Re: Emergence and Developmental Roles of the Cerebrospinal Fluid System

[문형철]

ReviewVolume 52, Issue 3p261-275February 10, 2020Open Archive

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Emergence and Developmental Roles of the Cerebrospinal Fluid System

Ryann M. Fame ∙ Maria K. Lehtinen maria.lehtinen@childrens.harvard.edu

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Abstract

We summarize recent work illuminating how cerebrospinal fluid (CSF) regulates brain function. More than a protective fluid cushion and sink for waste, the CSF is an integral CNS component with dynamic and diverse roles emerging in parallel with the developing CNS. This review examines the current understanding about early CSF and its maturation and roles during CNS development and discusses open questions in the field. We focus on developmental changes in the ventricular system and CSF sources (including neural progenitors and choroid plexus). We also discuss concepts related to the development of fluid dynamics including flow, perivascular transport, drainage, and barriers.

초록

우리는

뇌척수액(CSF)이 뇌 기능을 조절하는 메커니즘을 밝히는

최근 연구 결과를 요약합니다.

CSF는

단순히 보호용 액체 쿠션이나 폐기물 배출구 이상의 역할을 하며,

발달 중인 중추신경계(CNS)와 병행하여 동적이며

다양한 기능을 수행하는 CNS의 필수 구성 요소입니다.

protective fluid cushion and

sink for waste

이 리뷰는

CNS 발달 과정에서

초기 CSF의 성숙 과정과 역할에 대한 현재의 이해를 검토하고,

해당 분야의 미해결 문제를 논의합니다.

우리는

뇌실 시스템과 CSF의 원천(신경 전구세포와 뇌실막을 포함)의

발달적 변화를 중점적으로 다룹니다.

또한 유체 역학의 발달과 관련된 개념,

즉 유동, 혈관 주위 운반, 배액, 장벽 등에 대해 논의합니다.

development of fluid dynamics including

flow, perivascular transport, drainage, and barriers.

Introduction

The development of the central nervous system (CNS) is guided not only by intrinsic genetic programs but also by signals present in the cerebrospinal fluid (CSF)—the immediate environment of the brain and spinal cord. The CSF was well known by the ancient Egyptians and Greeks to fill the brain. The great anatomists of the 1400s and 1500s, including DaVinci and Vesalius, described the structure of the brain ventricular system, albeit without physiological mechanisms. The neurosurgeons Harvey Cushing in 1914 and Walter Dandy in 1919 (Cushing, 1914; Dandy, 1919) first described adult CSF production by the choroid plexus (ChP) and modeled the circulation of the fluid. For most of the next 100 years, the CSF of developing and adult brains was mainly recognized for its roles as a fluid cushion, an ionic buffer, and a sink for waste.

However, it is now clear that the CSF is more than a supportive environment for the brain. Recent discoveries have shown that embryonic and adult neural precursors harbor primary cilia that protrude into the CSF, that CSF components can exchange with the interstitial fluid (ISF) of the brain parenchyma, and that the CSF contents can reflect brain states including satiety, sleep, and disease. Researchers have begun to identify an array of physiological signaling pathways mediated by CSF across the lifespan, from embryonic development to senescence and across healthy and diseased states. Interest in the developmental roles for CSF in guiding brain morphology, neural progenitor proliferation, and CNS specification continues to grow. This review aims to link together discoveries regarding the development of CSF sources (e.g., neural progenitors and the ChP), passage through brain parenchyma (e.g., glymphatics), and drainage (e.g., meningeal lymphatics), in hopes of inspiring increased research on the developing CSF. As this is a rapidly evolving area of complex and, at times, controversial neurobiology, we also refer readers to additional recent targeted reviews that cover some of these topics in greater detail and with differing perspectives. Topics covered by these reviews include CSF system barriers (Abbott et al., 2018; Saunders et al., 2018), ChP fluid production and detoxifying functions (Ghersi-Egea et al., 2018; Praetorius and Damkier, 2017), brain vasculature development (Chow and Gu, 2015), glymphatic system function (Jessen et al., 2015; Louveau et al., 2017), ependymal cell development and function (Spassky and Meunier, 2017), and meningeal lymphatic function (Louveau et al., 2015; Raper et al., 2016).

서론

중추신경계(CNS)의 발달은

내재적 유전적 프로그램뿐만 아니라

뇌와 척수의 즉시 환경인 뇌척수액(CSF)에 존재하는 신호에 의해 안내됩니다.

CSF는

고대 이집트인과 그리스인들에 의해 뇌를 채우는 액체로 알려져 있었습니다.

14세기 및 15세기 위대한 해부학자들(다빈치와 베살리우스 포함)은 뇌 심실계의 구조를 기술했지만, 생리학적 메커니즘은 설명하지 않았습니다. 신경외과 의사 해리 쿠싱(Harvey Cushing)은 1914년, 월터 댄디(Walter Dandy)는 1919년(Cushing, 1914; Dandy, 1919)에 성인의 CSF 생산이 뇌실막(Choroid Plexus, ChP)에서 이루어진다는 것을 최초로 설명하고 이 액체의 순환을 모델링했습니다.

이후 100년 동안 발달 중인 뇌와 성인 뇌의 CSF는

주로 뇌의 지지 환경,

이온 완충제,

폐기물 배출구로서의 역할로 인식되었습니다.

fluid cushion,

an ionic buffer, and

a sink for waste.

그러나

이제 CSF가 뇌의 단순한 지지 환경을 넘어

더 중요한 역할을 한다는 것이 명확해졌습니다.

최근 연구들은

태아와 성인 신경 전구세포가 CSF로 돌출된 원시 섬모를 보유하고 있으며,

CSF 성분이 뇌 실질의 간질액(ISF)과 교환될 수 있으며,

CSF 성분이 포만감, 수면, 질병 등 뇌 상태를 반영할 수 있음을 보여주었습니다.

연구자들은

태아 발달부터 노화까지,

건강한 상태와 질병 상태를 아우르는 생애 주기 전반에 걸쳐

CSF를 매개로 한 다양한 생리적 신호 전달 경로를 식별하기 시작했습니다.

CSF가

뇌 형태 형성, 신경 전구세포 증식, 중추신경계(CNS) 분화 등을

안내하는 발달적 역할에 대한 관심은 계속 증가하고 있습니다.

이 리뷰는

CSF의 원천(예: 신경 전구세포와 ChP),

뇌 실질 내 통과(예: 글리프마틱스),

배액(예: 뇌막 림프관)에 대한 발견을 연결하여 발달 중인

CSF에 대한 연구를 촉진하는 것을 목표로 합니다.

This review aims to link together discoveries regarding the development of CSF sources (e.g., neural progenitors and the ChP), passage through brain parenchyma (e.g., glymphatics), and drainage (e.g., meningeal lymphatics), in hopes of inspiring increased research on the developing CSF.

이 분야는 복잡하고 때로는 논쟁의 여지가 있는 신경생물학의 빠르게 발전하는 분야이므로,

독자들은 이러한 주제를 더 자세히 다루고 다양한 관점을 제공하는

최근의 추가적인 전문 리뷰를 참고하시기 바랍니다.

이 리뷰에서 다루는 주제는

CSF 시스템 장벽(Abbott et al., 2018; Saunders et al., 2018),

ChP 액체 생산 및 해독 기능(Ghersi-Egea et al., 2018; Praetorius and Damkier, 2017),

뇌 혈관 발달(Chow and Gu, 2015),

글리프마틱 시스템 기능(Jessen et al., 2015; Louveau et al., 2017),

ependymal cell 발달 및 기능(Spassky and Meunier, 2017), 및

뇌막 림프 기능(Louveau et al., 2015; Raper et al., 2016)입니다.

Topics covered by these reviews include CSF system barriers (Abbott et al., 2018; Saunders et al., 2018), ChP fluid production and detoxifying functions (Ghersi-Egea et al., 2018; Praetorius and Damkier, 2017), brain vasculature development (Chow and Gu, 2015), glymphatic system function (Jessen et al., 2015; Louveau et al., 2017), ependymal cell development and function (Spassky and Meunier, 2017), and meningeal lymphatic function (Louveau et al., 2015; Raper et al., 2016).

Early Roles of the CSF

CSF volume, osmolality, and pH are tightly regulated and critical to brain health (Jalalvand et al., 2018; Praetorius and Damkier, 2017). On the one hand, inadequate hydrostatic pressure impairs brain development. For example, in chick embryos, brain depressurization via ventricular intubation (Desmond and Schoenwolf, 1985) or removal of CSF (Gato et al., 2005) severely alters proliferation and health of the developing brain. On the other hand, increased CSF volume and/or pressure causes a condition called hydrocephalus, which can induce debilitating or even life-threatening symptoms including brain herniation, learning and memory deficits, and epilepsy (Brautigam et al., 2019; Karimy et al., 2016). Ventricular enlargement may also serve as an indicator for propensity for schizophrenia (Sayo et al., 2012). More recently, elevated extra-axial CSF surrounding the brain (i.e., in the subarachnoid space) in infants and young children was shown to be predictive of later development of autism spectrum disorder (ASD) (Shen et al., 2013).

In addition to the CSF providing a supportive environment for the brain, instructive CSF-based signaling occurs via the properties of the fluid (e.g., flow direction and velocity) and via the diverse array of molecules within the CSF (e.g., proteins, neuropeptides, membrane-bound vesicles). Embryonic CNS progenitors contact the CSF via their apical surface, which also harbors a primary cilium, contributing to retained stemness of these cells (Figure 1; Paridaen et al., 2013). Indeed, forebrain explants or neural stem cells cultured as neurospheres that are prepared from distinct developmental stages in rodents require age-matched CSF in order to optimally maintain appropriate progenitor identity, proliferation, and neuronal differentiation (Chau et al., 2015; Lehtinen et al., 2011). Adult neural stem cells of the subventricular zone also maintain contact with the CSF and adult CSF functions as a stem cell niche in this context (Kokovay et al., 2012; Silva-Vargas et al., 2016). Human CSF supports neuron viability and network function in acute human brain slices in a way that cannot be achieved with common culture media or artificial CSF, further indicating conserved functional roles for CSF-based molecules in brain health (Schwarz et al., 2017; Ting et al., 2018). We summarize some of these CSF-based molecules in Table 1 and refer readers to other reviews (Bueno and Garcia-Fernàndez, 2016; Lun et al., 2015b). These findings implicate the CSF as an important stem cell niche.

뇌척수액(CSF)의 초기 역할

CSF의 양, 삼투압, 및 pH는

엄격히 조절되며

뇌 건강에 필수적입니다 (Jalalvand et al., 2018; Praetorius and Damkier, 2017).

한 편으로,

수압 부족은 뇌 발달을 방해합니다.

예를 들어,

닭 배아에서 뇌실 내 삽관(Desmond and Schoenwolf, 1985)이나

CSF 제거(Gato et al., 2005)를 통해 뇌 압력이 감소하면

발달 중인 뇌의 증식과 건강이 심각하게 손상됩니다.

반면,

CSF의 부피나 압력이 증가하면 수두증이라는 질환이 발생하며,

이는 뇌 탈출, 학습 및 기억 장애, 간질 등 심각한 증상을 유발할 수 있습니다(Brautigam et al., 2019; Karimy et al., 2016).

뇌실 확대는

정신분열증 발병 위험의 지표로 작용할 수 있습니다(Sayo et al., 2012).

최근 연구에서는

영아와 유아의 뇌 주변(즉, 뇌막하 공간)에 위치한 뇌척수액의 증가가

자폐 스펙트럼 장애(ASD)의 후속 발병을 예측하는 요인으로 확인되었습니다(Shen et al., 2013).

뇌척수액은

뇌에 지지 환경을 제공하는 것 외에도,

액체의 특성(예: 유동 방향과 속도)을 통해 및 뇌척수액 내 다양한 분자(예: 단백질, 신경펩티드, 막 결합 소체)를 통해

지시적 신호 전달이 발생합니다.

배아 중추신경계(CNS) 전구세포는

아피칼 표면을 통해 CSF와 접촉하며,

이 표면에는 원시 섬모가 존재하여 이러한 세포의 줄기세포 특성을 유지하는 데

기여합니다(그림 1; Paridaen et al., 2013).

