–24 months old	Whole muscle lysate	Mfn2/Drp1 ratio: ↑ Opa1, Drp1, Mfn1 and Mfn2: NS		[244]
Mice (C57BL/6J)	Male	TA and soleus	Youths/Aged 3 vs. 28–29 months old	Whole muscle lysate and mitochondria fraction	Mfn2 (TA and SOL): ↑ Long Opa1 (functional)/Short Opa1 (nonfunctional) ratio (SOL): trend for ↑	Lc3II/Lc3I ratio (TA and SOL): NS Atg5 (TA and SOL): ↑ Mitochondria p62 (TA and SOL): ↑	[201]
Mice	Male and female (combined)	QUAD	Youths/Middle-aged 3–6 vs. 8–15 months old	Whole muscle lysate	Mfn1 and Mfn2: ↑ Opa1 and Drp1: NS Fis1: ↓	Beclin1: ↓ Ulk1: trend for ↓ p62: ↑ Lc3II, Atg5: NS	[243]
Rats (Fischer 344 Brown Norway)	Male	EDL	Youths/Aged 5 vs. 35 months old	Whole muscle lysate	Mfn2, Fis1 and Opa1: ↑ Drp1: NS	Ulk1, Beclin1, Atg7: ↑ Mitochondria Parkin, Lc3II: ↑	[236]
Rats (Wistar)	Not specified	GAS	Youths/Aged 3 vs. 26 months old	Mitochondria fraction	Fis1: ↑		[237]
Rats (Fischer 344 Brown Norway)	Male	TA	Youths/Aged 5 vs. 35 months old	Mitochondria fraction	Fis1 and Drp1: ↑ Mfn2: ↓ Opa1: NS		[238]
Rats (Sprague–Dawley)	Male	GAS and SOL	Youths/Aged 9 vs. 22 months old	Whole muscle lysate	Drp1 (SOL and GAS): ↑ Mfn2 and Fis1 (GAS): ↑		[239]
Rats (Wistar)	Male	GAS	Youths/Aged 3 vs. 26 months old	Whole muscle lysate	Fis1 and Mfn1: ↑		[240]
Rats (Sprague-Dawley)	Male	GAS and Triceps	Youths/Aged 3 vs. 22 months old	Whole muscle lysate	Opa1 and Mfn1 (GAS and TRI): ↑ Fis1 (GAS): ↓ Fis1 (TRI): ↑	Beclin1, Bax, Lc3B (GAS): ↓ Pink1 (Triceps): ↓	[241]
Rats (Sprague-Dawley)	Male	Muscles	Youths/Aged 5 vs. 25 months old	Whole muscle lysate	Drp1: ↑ Opa1: NS Mfn2 and Fis1: ↓	p62: ↑ Lc3II: ↓	[242]

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Published studies focus more on the glycolytic muscles (EDL, TA, White GAS) than the oxidative muscle (soleus). In glycolytic muscles, the increased protein level of Fis1 seems to reach a consensus among the studies list above [236,238,239,245], which might indirectly indicate that the mitochondria fission increases with aging in glycolytic fibers of rodents. Age-related protein expression‎ level alteration of the other fission-related protein, Drp1, is inconclusive. It seems that the age-related changes of Drp1 are non-significant in mice, whereas it is up-regulated in rats. It seems that the age-related changes of Drp1 are non-significant in mice but up-regulate in rats. Since Drp1 is recruited to mitochondria by Fis1, the cytosolic level of Drp1 is not necessary to reflect the mitochondria fission activity. Thus, the study conducted in isolated mitochondria will be more convincing in addressing Drp1 activity.

As for mitochondria fusion, Opa1 protein expression‎ levels show inconclusive results, as two papers show increased Opa1 protein levels or functional Opa1 isoform ratio during aging [201,236], while three other studies show reduced or no significant difference [129,238,245]. Crupi, Tezze, and Yeo’s studies are conducted in mice, but the aged group in Tazze’s (18 months old) and Yeo’s (24 months old) studies are younger than the aged group in Crupi’s study (28~29 months old), this might explain the different results obtained from those studies. O’Leary and Iqbal’s studies use the same age and sex rats; the difference in the result might be due to Iqbal’s study measured Opa1 expression‎ in isolated subsarcolemmal mitochondrial fraction while O’Leary’s study measured in whole muscle lysate. Another fusion-related protein, Mfn2, also shows inconclusive results. All the studies conducted in mice show increased Mfn2 protein levels in aged glycolytic and oxidative muscle examined [201,245]. The different results from the three studies conducted in rats can also be explained by the different age and protein fractions examined in the studies, as discussed above [236,238,239].

발표된 연구들은 산화성 근육(종아리근)보다 당분해성 근육(EDL, TA, 백색 GAS)에 더 초점을 맞추고 있다. 당분해성 근육에서 Fis1 단백질 수준의 증가는 상기 연구 목록[236,238,239,245] 간에 합의점을 이루는 것으로 보이며, 이는 설치류의 당분해성 섬유에서 노화에 따라 미토콘드리아 분열이 증가함을 간접적으로 시사할 수 있다. 다른 분열 관련 단백질인 Drp1의 노화 관련 단백질 발현 수준 변화는 결론적이지 않다. 쥐에서는 Drp1의 노화 관련 변화가 유의미하지 않은 반면, 랫트에서는 상향 조절되는 것으로 보인다. Drp1의 노화 관련 변화는 생쥐에서는 유의미하지 않은 반면 쥐에서는 상향 조절되는 것으로 보인다. Drp1은 Fis1에 의해 미토콘드리아로 동원되므로, 세포질 내 Drp1 수준은 미토콘드리아 분열 활성을 반영하는 데 필수적이지 않다. 따라서 분리된 미토콘드리아를 대상으로 수행된 연구가 Drp1 활성을 규명하는 데 더 설득력 있을 것이다.

미토콘드리아 융합의 경우, Opa1 단백질 발현 수준은 결론적이지 않은 결과를 보여줍니다. 두 논문[201,236]에서는 노화 과정에서 Opa1 단백질 수준이나 기능적 Opa1 이소형 비율이 증가하는 것으로 나타났으나, 다른 세 연구[129,238,245]에서는 감소하거나 유의미한 차이가 없는 것으로 보고되었습니다. Crupi, Tezze, Yeo 연구는 생쥐를 대상으로 수행되었으나, Tazze(18개월령) 및 Yeo(24개월령) 연구의 노화군 연령이 Crupi 연구(28~29개월령) 노화군보다 젊어 결과 차이가 발생했을 수 있다. O’Leary와 Iqbal 연구는 동일 연령·성별 쥐를 사용했으며; 결과 차이는 이크발 연구가 분리된 하부근막 미토콘드리아 분획에서 Opa1 발현을 측정한 반면, 오리어리 연구는 전체 근육 용해물에서 측정한 데 기인할 수 있다. 또 다른 융합 관련 단백질인 Mfn2 역시 결정적이지 않은 결과를 보인다. 생쥐를 대상으로 수행된 모든 연구는 노화된 당분해성 및 산화성 근육에서 Mfn2 단백질 수준이 증가함을 보여준다 [201,245]. 쥐를 대상으로 한 세 연구의 상이한 결과는 앞서 논의된 바와 같이 연구별로 조사된 연령 및 단백질 분획의 차이로도 설명될 수 있다[236,238,239].

It is worth pointing out that, among all those studies listed above, only three studies measure the changes of protein expression‎ in mitochondrial fraction [201,237,238], while other studies are conducted in whole muscle lysate. Since those mitochondria dynamic-related proteins function in mitochondria, the results obtained from skeletal muscle mitochondrial fraction might be more direct evidence than those from whole muscle lysate. Two out of three studies using mitochondrial fraction from glycolytic fiber predominant muscle (GAS or TA muscle) obtained consistent results that fission-related proteins (Fis1 and Drp1) expression‎ level is higher in aged rats than in the young rats [237,238]. The other study conducted in the TA and soleus muscles found that mitochondria fusion marker Mfn2 is significantly higher in aged muscles. No fission markers were looked at in the study; thus, a comparison between mice and rats could not be made [201]. Nonetheless, a recent study confirmed the age-related morphological changes in mitochondria from rat diaphragm muscle, consistent with mitochondrial fraction studies performed in rats that up-regulation fission markers in glycolytic fibers during aging. By performing and colocalizing MitoTracker staining used to label mitochondrial shape and MyHC staining used to differentiate muscle types in sequential sections from the rat diaphragm muscle, Brown et al., found that mitochondria are more fragmented in the aged glycolytic fibers [247]. However, another study conducted in mice, which used a better-established method (Transmission electron microscopy) to determine the mitochondria morphology, found that intermyofibrillar mitochondria of the GAS muscle (containing glycolytic fiber predominant muscle) are longer and more branched in aged mice in comparison with young mice. This study also reported an increase in the fusion protein (Mfn2) to fission protein (Drp1) ratio in whole GAS muscle lysate during aging, although the absolute level of Mfn2 and Drp1 show no significant difference [244]. The diverse results of these two morphology studies might be owing to the disparate species examined: rat versus mouse. Since the mitochondrial fraction study mentioned above in mice also observed higher expression‎ of Mfn2 in aged muscles, it could be that the lengthy mitochondria are unique for muscle aging in the mice. Second, it also could be that age-related loss in glycolytic fibers causes oxidative fibers to be over-represented in aged GAS muscle. Even though GAS muscle is predominantly composed of glycolytic fiber, it is also bigger in size and does compose oxidative fiber. Without muscle type identification, making a conclusive correlation between mitochondrial dynamics and muscle type with aging is challenging.