실제로, 설치류의 다양한 발달 단계에서 준비된 전뇌 조직 조각이나 신경구체로 배양된 신경 줄기 세포는 적절한 전구체 정체성, 증식, 신경 분화를 최적화하기 위해 연령에 맞는 CSF가 필요합니다(Chau et al., 2015; Lehtinen et al., 2011).

성체 뇌실하 구역의 신경 줄기 세포도

CSF와 접촉을 유지하며,

이 맥락에서 성체 CSF는 줄기 세포 미세환경으로 기능합니다

(Kokovay et al., 2012; Silva-Vargas et al., 2016).

인간 CSF는 일반적인 배양 매체나 인공 CSF로는 달성할 수 없는 방식으로 급성 인간 뇌 슬라이스에서 신경 세포의 생존과 네트워크 기능을 지원하며, 이는 CSF 기반 분자의 뇌 건강에 대한 보존된 기능적 역할을 추가로 시사합니다(Schwarz et al., 2017; Ting et al., 2018). 우리는 이러한 CSF 기반 분자 중 일부를 표 1에 요약하고 독자들에게 다른 리뷰(Bueno and Garcia-Fernàndez, 2016; Lun et al., 2015b)를 참고하도록 안내합니다.

이러한 결과는

CSF가 중요한 줄기세포 미세환경임을 시사합니다.

Figure 1 The Cerebral Fluid Environment Changes in Origin and Composition over Early Development

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CSF ComponentInstructive FunctionReferences

Serotonin	Mediates protein secretion into CSF (e.g., transferrin and insulin); increases phosphatidylinositol hydrolysis	Conn et al., 1986; Esterle and Sanders-Bush, 1992; Mazucanti et al., 2019; Tsutsumi and Sanders-Bush, 1990
Retinoids	Neurogenesis, progenitor survival	Alonso et al., 2011; Chang et al., 2016; Yamamoto et al., 1998
Shh	Progenitor proliferation and GABAergic interneuron expansion; ChP vascular remodeling	Coulter et al., 2018; Huang et al., 2010; Martín et al., 2006; Nielsen and Dymecki, 2010
LIF	Self-renewal of Sox2+ forebrain progenitor cells	Chau et al., 2015; Gregg and Weiss, 2005
Otx	Primary visual cortex circuit plasticity (prolonged expression‎ during maturity)	Spatazza et al., 2013
Fgf2	Neural progenitor survival and neuronal differentiation	Lamus et al., 2019; Martín et al., 2006
Igf2	Neural progenitor survival and proliferation	Lehtinen et al., 2011
Bmp5, Igf1	Stimulate adult neural stem cell clone recruitment	Silva-Vargas et al., 2016
Wnts (Wnt4, Wnt5a, Tgm2)	Brain morphogenesis (cerebellum) and ChP morphogenesis	Johansson et al., 2013; Kaiser et al., 2019; Langford et al., 2020
Nanovesicles and Exosomes	Deliver miRNAs and protein to neuroepithelial progenitors (e.g., Erk, Spak, miR for insulin and VEGF pathways, Shh, Wnt5a)	Balusu et al., 2016; Coulter et al., 2018; Feliciano et al., 2014; Kaiser et al., 2019; Marzesco et al., 2005; Stremersch et al., 2016; Tietje et al., 2014

Table 1

Example Signaling Molecules Distributed through the CSF

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Early CSF and Ventricular System, Prior to Choroid Plexus Emergence

A closed neural tube is a conserved feature across vertebrates (Table 2). In amniotes, the neuroectoderm folds to form the neural tube during the developmental process known as neurulation (Wilde et al., 2014). At this time, amniotic fluid (AF) captured in the neural tube forms the earliest CSF (Chau et al., 2015). The neuroepithelial progenitor cells that line the ventricles and directly contact the CSF represent the pool of stem cells that will go on to generate the vast majority of CNS cells. The protein components of the AF prior to neurulation, and of the CSF following neurulation, provide molecularly distinct fluid environments for these progenitors (Chau et al., 2015; Figures 1A and 2). Multiple systemic factors can affect the composition of secreted factors in the CSF, since at this early developmental stage the blood-brain barrier (BBB) has not yet formed (O’Brown et al., 2018) and the meninges are only beginning to be specified (Siegenthaler and Pleasure, 2011). While it is technically challenging to experimentally trace the origin of fluids in the CNS at any stage, work from multiple organisms supports the model that neuroepithelial cells produce CSF in response to osmolality gradients during the early stages of brain development (Alonso et al., 1999; Habgood et al., 1992), particularly at stages prior to the development of the ChP (see the following section). In early embryonic zebrafish, fluid secretion is dependent on the Na+/K+-ATPase on the neuroepithelial surface (Chang et al., 2012). Therefore, while early CSF composition is partly derived from residual AF following neural tube closure, it is likely that most of the nascent CSF is produced by the neuroepithelium itself.

초기 뇌척수액 및 뇌실계, 뇌실막의 출현 전

폐쇄된 신경관은 척추동물에서 보존된 특징입니다(표 2). 아미오테에서 신경외배엽은 신경관 형성 과정인 신경관 형성기(neurulation) 동안 접혀 신경관을 형성합니다(Wilde et al., 2014). 이 시점에는 신경관에 포집된 양수(AF)가 가장 초기의 뇌척수액(CSF)을 형성합니다(Chau et al., 2015).

뇌실 내벽을 덮고 CSF와 직접 접촉하는 신경상피 전구세포는

중추신경계(CNS) 세포의 대부분을 생성할 줄기세포 풀을 구성합니다.

신경관 형성 전 AF의 단백질 성분과 신경관 형성 후 CSF의 단백질 성분은 이러한 전구세포에게 분자적으로 구분되는 유체 환경을 제공합니다(Chau et al., 2015; 그림 1A와 2).

혈액-뇌 장벽(BBB)이 아직 형성되지 않은 이 초기 발달 단계에서(O'Brown et al., 2018) 및 뇌막이 형성되기 시작하는 단계(Siegenthaler and Pleasure, 2011)에서, CSF에 분비되는 인자의 구성은 다양한 체계적 요인의 영향을 받을 수 있습니다.

중추신경계(CNS)의 어떤 단계에서도 체액의 기원을 실험적으로 추적하는 것은 기술적으로 어렵지만, 다양한 생물체에서의 연구는 뇌 발달 초기 단계에서 신경상피 세포가 삼투압 농도 차이에 반응하여 CSF를 생성한다는 모델을 지지합니다(Alonso et al., 1999; Habgood et al., 1992), 특히 ChP 발달 이전 단계에서(다음 절 참조). 초기 배아 단계의 제브라피시에서 체액 분비는 신경상피 표면의 Na+/K+-ATPase에 의존합니다(Chang et al., 2012). 따라서 초기 CSF의 구성은 신경관 폐쇄 후 잔류하는 AF에서 일부 유래하지만, 대부분의 초기 CSF는 신경상피 자체에서 생성될 가능성이 높습니다.

Figure 2 Development of the major components of the cerebral fluid system occurs across CNS developmental time.

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SpeciesVentricle FormationChP EmergenceReferences

Human	Carnegie stage 12 (week 4, 21–29 somites)	Carnegie stages 19–21 (weeks 7–8)	O’Rahilly and Müller, 1990; Shiraishi et al., 2013
Mouse	Embryonic day 9	Embryonic days 11–12	Currle et al., 2005; Hunter and Dymecki, 2007; Langford et al., 2020; Lun et al., 2015b; Monuki et al., 2001; Shannon et al., 2018; Thomas and Dziadek, 1993
Zebrafish	17–21 h post-fertilization	2.5–5 days post-fertilization	García-Lecea et al., 2008; van Leeuwen et al., 2018

Table 2

Comparative Brain Ventricular System Developmental Timelines

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The proteomic composition of AF and CSF diverges substantially in the days following neurulation, including dynamic changes in the availabilities of cardinal signaling molecules including Shh, Bmps, and retinoic acid (Chau et al., 2018). CSF composition is commonly analyzed for disease biomarkers (Schindler et al., 2019; Shalaby et al., 2016). In a similar manner, proteomic signatures of early CSF have recently been used to illuminate ongoing processes of forebrain development (Chau et al., 2018; Fame et al., 2019). These studies show that among the unexpected, yet pronounced, changes observed in the nascent CSF proteome are the downregulation of ribosomal and mitochondrial proteins. The observation that progenitor cells contacting the CSF can release membrane particles into the CSF (Marzesco et al., 2005) guided further analyses of the adjacent forebrain as a potential source of these proteins. Transcriptional analyses revealed robust, concurrent downregulation of ribosome biogenesis and protein synthesis in the forebrain following neurulation (Chau et al., 2018; Fame et al., 2019). This process is accompanied by mitochondrial maturation and a metabolic shift from glycolysis to oxidative phosphorylation (Chau et al., 2018; Fame et al., 2019). These findings suggest that combining CSF proteomics with the investigation of normal developmental processes may prove useful for identifying mechanisms that contribute to early onset neurodevelopmental diseases (reviewed in Wilde et al., 2014) and/or hydrocephalus (Kousi and Katsanis, 2016). Notably, recent studies designed to identify genetic drivers of congenital hydrocephalus have demonstrated disease-causing mutations in TRIM71, SMARCC1, PTCH1, and SHH, all genes expressed predominantly by progenitors along the neural tube (Furey et al., 2018). While the exact mechanisms by which these specific mutations cause hydrocephalus remain to be elucidated, these findings raise new hypotheses for how neural tube progenitors participate in brain fluid homeostasis in addition to their classic roles in neurogenesis.

신경관 형성 후 몇 일 동안 AF와 CSF의 프로테오믹 구성은 크게 달라지며,

Shh, Bmps, 레티노산 등 주요 신호 분자의 가용성 변화가 포함됩니다 (Chau et al., 2018).

CSF의 구성은

질병 바이오마커 분석에 널리 활용됩니다(Schindler et al., 2019; Shalaby et al., 2016).

유사하게,

초기 CSF의 프로테오믹스 특성은 전뇌 발달 과정의 진행을 밝히는 데

최근 활용되었습니다(Chau et al., 2018; Fame et al., 2019).

이 연구들은

신생 CSF 프로테옴에서 관찰된 예상치 못했지만 두드러진 변화 중 하나가

리보솜 및 미토콘드리아 단백질의 발현 감소임을 보여줍니다.

CSF와 접촉하는 전구 세포가 CSF로 막 입자를 방출할 수 있다는 관찰(Marzesco et al., 2005)은 이러한 단백질의 잠재적 원천으로 인접한 전뇌를 대상으로 한 추가 분석을 유도했습니다. 전사 분석 결과, 신경관 형성 후 전두엽에서 리보솜 생성과 단백질 합성의 강력한 동시적 감소가 관찰되었습니다(Chau et al., 2018; Fame et al., 2019). 이 과정은 미토콘드리아 성숙과 대사 전환(글리코lysis에서 산화적 인산화)과 동반됩니다(Chau et al., 2018; Fame et al., 2019). 이러한 결과는 뇌척수액 단백질체학과 정상 발달 과정의 연구를 결합하는 것이 조기 발병 신경발달 장애(Wilde et al., 2014에서 검토됨) 및/또는 수두증(Kousi and Katsanis, 2016)의 메커니즘을 규명하는 데 유용할 수 있음을 시사합니다. 특히, 선천성 수두증의 유전적 원인을 식별하기 위해 설계된 최근 연구에서는 신경관沿의 전구세포에서 주로 발현되는 TRIM71, SMARCC1, PTCH1, 및 SHH 유전자에서 질병 유발 돌연변이가 발견되었습니다(Furey et al., 2018). 이러한 특정 변이가 수두증을 유발하는 정확한 메커니즘은 아직 명확히 규명되지 않았지만, 이 결과들은 신경관 전구세포가 신경 발생의 전통적인 역할 외에도 뇌액 균형 유지에 어떻게 참여하는지에 대한 새로운 가설을 제기합니다.