Mitochondria dynamic and mitophagy are closely related [248]. Muscle disuse induced by denervation mimics the mitochondria dynamic phenotypes observed in aging, such as the reduced ratio of fusion: fission proteins [238]. Denervation also increases the autophagic degradation activity in skeletal muscle; specifically, the protein level of the mitophagy marker, Parkin, is induced in both young and aged mouse muscles. Aged rats and mice have higher basal levels of Parkin and Pink1 [236,245], as well as Bnip3 [246,249], but their induction responses to denervation are lesser than young animals [236]. The reduced response to denervation-induced mitophagy in aged mice might cause damaged mitochondria accumulation and thus impair skeletal muscle function. The effects of aging on mitochondria dynamics and mitophagy are summarized in Table 4.

Taken together, mitochondria dynamic and mitochondria quality control play essential roles in regulating skeletal function and health. Mitochondria dynamic and mitophagy process seem to show age-related alteration, but more data from the oxidative fiber and mitochondrial fraction to study their activities are needed.

상기 열거된 모든 연구 중 단 세 연구만이 미토콘드리아 분획에서 단백질 발현 변화를 측정했다는 점을 지적할 필요가 있다[201,237,238]. 나머지 연구는 전체 근육 용해액에서 수행되었다. 이러한 미토콘드리아 동역학 관련 단백질들은 미토콘드리아 내에서 기능하므로, 골격근 미토콘드리아 분획에서 얻은 결과가 전체 근육 용해액에서 얻은 결과보다 더 직접적인 증거가 될 수 있다. 당분해 섬유가 우세한 근육(GAS 또는 TA 근육)의 미토콘드리아 분획을 사용한 세 연구 중 두 연구[237,238]는 분열 관련 단백질(Fis1 및 Drp1) 발현 수준이 노화 쥐에서 젊은 쥐보다 높다는 일관된 결과를 얻었다. TA 및 비복근에서 수행된 다른 연구는 미토콘드리아 융합 마커 Mfn2가 노화 근육에서 현저히 높다는 것을 발견했다. 해당 연구에서는 분열 표지자를 조사하지 않아 쥐와 생쥐 간 비교가 불가능했다[201]. 그럼에도 최근 연구에서 쥐 횡격막 근육의 미토콘드리아에서 노화 관련 형태학적 변화가 확인되었으며, 이는 노화 과정에서 당분해 섬유에서 분열 표지자가 상향 조절된다는 쥐를 대상으로 한 미토콘드리아 분획 연구 결과와 일치한다. Brown 등은 쥐 횡격막 근육의 연속 절편에서 미토콘드리아 형태를 표지하는 MitoTracker 염색과 근육 유형을 구분하는 MyHC 염색을 수행하고 공위치를 확인함으로써, 노화된 당분해 섬유에서 미토콘드리아가 더 분절화되어 있음을 발견했다 [247]. 그러나 더 확립된 방법(투과전자현미경)으로 미토콘드리아 형태를 분석한 쥐 연구에서는, 노화 마우스의 GAS 근육(글리코리틱 섬유가 우세한 근육) 내 간근섬유 미토콘드리아가 젊은 마우스에 비해 더 길고 분지된 형태를 보인다는 사실을 발견했다. 이 연구는 또한 전체 근육에서 분열 단백질(Drp (주로 당분해 섬유를 포함하는 근육)의 간근섬유간 미토콘드리아가 젊은 쥐에 비해 노화된 쥐에서 더 길고 분지가 많다는 것을 발견했습니다. 이 연구는 또한 노화 과정에서 전체 GAS 근육 용해물에서 융합 단백질(Mfn2) 대 분열 단백질(Drp1) 비율이 증가한다고 보고했지만, Mfn2와 Drp1의 절대 수준에는 유의미한 차이가 없었습니다 [244]. 이 두 형태학적 연구의 상이한 결과는 연구 대상 종의 차이(쥐 대 생쥐)에서 기인할 수 있다. 앞서 언급된 생쥐 미토콘드리아 분획 연구에서도 노화 근육에서 Mfn2 발현이 증가한 것으로 관찰되었으므로, 길쭉한 미토콘드리아는 생쥐 근육 노화에 특유한 현상일 수 있다. 둘째, 노화 관련 당분해 섬유의 손실이 노화된 GAS 근육에서 산화성 섬유의 과다 표현을 유발할 수도 있다. GAS 근육은 주로 당분해 섬유로 구성되지만, 크기가 더 크고 산화성 섬유도 포함한다. 근육 유형을 식별하지 않고서는 노화와 관련된 미토콘드리아 역학 및 근육 유형 간의 결정적 상관관계를 도출하기 어렵다.