Choroid Plexus Form and Functions

While often considered an epithelial sheet, the ChP is a three-dimensional system of many interacting cell types (Figure 1B). A classic hypothesis is that the ChP produces the majority of CSF, based on Dandy’s 1919 study showing that unilateral ChP removal results in ipsilaterally collapsed ventricles (Dandy, 1919). Further supporting this idea, stimulation of sympathetic innervation from the superior cervical ganglia, the source of sympathetic innervation to the ChP, reduces CSF production, while denervation of the ganglia to remove adrenergic input to the ChP increases CSF production in rabbits (Lindvall et al., 1978). Current models of ChP function tend to focus on its contributions to CSF secretion (water and factors) and in forming a critical brain barrier. However, the ChP is also known to take up signals from the CSF, including potential toxins (e.g., Aβ) (Crossgrove et al., 2005). Recent studies using single-cell transcriptomics have captured subpopulations of cells in the ChP including epithelial, mesenchymal, vascular, and immune cells, as well as a small subset of neural cells (Dani et al., 2019; Jordão et al., 2019; Van Hove et al., 2019). Such diversity exists as early as E16 in mice (Dani et al., 2019). As such, the ChP likely plays a multitude of roles—many of them yet to be discovered—in regulating brain development and function.

Developmentally, the ChP emerges from the dorsal midline and rhombic lip lineages (Currle et al., 2005; Hunter and Dymecki, 2007; Langford et al., 2020; Liddelow et al., 2010; Monuki et al., 2001; Shannon et al., 2018; Wilting and Christ, 1989). There is one ChP in each ventricle. ChP precursors are specified following neural tube closure (Hunter and Dymecki, 2007; Thomas and Dziadek, 1993), and the tissues emerge around E11 in mice and between Carnegie stages 18 and 19 in humans (i.e., seventh gestational week; Figure 2) (O’Rahilly and Müller, 1990; Shiraishi et al., 2013). The fourth ventricle ChP (4V ChP) emerges first from the rhombencephalon and roof plate (Hunter and Dymecki, 2007; Nielsen and Dymecki, 2010), followed by the emergence of the ChP in each of the two lateral ventricles (LV ChP) in the telencephalon, and then by the third ventricle ChP (3V ChP) in the diencephalon. The LV and 3V ChP eventually connect but maintain distinct identities (Currle et al., 2005). As epithelial cells proliferate, they do so in conjunction with the developing vasculature (Nielsen and Dymecki, 2010), which spreads across the ChP in a similar pattern between humans and mice (Dani et al., 2019; Hudson, 1960).

Newly differentiating epithelial cells expand the tissue into the ventricles in a “conveyor belt”-like manner (Liddelow et al., 2010) and can be tracked by gene expression‎ profiles of the maturing cells (Dani et al., 2019). Genetic factors controlling ChP progenitor cell proliferation and differentiation are still under investigation. Loss of Lhx2 in the roof plate induces massive overspecification of ChP epithelium (Monuki et al., 2001), and loss of Wnt5a results in reduction of all ChP tissues and a failure to expand into the ventricles (Langford et al., 2020).

The LV ChP displays distinct anterior and posterior domains that can be distinguished by genetic Gdf7 fate mapping (Currle et al., 2005). Indeed, anterior and posterior LV ChP domains have also been described in developing human brain (Bailey, 1915), and evidence from rabbits demonstrates that LV ChP development involves the emergence of two distinct folds of tissue staggered along the anterior-posterior and slightly offset along the dorsal-ventral axes (Strong, 1964). This feature appears to be recapitulated in mice, where the anterior versus posterior domains display distinct vulnerabilities to tumorigenesis in a mouse model of ChP carcinoma (Shannon et al., 2018).

While proliferation of ChP declines postnatally (Chauhan and Lewis, 1979), cultured and explanted ChP epithelial cells retain the ability to proliferate after injury (Barkho and Monuki, 2015). ChP epithelial cells are also vulnerable to transformation, as in the case of ChP carcinomas—rare tumors of early childhood (median age of onset is 3.5 years) with a tendency to form in the LV ChP. ChP carcinomas not only increase overall CSF production but also grow quickly and may obstruct CSF flow. Moreover, they can metastasize via CSF (Tong et al., 2015; Wang et al., 2019). ChP papillomas are slower-growing ChP epithelial tumors that tend to arise in the 4V ChP of adults (Safaee et al., 2013). Surgical resection remains the only effective treatment for ChP tumors, but ChP carcinomas can recur and metastasize. Underlying causes are still under investigation, but there is reason to be optimistic that ongoing studies in patients and animal models will inform future therapies (Merve et al., 2019; Safaee et al., 2013; Shannon et al., 2018; Tong et al., 2015; Wang et al., 2019).

Owing in part to their distinct anatomical origins along the neural tube, the ChP tissues are patterned and have distinct transcriptomes (Dani et al., 2019; Lun et al., 2015a). Bulk RNA sequencing analyses of mouse LV and 4V ChP at late embryonic stages in mice (E18.5) revealed that distinct gene expression‎ profiles between these two tissues contribute to the secretion of distinct factors into conditioned medium and CSF (Lun et al., 2015b). Candidate genes tested in non-human primate and human ChP tissues confirmed that these expression‎ profiles are a common developmental signature across species (Lun et al., 2015b). Emerging single-cell transcriptomic studies confirm‎ the regionalization between the LV and 4V and also reveal a unique transcriptome for the 3V ChP (Dani et al., 2019). Intriguingly, both gene expression‎ and secretion of select factors decrease in adult tissues (e.g., Ttr, Shh, Sod3, Penk) (Lun et al., 2015b). While adult ChP also demonstrates unique molecular identities across ventricles, these distinctions are due to sets of genes that are distinct from those driving developmental identities between ChP tissues (Dani et al., 2019). Notably, regionalization of embryonic ChP cells is not restricted to epithelial cells but is also observed in other cell types including fibroblasts (Dani et al., 2019). These fibroblasts express genes encoding secreted proteins and growth factors. Whether these secreted factors are restricted to the ChP or are released for broader distribution into the blood and/or CSF remains unknown. Overall, these data support a model in which regional differences between ChP tissues contribute to ventricle-specific differences in secreted signals and in signals transcytosed from the bloodstream. Local gradients in CSF may instruct regional brain development and function.

As the ChP matures, its surface area increases through microvilli and folded papillary architecture. In rats, the ChP apical (luminal) surface area increases by 550% from E16-P30, allowing more interaction with CSF (Keep and Jones, 1990). Additionally, in rats, the ChP proportionally increases its interaction with systemic blood through fenestrated capillaries (Keep and Jones, 1990). Not only does ChP surface area mature over development, but the metabolic framework also shifts, with higher glycogen stores in embryonic ChP epithelial cells and more mitochondria in the mature ChP (Keep and Jones, 1990; Netsky and Shuangshoti, 1975). This suggests that more ATP is available for mature ChP to transport proteins, ions, and water. In support of this hypothesis, transcriptional analyses identify a shift toward greater production of junction proteins (which underlie the blood-CSF barrier), as well as ion and water flux channels for CSF secretion and ionic balance (Liddelow et al., 2013). Although the ChP tissues arise embryonically, the properties of the ChP continue to mature over early postnatal development.

The mature ChP is specialized to secrete CSF (Figure 1B). The general mechanisms of fluid secretion have been reviewed elsewhere (Praetorius and Damkier, 2017). These include ion transporters on the basal surface that import components from blood supplied by fenestrated capillaries, followed by transcellular transport of these elements and selective secretion into the CSF. This process produces the CSF as an actively regulated fluid (Praetorius and Damkier, 2017). Secretion is thought to depend on the Na+ gradient generated by the Na+/K+-ATPase that drives co-transport of ions to create an osmotic gradient in conjunction with protein secretion. This osmotic pressure, in turn, drives water secretion through Aquaporin 1 channels. Recently, an additional primary mechanism of ChP water transport has been proposed to act through the NKCC1 (slc12a2) sodium-potassium-chloride cotransporter that moves water in the form of hydrated potassium (Steffensen et al., 2018).

In addition to transporting fluid and ions, the ChP secretes other components, including small molecules, proteins, and membrane-bound particles. While the roles for many components have been investigated, others have yet to be explored. CSF neurotransmitters, such as serotonin derived from neuronal sources (Chan-Palay, 1976; Lindvall and Owman, 1981; Moskowitz et al., 1979), influence ChP secretion of CSF components including transferrin (Conn et al., 1986; Esterle and Sanders-Bush, 1992; Tsutsumi and Sanders-Bush, 1990) and insulin (Mazucanti et al., 2019). CSF-insulin signaling likely has important roles in development as well as in regulating hypothalamic responses to feeding via actions on targets in and around the 3V. The insulin-like growth factor 2 (IGF-2) supports neural progenitor survival and proliferation (Lehtinen et al., 2011). Many other growth factors or morphogens in CSF including, but not limited to, retinoic acid, Fgf2, Wnt5a, and Shh have also been shown to influence neural progenitor cells (Alonso et al., 2011; Chang et al., 2016; Coulter et al., 2018; Huang et al., 2010; Kaiser et al., 2019; Martín et al., 2006) (see Table 1). At early postnatal stages, the ChP secretes Otx2, with target cells in the visual cortex that regulate visual system plasticity (Spatazza et al., 2013). Not all of these factors act as free molecules. For example, retinoic acid signaling is dependent on carrier proteins (Alonso et al., 2011; Chang et al., 2016), and Wnt5a and Shh reside in membrane-bound particles (Coulter et al., 2018; Kaiser et al., 2019). Indeed, ChP secretion into the CSF occurs not only through exocytosis but also via apocrine signaling (Agnew et al., 1980; Gudeman et al., 1987), which is considered to be a naturally occurring (i.e., non-pathological) process (e.g., Gudeman et al., 1989; Hogue, 1949; Pappas and Tennyson, 1962). In addition to these mechanisms, membrane-bound particles released into the CSF from the ChP and surrounding brain parenchyma, including exosomes and larger particles, transport key components such as proteins and miRNA into the CSF (Balusu et al., 2016; Feliciano et al., 2014; Tietje et al., 2014; Figure 1).

The ChP also provides a route for certain systemic molecules to enter the brain via specific transporter systems. Among these molecules are leptin (Di Spiezio et al., 2018; Harrison et al., 2019), a hormone that signals satiety; folate (Alam et al., 2019; Grapp et al., 2013), a vitamin obtained from food critical for cell growth and metabolism; and copper (Donsante et al., 2010), an essential metal with an array of cellular functions. Thus, the ChP participates in mediating brain-body interactions and likely has roles that extend into the pathophysiology of complex conditions.

뇌실막의 형태와 기능

뇌실막은 종종 상피층으로 간주되지만, 실제로는 다양한 세포 유형이 상호작용하는 3차원 시스템입니다(그림 1B). 전통적인 가설은 Dandy의 1919년 연구에서 뇌실막의 일측 제거가 동측 뇌실의 붕괴를 유발한다는 결과에 기반해 뇌실막이 뇌척수액의 대부분을 생성한다는 것입니다(Dandy, 1919). 이 가설을 추가로 뒷받침하는 연구에서, ChP로의 교감신경 내분비원의 원천인 상부 경추 신경절의 교감신경 자극은 CSF 생산을 감소시키며, 신경절의 신경절제술로 ChP로의 아드레날린성 입력을 제거하면 토끼에서 CSF 생산이 증가합니다(Lindvall et al., 1978). 현재 ChP 기능 모델은 주로 CSF 분비(물과 인자) 및 중요한 뇌 장벽 형성 기여도에 초점을 맞추고 있습니다. 그러나 ChP는 CSF로부터 신호(예: Aβ와 같은 잠재적 독소)를 흡수하는 것으로도 알려져 있습니다(Crossgrove et al., 2005). 단일 세포 전사체학 연구는 ChP 내 상피세포, 중간엽세포, 혈관세포, 면역세포, 그리고 소수의 신경세포를 포함한 세포 하위 집단을 포착했습니다(Dani et al., 2019; Jordão et al., 2019; Van Hove et al., 2019). 이러한 다양성은 쥐의 E16 단계에서 이미 관찰되었습니다(Dani et al., 2019). 따라서 ChP는 뇌 발달과 기능 조절에 다양한 역할을 수행하며, 그 중 많은 부분이 아직 밝혀지지 않았습니다.