미토콘드리아 역동성과 미토파지는 밀접하게 연관되어 있다[248]. 신경절제로 유발된 근육 미사용은 융합:분열 단백질 비율 감소[238] 등 노화에서 관찰되는 미토콘드리아 역동성 표현형을 모방한다. 신경절제는 또한 골격근에서 자가포식 분해 활성을 증가시키는데, 특히 미토파지 표지자인 파킨(Parkin) 단백질 수준이 젊은 생쥐와 노화 생쥐 근육 모두에서 유도된다. 노화 쥐와 생쥐는 파킨(Parkin)과 핑크1(Pink1) [236,245], 그리고 Bnip3 [246,249]의 기초 수준이 더 높지만, 신경절제술에 대한 유도 반응은 젊은 동물보다 낮다 [236]. 노화 마우스에서 신경절제 유발 미토파지 반응 감소는 손상된 미토콘드리아 축적을 유발하여 골격근 기능 장애를 초래할 수 있다. 노화가 미토콘드리아 역동성과 미토파지에 미치는 영향은 표 4에 요약되어 있다.

종합하면, 미토콘드리아 역동성과 미토콘드리아 품질 관리는 골격 기능 및 건강 조절에 필수적인 역할을 한다. 미토콘드리아 역동성과 미토파지 과정은 노화 관련 변화를 보이는 것으로 보이나, 산화성 섬유와 미토콘드리아 분획을 통한 활동 연구를 위한 추가 데이터가 필요하다.

5. Conclusions

In this review, we critically summarize the current findings on mitochondrial functions related to skeletal muscle health, with a focus on in vivo studies from rodents and humans. We highlight the analysis of muscle characteristics reacting to changes in mitochondrial activities. Owing to higher mitochondrial numbers and activated mitochondrial dynamics, oxidative muscles are much more tolerant to age-related mitochondrial dysfunction and thus retain their integrity with age. Intervention targeting mitochondrial quality control to improve mitochondria quality or mitochondrial transplantation therapy to increase the number of functional mitochondria could be possible new therapeutic solutions to mitigate sarcopenia.

5. 결론

본 리뷰에서는 설치류 및 인간을 대상으로 한 생체 내 연구에 중점을 두고 골격근 건강과 관련된 미토콘드리아 기능에 대한 최신 연구 결과를 비판적으로 종합하였다. 우리는 미토콘드리아 활동 변화에 반응하는 근육 특성의 분석을 강조한다. 더 높은 미토콘드리아 수와 활성화된 미토콘드리아 동역학 덕분에 산화성 근육은 노화 관련 미토콘드리아 기능 장애에 훨씬 더 내성이 있어 노화에도 불구하고 무결성을 유지한다. 미토콘드리아 품질을 개선하기 위한 미토콘드리아 품질 관리 표적 개입이나 기능성 미토콘드리아 수를 증가시키기 위한 미토콘드리아 이식 치료는 사르코페니아를 완화할 수 있는 새로운 치료적 해결책이 될 수 있다.

Institutional Review Board Statement

Not applicable.

Informed Consent Statement

Not applicable.

Data Availability Statement

Not applicable.

Conflicts of Interest

The authors declare no conflict of interest.

Funding Statement

This study was supported by grants from National Medical Research Council OFIRG18nov-0093 (S.-Y.T.), Ministry of Education Tier1 NUHSRO/2022/070/T1/Seed-Mar/06 (S.-Y.T.), NUS Medicine Healthy Longevity Translational Research Program HLTRP/2022/AMF001 (S.-Y.T.) and FY2022 Swee Liew-Wadsworth Endowment Fund Grant (H.D.).

Footnotes

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