발달적으로, ChP는 등쪽 중간선과 롬빅 립 계통에서 발생합니다(Currle et al., 2005; Hunter and Dymecki, 2007; Langford et al., 2020; Liddelow et al., 2010; Monuki et al., 2001; Shannon et al., 2018; Wilting and Christ, 1989). 각 뇌실에는 하나의 ChP가 존재합니다. ChP 전구체는 신경관 폐쇄 후 지정되며 (Hunter and Dymecki, 2007; Thomas and Dziadek, 1993), 조직은 쥐에서 E11 단계에, 인간에서는 Carnegie 단계 18과 19 사이 (즉, 임신 7주; 그림 2)에 형성됩니다. (O'Rahilly and Müller, 1990; Shiraishi et al., 2013). 제4 뇌실 ChP(4V ChP)는 뇌간과 지붕판에서 가장 먼저 형성되며(Hunter and Dymecki, 2007; Nielsen and Dymecki, 2010), 이어 대뇌반구에서 두 개의 측뇌실(LV) 각각의 ChP가 형성되며, 마지막으로 중뇌반구에서 제3 뇌실 ChP(3V ChP)가 형성됩니다. LV와 3V ChP는 결국 연결되지만 서로 다른 정체성을 유지합니다(Currle et al., 2005). 상피 세포가 증식할 때, 이는 발달 중인 혈관과 함께 진행됩니다(Nielsen and Dymecki, 2010), 이 혈관은 인간과 쥐에서 유사한 패턴으로 ChP를 가로지릅니다(Dani et al., 2019; Hudson, 1960).

새로 분화하는 상피 세포는 “컨베이어 벨트”와 같은 방식으로 조직을 뇌실 방향으로 확장합니다(Liddelow et al., 2010)이며, 성숙하는 세포의 유전자 발현 프로파일로 추적될 수 있습니다(Dani et al., 2019). ChP 전구 세포의 증식과 분화를 조절하는 유전적 요인은 여전히 연구 중입니다. Lhx2의 상실은 지붕판에서 ChP 상피의 대규모 과분화를 유발합니다(Monuki et al., 2001), 그리고 Wnt5a의 상실은 모든 ChP 조직의 감소와 뇌실로의 확장 실패를 초래합니다(Langford et al., 2020).

LV ChP는 유전적 Gdf7 운명 매핑을 통해 구분되는 전방 및 후방 영역을 나타냅니다(Currle et al., 2005). 실제로 인간 뇌의 발달 과정에서 LV ChP의 전방 및 후방 영역이 보고되었습니다(Bailey, 1915), 그리고 토끼에서의 증거는 LV ChP 발달이 전방-후방 축을 따라 서로 겹쳐지고, 등-배 축을 따라 약간 어긋난 두 개의 서로 다른 조직 주름의 출현을 포함함을 보여줍니다(Strong, 1964). 이 특징은 쥐에서도 재현되며, ChP 암종 모델에서 전방과 후방 영역은 종양 발생에 대한 서로 다른 취약성을 보여줍니다(Shannon et al., 2018).

ChP의 증식은 출생 후 감소하지만(Chauhan and Lewis, 1979), 배양 및 이식된 ChP 상피 세포는 손상 후 증식 능력을 유지합니다(Barkho and Monuki, 2015). ChP 상피 세포는 ChP 암종과 마찬가지로 변형에 취약합니다. ChP 암종은 초기 아동기(발병 평균 연령 3.5세)에 드물게 발생하며 LV ChP에서 형성되는 경향이 있습니다. ChP 암종은 전체 뇌척수액(CSF) 생산량을 증가시킬 뿐만 아니라 빠르게 성장하며 CSF 흐름을 방해할 수 있습니다. 또한 CSF를 통해 전이될 수 있습니다(Tong et al., 2015; Wang et al., 2019). ChP 유두종은 성인에서 4V ChP에 주로 발생하는 성장 속도가 느린 ChP 상피 종양입니다(Safaee et al., 2013). ChP 종양의 유일한 효과적인 치료법은 수술적 절제이지만, ChP 암종은 재발 및 전이될 수 있습니다. 기저 원인은 여전히 연구 중이지만, 환자 및 동물 모델에서의 진행 중인 연구가 미래 치료법에 기여할 것이라는 희망이 있습니다(Merve et al., 2019; Safaee et al., 2013; Shannon et al., 2018; Tong et al., 2015; Wang et al., 2019).

신경관沿의 독특한 해부학적 기원에 부분적으로 기인하여, ChP 조직은 패턴화되어 있으며 독특한 트랜스크립토미를 가지고 있습니다(Dani et al., 2019; Lun et al., 2015a). 쥐의 후기 배아 단계(E18.5)에서 LV와 4V ChP의 대량 RNA 시퀀싱 분석은 이 두 조직 간의 독특한 유전자 발현 프로파일이 조건화된 매체와 뇌척수액(CSF)로 분비되는 독특한 인자들에 기여함을 보여주었습니다(Lun et al., 2015b). 비인간 영장류와 인간 ChP 조직에서 테스트된 후보 유전자들은 이러한 발현 프로파일이 종 간 공통된 발달적 특징임을 확인했습니다(Lun et al., 2015b). 신규 단일 세포 전사체 연구는 LV와 4V 간의 지역화를 확인했으며, 3V ChP의 독특한 전사체를 밝혀냈습니다(Dani et al., 2019). 흥미롭게도, 선택된 인자의 발현과 분비 모두 성인 조직에서 감소합니다(예: Ttr, Shh, Sod3, Penk) (Lun et al., 2015b). 성인 ChP도 심실 전체에 걸쳐 독특한 분자적 특성을 보이지만, 이러한 차이는 ChP 조직 간의 발달적 특성을 유도하는 유전자와 다른 유전자 세트에 기인합니다 (Dani et al., 2019). 특히, 배아 ChP 세포의 분화는 상피 세포에 국한되지 않고 섬유모세포를 포함한 다른 세포 유형에서도 관찰됩니다 (Dani et al., 2019). 이러한 섬유모세포는 분비 단백질과 성장 인자를 암호화하는 유전자를 발현합니다. 이러한 분비 인자가 ChP에 제한되거나 혈액 및/또는 뇌척수액으로 더 넓게 분비되는지 여부는 아직 알려지지 않았습니다. 전체적으로 이러한 데이터는 ChP 조직 간의 지역적 차이가 뇌실 특이적 분비 신호 및 혈류로부터 전이되는 신호의 차이에 기여한다는 모델을 지지합니다. 뇌척수액의 지역적 농도 차이는 지역적 뇌 발달 및 기능에 지침을 제공할 수 있습니다.

ChP가 성숙함에 따라 표면적은 미세융모와 접힌 유두 구조를 통해 증가합니다. 쥐에서 ChP의 아피칼(luminal) 표면적은 E16-P30 기간 동안 550% 증가하여 CSF와의 상호작용이 증가합니다(Keep and Jones, 1990). 또한 쥐에서 ChP는 구멍이 뚫린 모세혈관을 통해 체내 혈액과의 상호작용이 비례적으로 증가합니다(Keep and Jones, 1990). ChP의 표면적은 발달 과정에서 성숙하는 것뿐 아니라 대사 구조도 변화합니다. 배아기 ChP 상피 세포에는 글리코겐 저장량이 더 높고, 성숙한 ChP에는 미토콘드리아가 더 많이 존재합니다(Keep and Jones, 1990; Netsky and Shuangshoti, 1975). 이는 성숙한 ChP가 단백질, 이온, 물의 운반에 더 많은 ATP를 사용할 수 있음을 시사합니다. 이 가설을 뒷받침하는 전사 분석 결과, 혈액-뇌척수액 장벽을 구성하는 접합 단백질의 생산이 증가하며, 뇌척수액 분비 및 이온 균형을 조절하는 이온 및 물 유동 채널의 발현 변화가 확인되었습니다 (Liddelow et al., 2013). ChP 조직은 배아기에서 발생하지만, ChP의 특성은 출생 후 초기 발달 단계에서 계속 성숙합니다.

성숙한 ChP는 CSF 분비에 특화되어 있습니다(그림 1B). 체액 분비의 일반적인 메커니즘은 다른 곳에서 검토되었습니다(Praetorius and Damkier, 2017). 이는 혈관 구멍을 통해 공급되는 혈액에서 성분을 수입하는 기저 표면의 이온 운반체, 이 요소들의 세포 내 운반, 그리고 CSF로의 선택적 분비를 포함합니다. 이 과정은 CSF를 적극적으로 조절되는 액체로 생성합니다(Praetorius and Damkier, 2017). 분비는 Na+/K+-ATPase에 의해 생성된 Na+ 농도 차이에 의존하며, 이는 이온의 공동 수송을 통해 삼투 농도 차이를 생성하고 단백질 분비와 결합하여 작용합니다. 이 삼투 압력은 차례로 Aquaporin 1 채널을 통해 물 분비를 촉진합니다. 최근에 ChP의 수분 운반에 대한 추가적인 주요 메커니즘이 NKCC1 (slc12a2) 나트륨-칼륨-염화물 공동수송체를 통해 수분을 수화된 칼륨 형태로 이동시키는 것으로 제안되었습니다 (Steffensen et al., 2018).

ChP는 액체와 이온을 운반하는 것 외에도 소분자, 단백질, 막 결합 입자 등 다른 성분을 분비합니다. 많은 성분의 역할이 조사되었지만, 다른 성분들은 아직 탐구되지 않았습니다. 신경세포에서 유래한 세로토닌과 같은 CSF 신경전달물질(Chan-Palay, 1976; Lindvall and Owman, 1981; Moskowitz et al., 1979)은 ChP의 CSF 성분 분비에 영향을 미치며, 이 중에는 트랜스페린(Conn et al., 1986; Esterle and Sanders-Bush, 1992; Tsutsumi and Sanders-Bush, 1990) 및 인슐린(Mazucanti et al., 2019)과 같은 CSF 성분의 분비에 영향을 미칩니다. CSF-인슐린 신호전달은 발달뿐만 아니라 3V 내외의 표적에 작용하여 식사에 대한 시상하부 반응을 조절하는 데 중요한 역할을 할 것으로 추정됩니다. 인슐린 유사 성장 인자 2(IGF-2)는 신경 전구 세포의 생존과 증식을 지원합니다(Lehtinen et al., 2011). CSF에 존재하는 다른 많은 성장 인자나 모르포겐, 예를 들어 레티노산, Fgf2, Wnt5a, Shh 등은 신경 전구 세포에 영향을 미치는 것으로 밝혀졌습니다(Alonso et al., 2011; Chang et al., 2016; Coulter et al., 2018; Huang et al., 2010; Kaiser et al., 2019; Martín et al., 2006) (see Table 1). 출생 후 초기 단계에서 ChP는 시각 피질의 표적 세포에 작용하여 시각 시스템의 가소성을 조절하는 Otx2를 분비합니다(Spatazza et al., 2013). 이 모든 인자들이 자유 분자로 작용하는 것은 아닙니다. 예를 들어, 레티노산 신호전달은 운반 단백질에 의존합니다(Alonso et al., 2011; Chang et al., 2016), 그리고 Wnt5a와 Shh는 막 결합 입자 내에 존재합니다(Coulter et al., 2018; Kaiser et al., 2019). 실제로 ChP의 CSF로의 분비는 엑소사이토시스뿐만 아니라 아포크린 신호전달을 통해 발생하며(Agnew et al., 1980; Gudeman et al., 1987), 이는 자연적으로 발생하는(즉, 병리적이지 않은) 과정으로 간주됩니다(예: Gudeman et al., 1989; Hogue, 1949; Pappas and Tennyson, 1962). 이러한 메커니즘 외에도 ChP와 주변 뇌 실질에서 CSF로 방출되는 막 결합 입자(엑소좀 및 더 큰 입자 포함)는 단백질과 miRNA와 같은 핵심 성분을 CSF로 운반합니다(Balusu et al., 2016; Feliciano et al., 2014; Tietje et al., 2014; Figure 1).

ChP는 특정 시스템 분자가 특정 운반체 시스템을 통해 뇌로 들어가는 경로를 제공합니다. 이러한 분자에는 포만감을 신호하는 호르몬인 레프틴 (Di Spiezio et al., 2018; Harrison et al., 2019), 식품에서 얻어지는 세포 성장과 대사에게 필수적인 비타민; 및 구리(Donsante et al., 2010), 다양한 세포 기능에 필수적인 금속입니다. 따라서 ChP는 뇌-신체 상호작용을 매개하는 데 참여하며, 복잡한 질환의 병리생리학에 이르는 역할을 할 가능성이 있습니다.

CSF Movement and Outflow across Development

As CSF is produced, it moves throughout the CNS and is drained into the blood or extracranial lymphatic system. The total CSF volume in adult humans is ∼160 mL, and the rate of CSF formation is ∼0.3–0.4 mL/min (Cutler et al., 1968; Rubin et al., 1966), suggesting that the total system turnover is ∼3 times per day. The cells that contribute to CSF production vary during embryonic development, with neuroepithelial progenitors (the future ependymal lining) responsible for most CSF production during early development, and ChP epithelium and meningeal vasculature largely driving CSF production once these tissues have matured (Praetorius and Damkier, 2017). The relative contributions of each of these sources both to CSF volume and to the molecular composition of CSF remain poorly understood. Similar to the situation for CSF generation, the specific mechanisms guiding large-scale and local movement of CSF, as well as the sinks for outflow of CSF, can also change over development. More generally, due to the technical and practical challenges inherent to studying a fluid inside the brain, many aspects of the CSF system are under active investigation and debate.

CSF의 이동 및 유출 발달 과정

CSF가 생성되면

CNS 전체를 순환하며 혈액이나 두개외 림프계로 배출됩니다.

성인 인간의 총 CSF 양은

약 160mL이며,

CSF 생성 속도는 약 0.3–0.4 mL/분 (Cutler et al., 1968; Rubin et al., 1966)로,

전체 시스템 회전율이 하루에 약 3회임을 시사합니다.

CSF 생성에 기여하는 세포는

배아 발달 과정에서 변동되며,

초기 발달 단계에서는 신경상피 전구세포(미래의 뇌실막 내벽을 형성하는 세포)가

대부분의 CSF 생성을 담당하며,

이 조직이 성숙한 후에는

뇌실막 상피와 뇌막 혈관이 CSF 생성을 주로 주도합니다(Praetorius and Damkier, 2017).

각 출처가 CSF 양과 분자 구성에 기여하는 상대적 비율은 여전히 잘 이해되지 않고 있습니다.

CSF 생성 상황과 유사하게,

CSF의 대규모 및 국소적 이동을 안내하는 구체적인 메커니즘,

그리고 CSF 유출의 배출구도 발달 과정에서 변화할 수 있습니다.

일반적으로 뇌 내부의 액체를 연구하는 데 내재된 기술적 및 실용적 어려움으로 인해,

CSF 시스템의 많은 측면이 활발한 연구와 논쟁의 대상이 되고 있습니다.

Development of CSF Movement

CSF generally flows from ChP production sites to the extracranial lymphatics and then into venous circulation. However, a growing body of evidence suggests that CSF movement is an extremely complex process with direction, rate, and paths changing not only moment to moment but also across behavioral states. Cardiorespiratory modulation of CSF movement through the cerebral ventricles and spinal central canal and into subarachnoid spaces is prominent. Especially in adults, the pulsating arterial flow to the brain and ChP acts as a physical pump (Wagshul et al., 2011) affected by mean and pulse arterial pressure (Mestre et al., 2018). Additionally, respiration regulates the dynamics of human CSF in the brain and upper spinal canal. CSF flow upward into the head compartment during inspiration counterbalances the associated pressure changes caused by venous outflow from the brain (Dreha-Kulaczewski et al., 2018). During sleep, bulk CSF movement has been demonstrated in humans to be coupled with the electrophysiological oscillations associated with the non-REM stage (Fultz et al., 2019).

While bulk flow in large ventricles is mostly governed by rates and volumes of CSF production and outflow, local patterns of CSF movement, especially in small early ventricles, depend on cilia. We refer readers to reviews on this active area of research in adult brains (e.g., Ringers et al., 2020) and focus here on developmental dynamics. Developmentally, CSF dynamics are governed by several mechanisms. For example, CSF movement directionality in zebrafish larvae is dependent on the onset of heartbeat (Fame et al., 2016; Olstad et al., 2019), suggesting a developmental mechanism linking maturation of the circulatory and CSF systems. However, while neural progenitors lining the ventricles have non-motile primary cilia in mice and fetal humans, distinct populations of ependymal cells with motile cilia are spatially organized along the ventricles of larval zebrafish to power directional CSF flow. Despite the pulsatile displacement of CSF by the heartbeat, CSF flow tends to be confined within individual ventricles (Olstad et al., 2019).

CSF movement, per se, is a mechanosensory signal to the CNS. In developing zebrafish, ventrally positioned, caudally polarized, motile cilia in the central canal of the spinal cord produce bidirectional CSF flow that facilitates particle movement via a coupled convective-diffusive transport process (Thouvenin et al., 2020). In addition, this CSF flow pattern mechanically stimulates CSF-contacting neurons, thereby regulating locomotion via spinal circuits (Böhm et al., 2016; Sternberg et al., 2018) and maintaining appropriate spine curvature (Grimes et al., 2016; Sternberg et al., 2018). Notably, morphogenesis of a straight posterior body axis also relies on ciliary contacts with the Reissner fiber, an extracellular “thread” assembled of SCO-spondin protein that extends from the roof of the 3V through the 4V and into the central canal of the spinal cord (Cantaut-Belarif et al., 2018). In mammals, ependymal cells with motile cilia line the central canal and serve as largely quiescent stem cells that can be induced to produce neurons or glia by mechanical forces, exercise, inflammation, or injury (Adrian and Walker, 1962; Johansson et al., 1999; Li et al., 2018). In the central canal of mice, the differentiation of progenitors to these multi-ciliated ependymal cells begins around E14 (Cañizares et al., 2019).

In mice, CSF flow directionality may provide a planar cell polarity signal for the radial glial progenitors (Ohata et al., 2015) and, later, for the ependymal cells (Mirzadeh et al., 2010). Studies in rats and pigs have demonstrated a substantial ciliary contribution to CSF dynamics, particularly in the 3V (Faubel et al., 2016). In adult mice, CSF flow directionality also correlates with migration of new neurons destined for the olfactory bulb (Sawamoto et al., 2006).

Ciliary contributions to CSF motion and clearance are necessary for appropriate CSF volume regulation in some species. Accordingly, ciliary dyskinesia in mouse and zebrafish models commonly results in hydrocephalus (Abdelhamed et al., 2018; Banizs et al., 2005). Notably, however, hydrocephalus in human patients with primary ciliary dyskinesia is rare (Lee, 2013), suggesting that differences between species may exist. It is not clear if these species differences reflect relative necessity of cilia in smaller ventricles or some other reason.

Exchange of fluid and solutes between the CSF and the ISF that represents the extracellular environment of the brain parenchyma is well established by a number of tracing studies (Abbott et al., 2018; Jessen et al., 2015; Rennels et al., 1985) both from the CSF to the ISF (Hladky and Barrand, 2016) and vice versa (Jagannathan et al., 2008). Such exchange between CSF and ISF is possible due to the lack of tight junctions between pial cells or between ependymal cells (Jiménez et al., 2014; Lippoldt et al., 2000; Spassky and Meunier, 2017). The existence of major perivascular compartments is also well established (Woollam and Millen, 1955). These perivascular spaces are essential to the ISF compartment, as ISF drains perivascularly and along white matter tracts (Abbott et al., 2018; Cserr et al., 1977; Rosenberg et al., 1980). Since some mixing between ISF and CSF occurs, some removal of CSF also occurs via perivascular drainage. Additionally, tracer studies show that CSF can directly enter perivascular spaces (Brierley and Field, 1948; Weed, 1914).

The particular routes and detailed mechanisms of ISF/CSF exchange are uncertain and hotly debated. Accordingly, developmental data are sparse. A major area of research interest involves the proposed “glial lymphatics” or “glymphatics” pathway, which may represent a means for both delivering nutrients and signaling factors to, and clearing extracellular metabolites and debris from, the brain parenchyma (Iliff et al., 2012, 2015; Jessen et al., 2015). Glymphatic clearance through the brain parenchyma has been observed as early as P1 in mice along the major arteries (posterior communicating, middle cerebral, anterior cerebral), continues to mature into the second postnatal week, and depends on membrane localization of PDGF-b to polarize Aqp4 to the endothelial side of astrocytes (Munk et al., 2019). The properties and roles of this system are being actively investigated and have been the topic of several recent reviews (Abbott et al., 2018; Jessen et al., 2015; Louveau et al., 2017).

CSF 이동의 발달

CSF는 일반적으로 ChP 생성 부위에서 두개외 림프계로 흐른 후 정맥 순환으로 들어갑니다. 그러나 점점 더 많은 증거가 CSF 이동이 방향, 속도, 경로가 순간마다뿐만 아니라 행동 상태에 따라 변화하는 극히 복잡한 과정임을 시사합니다. 심폐 호흡에 의한 CSF의 뇌실과 척추 중앙관 내 이동 및 뇌막하 공간으로의 조절은 두드러집니다. 특히 성인에서 뇌와 ChP로 향하는 맥동 동맥 혈류는 평균 및 맥동 동맥 압력에 영향을 받는 물리적 펌프 역할을 합니다(Wagshul et al., 2011; Mestre et al., 2018). 또한 호흡은 뇌와 상부 척수관 내 CSF의 역학을 조절합니다. 흡기 시 CSF가 머리 부위로 상승하는 흐름은 뇌에서 정맥 유출로 인한 압력 변화를 상쇄합니다(Dreha-Kulaczewski et al., 2018). 수면 중에는 인간에서 CSF의 대량 이동이 비-REM 단계와 관련된 전기생리학적 진동과 결합되어 있음을 보여주었습니다(Fultz et al., 2019).

대형 뇌실에서의 CSF 대량 흐름은 주로 CSF 생산 및 유출 속도와 양에 의해 지배되지만, 특히 소형 초기 뇌실에서의 CSF 운동의 국소적 패턴은 섬모에 의존합니다. 성인 뇌에서의 이 활발한 연구 분야에 대한 리뷰(예: Ringers et al., 2020)를 참고하시고, 여기서는 발달 동역학에 초점을 맞춥니다. 발달적으로, CSF 동역학은 여러 메커니즘에 의해 지배됩니다. 예를 들어, zebrafish 유충의 CSF 이동 방향성은 심장 박동 시작에 의존합니다(Fame et al., 2016; Olstad et al., 2019), 이는 순환계와 CSF 시스템의 성숙을 연결하는 발달적 메커니즘을 시사합니다. 그러나 뇌실 내벽을 덮는 신경 전구세포는 쥐와 태아 인간에서 비운동성 일차 섬모를 가지고 있지만, 제브라피시 유충의 뇌실 주변에는 운동성 섬모를 가진 상피세포 집단이 공간적으로 조직되어 방향성 CSF 흐름을 생성합니다. 심장 박동으로 인한 CSF의 맥동적 이동에도 불구하고, CSF 흐름은 일반적으로 개별 뇌실 내부에 제한됩니다(Olstad et al., 2019).

CSF의 움직임 자체는 중추신경계(CNS)에 대한 기계적 감각 신호입니다. 발달 중인 제브라피시에서 척수 중앙관(central canal)에 위치하고 꼬리 방향으로 극화된 운동성 세포는 결합된 대류-확산 전달 과정을 통해 입자 이동을 촉진하는 양방향 CSF 흐름을 생성합니다(Thouvenin et al., 2020). 또한 이 CSF 흐름 패턴은 CSF와 접촉하는 신경세포를 기계적으로 자극하여 척추 회로를 통해 운동을 조절하며(Böhm et al., 2016; Sternberg et al., 2018) 적절한 척추 곡률을 유지합니다(Grimes et al., 2016; Sternberg et al., 2018). 특히, 직선형 후방 몸축의 형태 발생은 SCO-spondin 단백질로 구성된 세포외 '실'인 Reissner 섬유와의 섬모 접촉에 의존합니다. 이 섬유는 3V의 천장에서 4V를 통해 척수 중앙 관으로 연장됩니다 (Cantaut-Belarif et al., 2018). 포유류에서 운동성 섬모를 가진 상피세포는 중앙관을 덮고 있으며, 기계적 힘, 운동, 염증, 또는 손상에 의해 신경세포나 글리아로 분화될 수 있는 주로 휴면 상태의 줄기세포 역할을 합니다(Adrian and Walker, 1962; Johansson et al., 1999; Li et al., 2018). 쥐의 중앙 관에서 이러한 다발성 섬모를 가진 상피세포로 분화하는 전구세포의 분화는 E14 무렵에 시작됩니다(Cañizares et al., 2019).

쥐에서 뇌척수액(CSF)의 흐름 방향성은 방사상 신경교 전구세포(Ohata et al., 2015) 및 이후 상피세포(Mirzadeh et al., 2010)에 대한 평면 세포 극성 신호를 제공할 수 있습니다. 쥐와 돼지에서의 연구는 CSF 역학에 대한 섬모의 상당한 기여를 보여주었으며, 특히 3V에서 두드러집니다(Faubel et al., 2016). 성인 쥐에서 CSF 흐름의 방향성은 후각 구로 이동하는 새로운 신경세포의 이동과도 관련이 있습니다(Sawamoto et al., 2006).

CSF 운동 및 제거에 대한 섬모의 기여는 일부 종에서 적절한 CSF 체적 조절에 필수적입니다. 이에 따라 쥐와 제브라피시 모델에서 섬모 운동 장애는 흔히 수두증을 유발합니다(Abdelhamed et al., 2018; Banizs et al., 2005). 그러나 주목할 점은 인간 환자의 원발성 섬모 운동 장애에서 수두증이 드물다는 점입니다(Lee, 2013), 이는 종 간 차이가 존재할 수 있음을 시사합니다. 이러한 종 간 차이가 작은 뇌실에서의 섬모의 상대적 필요성이나 다른 이유를 반영하는지는 명확하지 않습니다.

뇌척수액(CSF)과 뇌 실질의 세포외 환경을 구성하는 뇌실외액(ISF) 사이의 체액 및 용질 교환은 여러 추적 연구를 통해 잘 확립되어 있습니다(Abbott et al., 2018; Jessen et al., 2015; Rennels et al., 1985) CSF에서 ISF로(Hladky and Barrand, 2016) 반대로 CSF에서 ISF로의 교환도 가능합니다(Jagannathan et al., 2008). 이러한 CSF와 ISF 간의 교환은 피아 세포나 상피세포 사이의 밀접한 연결 부재로 인해 가능하며(Jiménez et al., 2014; Lippoldt et al., 2000; Spassky and Meunier, 2017). 주요 혈관 주위 공간의 존재는 잘 확립되어 있습니다 (Woollam and Millen, 1955). 이러한 혈관 주위 공간은 ISF 공간에 필수적이며, ISF는 혈관 주위 및 백질 경로를 따라 배액됩니다 (Abbott et al., 2018; Cserr et al., 1977; Rosenberg et al., 1980). ISF와 CSF 사이의 일부 혼합이 발생하기 때문에, CSF의 일부도 혈관 주위 배액을 통해 제거됩니다. 또한 추적자 연구는 CSF가 직접 혈관 주위 공간으로 들어갈 수 있음을 보여줍니다(Brierley and Field, 1948; Weed, 1914).

ISF/CSF 교환의 특정 경로와 상세한 메커니즘은 불확실하며 열띤 논쟁의 대상입니다. 이에 따라 발달 관련 데이터는 부족합니다. 주요 연구 관심 분야는 뇌 실질에 영양분과 신호 인자를 공급하고 세포외 대사산물 및 잔여물을 제거하는 역할을 할 수 있는 '글리아 림프계' 또는 '글리프마틱스' 경로입니다 (Iliff et al., 2012, 2015; Jessen et al., 2015). 뇌 실질 내 글리프마틱스 제거는 쥐에서 P1 단계부터 주요 동맥(후방 통신 동맥, 중뇌 동맥, 전뇌 동맥)을 따라 관찰되었으며, 출생 후 2주까지 성숙되며, 아스트로사이트의 내피 측으로 Aqp4를 극성화시키는 PDGF-b의 막 국소화에 의존합니다(Munk et al., 2019). 이 시스템의 특성 및 역할은 활발히 연구 중이며 최근 여러 리뷰 논문에서 다루어졌습니다(Abbott et al., 2018; Jessen et al., 2015; Louveau et al., 2017).

Development of CSF Outflow

The classic description of CSF clearance has relied largely on arachnoid villi (Weed, 1914). However, CSF outflow also depends on meningeal lymphatic vessels (Cserr et al., 1992; Pollay, 2010), and some data support a direct connection between the arachnoid villi and meningeal lymphatics (Brierley and Field, 1948). Additional contributing outflow routes include perineural CSF outflow along cranial and spinal nerve sheaths to the lymphatic system (Brierley and Field, 1948; Ma et al., 2019). In addition, CSF clearance has been documented along olfactory nerve sheaths, draining into the nasal cavity through the cribriform plate (Mollanji et al., 2002). The arachnoid villi, meningeal lymphatics, and perivascular systems all arise at similar (but not identical) times during development and continue to mature over the postnatal period (Figure 2).

Studies in humans have described arachnoid granulations as polyp-like protrusions of arachnoid membrane that extend into the dural venous sinuses without a direct dural cell layer covering (Gómez et al., 1982). Arachnoid cap cells at the most apical portion of the granulation connect the subarachnoid space with the venous system. Arachnoid granulations arise from earlier arachnoid villi that mature late in fetal development, around the 35th gestational week. Granulations are evident by the 39th gestational week, but both their number and their complexity continue to increase over postnatal development (Gómez et al., 1982). First described in humans in 1721 by Pacchioni, the anatomy and function and arachnoid villi were characterized in detail in pig and human embryos nearly two centuries later by Lewis Weed (Weed, 1914). He observed clearance of intrathecally placed dyes into the subarachnoid spaces and concluded that these villi represented the first CSF exit pathway. The general roles of arachnoid villi remain poorly understood, in part due to substantial differences in their morphology and function across species (Ohta et al., 2002).

The lymphatic system consists of primary and secondary immune organs, lymphatic vessels, and immune cells. The systemic lymphatic system is known to maintain direct connections to the subarachnoid space (Brierley and Field, 1948). While intracranial lymphatics had historically not been characterized, lymphatic molecular markers have recently revealed a complex system of meningeal lymphatic vessels that clear CSF and allow immune cell trafficking (Ahn et al., 2019; Antila et al., 2017; Aspelund et al., 2015; Louveau et al., 2015). Recently, the meningeal lymphatics were shown to regulate clearance of extracellular tau from the CNS (Patel et al., 2019).

In mice, the first meningeal lymphatic vessels sprout from existing vessels at the base of the skull around birth, and this system continues to surround the brain and spinal cord as they mature throughout the first postnatal month (Antila et al., 2017; Figure 2). The meningeal lymphatic system matures gradually by adding vessels to lymphatic roots and by sprouting branches that enable clearance of CSF and waste products (e.g., tau) and immune cell trafficking (Ahn et al., 2019; Antila et al., 2017; Aspelund et al., 2015; Louveau et al., 2015). Appropriate development of this system depends on specific gene expression‎ (VEGF-c and VEGFR3) by the endothelial cells destined to become meningeal lymphatic vessels (Antila et al., 2017). Strikingly, the persistence of these vessels in adulthood depends on maintenance of these developmental cues, and they regress if VEGF-c and VEGFR3 are blocked postnatally (Antila et al., 2017). Outside of the intracranial space, it is likely that over half of the spinal canal CSF clearance is through spinal meningeal lymphatics (Jacob et al., 2019; Pollay, 2010).

뇌척수액(CSF) 배출의 발달

CSF 제거의 전통적인 설명은 주로 거미막 융모(Weed, 1914)에 의존해 왔습니다. 그러나 CSF 유출은 뇌막 림프관(Cserr et al., 1992; Pollay, 2010)에도 의존하며, 일부 데이터는 거미막 융모와 뇌막 림프관 사이의 직접적인 연결을 지지합니다(Brierley and Field, 1948). 추가적인 유출 경로에는 두개골 및 척추 신경 막을 따라 림프계로 유출되는 신경 주위 CSF 유출이 포함됩니다(Brierley and Field, 1948; Ma et al., 2019). 또한, CSF 배액은 후각 신경 막을 따라 유출되어 cribriform plate를 통해 비강으로 유입되는 것이 기록되었습니다(Mollanji et al., 2002). 거미막 융모, 뇌막 림프계, 및 혈관 주위 시스템은 발달 과정에서 유사한(하지만 동일하지는 않은) 시기에 발생하며 출생 후 기간 동안 계속 성숙합니다(그림 2).

인간 연구에서는 거미막 결절을 거미막 막의 폴립 모양 돌출물로 설명하며, 이는 경막 정맥 동맥으로 확장되지만 직접적인 경막 세포층으로 덮이지 않습니다(Gómez et al., 1982). 결절의 가장 상부 부분에 위치한 거미막 덮개 세포는 하부 거미막 공간과 정맥 시스템을 연결합니다. 거미막 결절은 태아 발달 후기인 임신 35주경에 성숙하는 초기 거미막 융모에서 발생합니다. 결절은 임신 39주경에 명확히 관찰되지만, 그 수와 복잡성은 출생 후 발달 과정에서 계속 증가합니다(Gómez et al., 1982). 인간에서 처음 1721년 Pacchioni에 의해 기술된 거미막 융모의 해부학 및 기능은 약 2세기 후 Lewis Weed(Weed, 1914)에 의해 돼지와 인간 배아에서 상세히 특징화되었습니다. 그는 뇌척수액 내부에 주입된 염료가 거미막하 공간으로 배출되는 것을 관찰하고, 이 융모가 뇌척수액의 첫 번째 배출 경로를 구성한다고 결론지었습니다. 거미막 융모의 일반적인 역할은 종 간 형태와 기능의 상당한 차이로 인해 여전히 잘 이해되지 않고 있습니다(Ohta et al., 2002).

림프계는 일차 및 이차 면역 기관, 림프관, 면역 세포로 구성됩니다. 체내 림프계는 뇌막하 공간과 직접 연결되어 있음을 알려져 있습니다(Brierley and Field, 1948). 두개내 림프계는 역사적으로 특성화되지 않았지만, 림프 분자 표지자는 최근 뇌막 림프 혈관의 복잡한 시스템을 밝혀냈으며, 이는 CSF를 제거하고 면역 세포 이동을 허용합니다(Ahn et al., 2019; Antila et al., 2017; Aspelund et al., 2015; Louveau et al., 2015). 최근에 뇌막 림프관은 CNS에서 세포외 타우의 제거를 조절한다는 것이 밝혀졌습니다(Patel et al., 2019).

쥐에서 첫 번째 뇌막 림프관은 출생 시 두개골 기저부에서 기존 혈관에서 분지되어 발생하며, 이 시스템은 뇌와 척수가 성숙하는 첫 번째 출생 후 달 동안 뇌와 척수를 둘러싸며 계속 발달합니다(Antila et al., 2017; 그림 2). 뇌막 림프계는 림프 뿌리에 혈관을 추가하고 분지를 분출하여 뇌척수액(CSF)과 폐기물(예: 타우)의 제거 및 면역 세포 이동을 가능하게 함으로써 점차 성숙합니다(Ahn et al., 2019; Antila et al., 2017; Aspelund et al., 2015; Louveau et al., 2015). 이 시스템의 적절한 발달은 뇌막 림프관으로 분화될 내피 세포의 특정 유전자 발현(VEGF-c 및 VEGFR3)에 의존합니다(Antila et al., 2017). 주목할 점은 이러한 혈관의 성인기 유지가 발달 신호의 유지에 의존하며, 출생 후 VEGF-c 및 VEGFR3가 차단되면 퇴화한다는 점입니다(Antila et al., 2017). 두개내 공간 외에서는 척추관 CSF의 절반 이상이 척추 뇌막 림프관을 통해 배출되는 것으로 추정됩니다(Jacob et al., 2019; Pollay, 2010).

Developmental Timeline of CSF-Brain and Blood-CSF Barriers

The CSF is compartmentalized both from ISF and from blood. There is limited, selective exchange between these systems as discussed above, much of which is actively regulated through junctions, efflux pumps, and anatomical divisions. Here, we summarize the development of the CSF-brain barrier along the ventricle surface and the blood-CSF barrier (BCSFB) at the ChP. We refer the reader to additional reviews for more specific details about these barriers (Ghersi-Egea et al., 2018; Saunders et al., 2018).

During development, the major barrier between the CSF and the ISF that bathes neurons and glia is a layer of neural progenitors along the ventricular surface that are joined together by adherens junctions and other sealing components (Lehtinen and Walsh, 2011; Saunders et al., 2018). This barrier ensures that only the apical surfaces of progenitor cells are in direct contact with CSF, and it prevents exchange of larger molecules between the CSF and the developing brain parenchyma. In mice, ependymal cells arise from radial glial progenitors, beginning at E14 (Spassky et al., 2005; Spassky and Meunier, 2017). Multi-ciliated ependymal cells are joined by gap junctions and lack tight junctions. Evidence suggests that in human fetal brain, the neuroepithelium (and, later, radial glial progenitor cells) provides a CSF-brain barrier as well (Brøchner et al., 2015; Møllgård et al., 2017; Saunders et al., 2018). In humans, the ventricular surface transitions from consisting predominantly of radial glia and immature ependyma between the 28th and 34th gestational weeks, to mostly mature ependyma, by postnatal day 10 (Coletti et al., 2018).

The BCSFB is formed by ChP epithelial cells that are joined by tight junctions and express detoxifying enzymes and transporters (Ghersi-Egea et al., 2018; Strazielle et al., 2004). The BCSFB is established very early in ChP development (as noted above, the ChP first emerges at the 7th gestational week in the human brain). Indeed, Claudin-1 represents one marker associated with a tight BCSFB, and it is evident by the 8th gestational week in humans (Kratzer et al., 2012). While the major efflux transporter slc22a8 (OAT3) shows increased expression‎ in ChP over development (Strazielle and Ghersi-Egea, 2015), many other efflux transporters are more highly expressed in the ChP epithelium perinatally than in adult (e.g., abcg2, abcc9, abcb1b) (Strazielle and Ghersi-Egea, 2015). These data indicate that the BCSFB permeability to specific CSF factors likely differs in perinatal and adult brains. Developmental expression‎ patterns of influx transporters are similarly diverse, suggesting unique, stage-specific functions of the ChP epithelial barrier (Saunders et al., 2015).

CSF-뇌 및 혈액-CSF 장벽의 발달 시간표

CSF는 ISF와 혈액으로부터 분리되어 있습니다. 위에서 논의된 바와 같이 이 시스템 간에는 제한적이고 선택적인 교환이 발생하며, 이는 주로 연결부, 배출 펌프, 해부학적 분할을 통해 적극적으로 조절됩니다. 여기서는 뇌실 표면에서의 CSF-뇌 장벽과 ChP에서의 혈액-CSF 장벽(BCSFB)의 발달을 요약합니다. 이 장벽에 대한 더 자세한 내용은 추가 리뷰를 참고하시기 바랍니다 (Ghersi-Egea et al., 2018; Saunders et al., 2018).

발달 과정에서 CSF와 신경세포 및 글리아를 둘러싸는 ISF 사이의 주요 장벽은 뇌실 표면에 위치한 신경 전구세포 층으로, 접착 접합부와 다른 밀폐 구성 요소로 연결되어 있습니다(Lehtinen and Walsh, 2011; Saunders et al., 2018). 이 장벽은 신경 전구세포의 아피칼 표면만 CSF와 직접 접촉하도록 하며, CSF와 발달 중인 뇌 실질 사이의 큰 분자 교환을 방지합니다. 쥐에서 상피세포는 방사상 신경교 전구세포에서 발생하며, E14 단계부터 시작됩니다(Spassky et al., 2005; Spassky and Meunier, 2017). 다중 섬모를 가진 상피세포는 간극 연결로 연결되어 있으며 밀착 연결을 갖추지 않습니다. 인간 태아 뇌에서 신경상피(그리고 나중에 방사상 신경교 전구세포)가 CSF-뇌 장벽을 제공한다는 증거가 있습니다(Brøchner et al., 2015; Møllgård et al., 2017; Saunders et al., 2018). 인간에서 뇌실 표면은 임신 28주에서 34주 사이에 주로 방사상 신경교세포와 미성숙 상피세포로 구성되어 있다가, 출생 후 10일까지 주로 성숙한 상피세포로 전환됩니다(Coletti et al., 2018).

BCSFB는 밀접 결합으로 연결된 ChP 상피 세포로 구성되며, 해독 효소와 운반체를 발현합니다 (Ghersi-Egea et al., 2018; Strazielle et al., 2004). BCSFB는 ChP 발달 초기 단계에서 매우 조기에 형성됩니다(위에서 언급된 바와 같이, 인간 뇌에서 ChP는 임신 7주에 처음 나타납니다). 실제로 Claudin-1은 밀접한 BCSFB와 연관된 한 가지 표지자로, 인간에서 임신 8주까지 명확히 관찰됩니다(Kratzer et al., 2012). 주요 배출 운반체 slc22a8 (OAT3)은 발달 과정에서 ChP에서 발현이 증가합니다(Strazielle and Ghersi-Egea, 2015), 반면 많은 다른 배출 운반체는 성인보다 태아기 ChP 상피에서 더 높은 발현을 보입니다(예: abcg2, abcc9, abcb1b) (Strazielle and Ghersi-Egea, 2015). 이러한 데이터는 BCSFB의 특정 CSF 인자에 대한 투과성이 신생아기와 성인 뇌에서 다를 가능성이 있음을 시사합니다. 유입 운반체의 발달적 발현 패턴도 유사하게 다양하며, 이는 ChP 상피 장벽의 독특하고 단계별 기능을 암시합니다(Saunders et al., 2015).

Development of ChP Immune Functions

The ChP is a critical and active interface between the brain and circulating immune cells (Engelhardt and Ransohoff, 2005; Kierdorf et al., 2019). The ChP expresses much of the necessary molecular machinery to regulate the signaling networks involved in immune cell homeostasis, trafficking, and function (Dani et al., 2019; Jordão et al., 2019; Steffen et al., 1996; Van Hove et al., 2019). Accordingly, single-cell transcriptomics of the mouse embryonic ChP revealed multiple distinct types of immune cells in each ChP already during embryonic development (Dani et al., 2019). Other studies have shown that the ChP provides a physiologically regulated entry site for leukocytes (including T cells) that are needed for brain function, plasticity, and repair (Reboldi et al., 2009; Shechter et al., 2013; Ziv et al., 2006).

Mechanisms regulating immune cell passage across the developing ChP are not well understood. However, during neuroinflammation, specific permeability changes (such as tight junction breakdown, expression‎ of immune adhesion molecules like selectins, and positive attraction through chemokines or cytokines) allow for immune cell entry into the CNS (Ghersi-Egea et al., 2018; Llovera et al., 2017; Prendergast and Anderton, 2009; Steffen et al., 1996; Strazielle et al., 2016). Infiltrating immune cells first migrate from the blood across the fenestrated endothelium into the stromal space at the basolateral surface of the ChP epithelium. They then traffic through the ChP into the CSF-filled ventricles (Kivisäkk et al., 2003). Expression‎ of the cell-adhesion molecules ICAM-1, VCAM-1, and MAdCAM-1 has been described on the apical (CSF) side of the ChP epithelium, but not on ChP endothelial cells, and mediate binding of lymphocytes in vitro (Steffen et al., 1996). Additionally, chemokines can facilitate the transepithelial passage of leukocytes into the CSF through ChP (Schwartz and Baruch, 2014; Shechter et al., 2013; Steffen et al., 1996). Once across the BCSFB, secreted signals distributed in the CSF (for example, interleukin-13, interleukin-10, and transforming growth factor-β) can attract macrophages to sites of injury, as has been shown in the spinal cord (Shechter et al., 2013).

Changes in the permeability of this immune cell barrier are currently associated with normal aging (Baruch et al., 2014) as well as a growing number of pathologies, including Alzheimer’s disease (Gate et al., 2020; Kunis et al., 2015), tumor metastasis into the brain (Boire et al., 2017), and neuropsychiatric lupus (Stock et al., 2019). In the experimentally induced autoimmune encephalitis (EAE) mouse model for multiple sclerosis, Th17 effector T cells cross the ChP via CCR6 ligand binding (Reboldi et al., 2009). However, a similar EAE model in rats demonstrates immune cell (effector T cell) entry preferentially via leptomeninges through CCR5/CXCR3 signaling (Schläger et al., 2016), suggesting potential species differences. Notably, exchanging diseased CSF with fresh enriched artificial CSF can ameliorate the EAE response in mice (Valitsky et al., 2019). Additional roles for the ChP in mediating immune cell responses likely exist. For example, immune cells in the CNS may be attracted to the ChP and use it as a scaffold for proliferation (Strominger et al., 2018). Together, these and other studies raise the possibility of modulating the ChP immune barrier as potential disease intervention (Baruch et al., 2016; Boire et al., 2017). While most of the diseases in which the ChP immune barrier has been implicated occur in adults, it is possible that the embryonic ChP also serves important immune barrier functions that may be disrupted during maternal immune challenges.

Open Questions for the FieldRoles of Nascent and Mature ChP versus Other Tissues in Determining the CSF Volume and Composition

As discussed throughout, the core regulation of CSF secretion, movement dynamics, and composition are very active fields of study. Even our understanding of the changing sources of CSF is in its infancy. How much CSF production occurs through ChP relative to the meningeal vasculature or parenchymal ISF sources? Another critical question: what functions are served by the many molecular components of CSF so far identified by proteomics and membrane-bound vesicle purification studies (Table 1)? Do they arise solely from the ChP or also from meninges and brain parenchymal sources? And related to this, are these sources unique, or can they compensate for one another in an adaptive manner? Finally, what are their sites of action (ChP endothelial cells, neurons, glia, etc.), and how does the developmental time course of each component’s appearance in the CSF relate to specific functions and processes occurring in that time period (e.g., proliferation of particular neuronal subtypes)?

Interplay between CSF Composition and Brain Function in the Context of Stress, Disease, and Neurodevelopmental Disorders

Following stress induced by contextual fear conditioning, expression‎ of ChP genes is dramatically suppressed, in some cases to a greater degree than in the adjacent hippocampus (Cho et al., 2015; Mathew et al., 2016). Such changes have the potential to alter learning and memory via differential exchange of blood-borne signals between the CSF, removal of other signals, as well as changes in ChP secretion of plasticity-related signals into the CSF. These changes in CSF are likely to influence not only periventricular brain structures such as the hippocampus and hypothalamus but perhaps also other brain structures via exchange with ISF. Depending on the nature and magnitude of exchange at blood-CSF and CSF-ISF interfaces during stress and other challenges, many target CNS cells could be affected, including parenchymal brain cells, diverse adult neuronal stem cells, ependymal cells, and CSF-contacting neurons (Böhm et al., 2016; Ortiz-Alvarez et al., 2019; Orts-Del’Immagine and Wyart, 2017; Silva-Vargas et al., 2016; Spassky et al., 2005; Spassky and Meunier, 2017; Thouvenin et al., 2019).

While CSF biomarkers such as those for neurodegenerative disorders including Alzheimer’s disease and amyotrophic lateral sclerosis might predominantly arise from products emanating from the unhealthy brain (Dhiman et al., 2019; Lehnert et al., 2014), recent evidence also points to alterations in CSF-ISF and BCSFB permeability, as well as in perivascular outflow, that may affect disease progression and/or severity (Baruch et al., 2016; Boire et al., 2017; Ting et al., 2018). In this review, we have focused on the development of the cerebral fluid system. Neurodevelopmental disorders (i.e., schizophrenia and ASD) have alterations in CSF volume that, in combination with other CSF signals, are diagnostic (Sayo et al., 2012; Shen et al., 2013). Expanding this kind of careful examination of CSF volume, movement, and composition to patients with other neurodevelopmental disorders could illuminate mechanisms of disease as well as early diagnostics to guide intervention.

ChP 면역 기능의 발달

ChP는 뇌와 순환 면역 세포 사이의 중요한 활성 인터페이스입니다 (Engelhardt and Ransohoff, 2005; Kierdorf et al., 2019). ChP는 면역 세포의 항상성, 이동, 기능과 관련된 신호 전달 네트워크를 조절하는 데 필요한 분자 기계의 대부분을 발현합니다(Dani et al., 2019; Jordão et al., 2019; Steffen et al., 1996; Van Hove et al., 2019). 이에 따라 마우스 배아 ChP의 단일 세포 전사체 분석은 배아 발달 단계에서 이미 각 ChP에 다양한 유형의 면역 세포가 존재함을 보여주었습니다(Dani et al., 2019). 다른 연구들은 ChP가 뇌 기능, 가소성, 및 회복에 필요한 백혈구(T 세포 포함)의 생리적으로 조절되는 진입 경로를 제공한다는 것을 보여주었습니다(Reboldi et al., 2009; Shechter et al., 2013; Ziv et al., 2006).

발달 중인 ChP를 통해 면역 세포의 이동을 조절하는 메커니즘은 아직 잘 이해되지 않고 있습니다. 그러나 신경염증 시 특정 투과성 변화(예: 밀접 연결 구조의 파괴, 면역 접착 분자(selectins 등)의 발현, 화학유인물질이나 사이토킨을 통한 긍정적 유인)가 CNS로의 면역 세포 침투를 허용합니다(Ghersi-Egea et al., 2018; Llovera et al., 2017; Prendergast and Anderton, 2009; Steffen et al., 1996; Strazielle et al., 2016). 침투한 면역 세포는 먼저 혈액에서 ChP 상피의 기저측 표면에 위치한 간극성 내피를 통해 간질 공간으로 이동합니다. 이후 ChP를 통해 CSF로 가득 찬 뇌실(Kivisäkk et al., 2003)로 이동합니다. 세포 접착 분자 ICAM-1, VCAM-1, 및 MAdCAM-1의 발현은 ChP 상피의 아피칼(CSF) 측에서 관찰되었지만 ChP 내피 세포에서는 관찰되지 않았으며, in vitro에서 림프구의 결합을 매개합니다 (Steffen et al., 1996). 또한, 케모카인은 ChP를 통해 백혈구가 CSF로 이동하는 것을 촉진할 수 있습니다(Schwartz and Baruch, 2014; Shechter et al., 2013; Steffen et al., 1996). BCSFB를 통과한 후 CSF에 분포된 분비 신호(예: 인터루킨-13, 인터루킨-10, 변형 성장 인자-β)는 손상 부위로 대식세포를 유인할 수 있으며, 이는 척수에서 확인되었습니다(Shechter et al., 2013).

이 면역 세포 장벽의 투과성 변화는 현재 정상 노화(Baruch et al., 2014) 뿐만 아니라 알츠하이머 병(Gate et al., 2020; Kunis et al., 2015), 뇌로의 종양 전이(Boire et al., 2017), 신경정신과적 루푸스(Stock et al., 2019) 등 점점 더 많은 질환과 연관되어 있습니다. 다발성 경화증의 실험적으로 유도된 자가면역 뇌염(EAE) 마우스 모델에서 Th17 효과 T 세포는 CCR6 리간드 결합을 통해 ChP를 통과합니다(Reboldi et al., 2009). 그러나 쥐에서 유사한 EAE 모델에서는 면역 세포(효능 T 세포)가 CCR5/CXCR3 신호전달을 통해 뇌막을 통해 우선적으로 침투하는 것으로 나타났습니다(Schläger et al., 2016), 이는 종 간 차이를 시사합니다. 주목할 점은 병변 CSF를 신선한 풍부한 인공 CSF와 교환하면 쥐의 EAE 반응이 완화될 수 있다는 점입니다(Valitsky et al., 2019). ChP가 면역 세포 반응 조절에 추가적인 역할을 할 가능성이 있습니다. 예를 들어, CNS 내 면역 세포는 ChP에 끌려가 증식 위한 지지대로 활용될 수 있습니다(Strominger et al., 2018). 이러한 연구 결과와 다른 연구들은 ChP 면역 장벽을 조절하는 것이 잠재적 질병 개입 전략이 될 수 있음을 시사합니다(Baruch et al., 2016; Boire et al., 2017). ChP 면역 장벽이 관여된 대부분의 질환은 성인에서 발생하지만, 태아기 ChP도 중요한 면역 장벽 기능을 수행하며, 이는 모체 면역 자극 시 손상될 수 있습니다.

Governance of CSF Movement and the Distribution of Its Contents

At the level of the ventricles and spinal canal, key questions concern the relative contributions of motile cilia versus bulk fluid production to CSF flow and how these change throughout development. Closer to the interface between CSF and the brain parenchyma, there is even more uncertainty regarding the mechanisms, magnitude, and equilibrium of CSF-ISF exchange. Similarly, basic anatomy of CSF drainage systems, the microanatomy underlying the glymphatic and meningeal lymphatic systems, and the relative contribution of different CSF exit routes remain to be elucidated. Answers to these questions will be critical for understanding CNS fluid homeostasis as well as the treatment of hydrocephalus and other diseases involving dysregulation of the CSF system.

분야의 개방된 질문신생 및 성숙 ChP와 다른 조직의 CSF 양 및 구성 결정에서의 역할

앞서 논의된 바와 같이, CSF 분비, 이동 동역학, 구성의 핵심 조절은 매우 활발히 연구 중인 분야입니다. CSF의 변화하는 원천에 대한 이해도 초기 단계에 머물러 있습니다. ChP를 통해 생성되는 CSF의 양은 뇌막 혈관이나 뇌실질 간질액(ISF) 원천에 비해 얼마나 될까요? 또 다른 중요한 질문: 프로테오믹스와 막 결합 소체 정제 연구를 통해 식별된 CSF의 다양한 분자 구성 요소는 어떤 기능을 수행할까요?(표 1) 이들은 ChP에서만 유래하는 것인지, 아니면 뇌막과 뇌 실질 조직에서도 유래하는 것인지? 이와 관련하여, 이러한 원천은 고유한 것인지, 아니면 적응적으로 서로 보완할 수 있는 것인지? 마지막으로, 이들 성분의 작용 부위(ChP 내피 세포, 신경세포, 글리아 등)는 어디이며, 각 성분이 CSF에 나타나는 발달 시간 과정은 해당 시기에 발생하는 특정 기능 및 과정(예: 특정 신경세포 하위 유형의 증식)과 어떻게 관련되어 있나요?

스트레스, 질병, 신경발달 장애 맥락에서의 CSF 구성과 뇌 기능 간의 상호작용

맥락적 공포 조건화(contextual fear conditioning)로 인한 스트레스 후, ChP 유전자 발현은 일부 경우 인접한 해마보다 더 크게 억제됩니다(Cho et al., 2015; Mathew et al., 2016). 이러한 변화는 CSF와 혈액 사이의 혈액 유래 신호 교환의 차이를 통해 학습과 기억을 변화시킬 수 있으며, 다른 신호의 제거 또는 ChP에서 CSF로 분비되는 가소성 관련 신호의 변화도 포함될 수 있습니다. 이러한 CSF의 변화는 해마와 시상하부 같은 뇌실 주위 구조물뿐만 아니라 ISF와의 교환을 통해 다른 뇌 구조물에도 영향을 미칠 수 있습니다. 스트레스 및 기타 도전 상황에서 혈액-CSF 및 CSF-ISF 인터페이스에서의 교환의 성격과 규모에 따라, 실질 뇌 세포, 다양한 성인 신경 줄기 세포, 상피세포, CSF와 접촉하는 신경세포 등 많은 표적 CNS 세포가 영향을 받을 수 있습니다(Böhm et al., 2016; Ortiz-Alvarez et al., 2019; Orts-Del'Immagine and Wyart, 2017; Silva-Vargas et al., 2016; Spassky et al., 2005; Spassky and Meunier, 2017; Thouvenin et al., 2019).

알츠하이머 병과 근위축성 측삭경화증(ALS)과 같은 신경퇴행성 질환의 CSF 바이오마커는 주로 건강하지 않은 뇌에서 유래한 제품에서 주로 발생할 수 있습니다(

Dhiman et al., 2019; Lehnert et al., 2014). 그러나 최근 증거는 CSF-ISF 및 BCSFB 투과성 변화, 그리고 혈관 주위 유출 변화가 이 변화가 질병의 진행 및/또는 중증도에 영향을 미칠 수 있음을 시사합니다(Baruch et al., 2016; Boire et al., 2017; Ting et al., 2018). 이 리뷰에서는 뇌액 시스템의 발달에 초점을 맞췄습니다. 신경발달 장애(예: 정신분열증 및 자폐스펙트럼 장애)는 CSF 양의 변화가 다른 CSF 신호와 결합되어 진단적 의미를 갖습니다(Sayo et al., 2012; Shen et al., 2013). 이러한 CSF 양, 이동, 구성에 대한 세밀한 분석을 다른 신경발달 장애 환자에게 확장하면 질병 메커니즘을 밝히고 조기 진단 및 개입을 안내하는 데 기여할 수 있습니다.

뇌척수액 운동의 조절과 그 내용물의 분포

뇌실과 척추관 수준에서는 운동성 섬모와 대량 체액 생산이 뇌척수액 흐름에 미치는 상대적 기여도와 이러한 변화가 발달 과정에서 어떻게 변하는지가 주요 질문입니다. 뇌척수액과 뇌 실질 사이의 인터페이스에 가까워질수록, 뇌척수액-뇌간질액(CSF-ISF) 교환의 메커니즘, 규모, 균형에 대한 불확실성이 더욱 커집니다. 同様に, CSF 배수 시스템의 기본 해부학, 글리프마틱 및 뇌막 림프계에 기초한 미세해부학, 그리고 다양한 CSF 배출 경로의 상대적 기여도는 여전히 규명되어야 할 과제입니다. 이러한 질문에 대한 답변은 CNS 체액 균형 이해 및 수두증과 같은 CSF 시스템 조절 장애 질환의 치료에 결정적 역할을 할 것입니다.

새로운 모델과 시스템

단일 세포 전사체학, 단백체학, 및 in vivo 영상과 같은 새로운 접근법을 이 고전적인 시스템 연구에 적용함으로써, 지난 10년간 CSF/뇌실 시스템의 발달, 생성, 역학, 및 역할에 대한 연구 분야가 크게 확장되었습니다. 새로운 모델은 미래의 발견에同样한 큰 잠재력을 지니고 있습니다. In vivo 이미징을 통해 zebrafish와 Xenopus에서 초기 CSF 역학 및 신호전달에 대한 많은 것이 밝혀졌습니다 (Fame et al., 2016; Miskevich, 2010; Olstad et al., 2019; Sternberg et al., 2018; Thouvenin et al., 2019). Ex vivo 이미징은 설치류와 돼지 같은 포유류의 조직 슬라이스 배양에서 CSF 역학의 역할을 밝히는 데 기여했습니다(Abdelhamed et al., 2018; Faubel et al., 2016; Sawamoto et al., 2006). 이 시스템에 깨어 있는 상태에서 행동을 관찰하는 이미징 패러다임을 적용하는 것은 뇌실 시스템, CSF, ChP의 더 자연스럽고 동적인 역할을 밝혀내는 데 큰 잠재력을 가지고 있습니다.

다중 조직 유형을 단순화된 복잡성의 미세유체 시스템에 통합한 실험 모델, 예를 들어 “organ-on-a-chip” 시스템은 CSF 생산 및 제거 구성 요소의 연구에 특히 유망합니다. 이러한 시스템을 활용한 폐 공기-상피-혈액 인터페이스 및 장 루멘-상피-혈액 인터페이스 모델링은 정상 및 병리적 조건 하에서 이러한 조직을 이해하는 데 중대한 영향을 미쳤습니다(Bein et al., 2018). ChP, 뇌막 림프계, 및 글리프마틱스 시스템도 유사한 모델링을 통해 큰 효과를 기대할 수 있으며, 특히 완전한 동물에서 동일한 조직과 체액을 동적 추적과 직접 비교할 경우 더욱 효과적일 것입니다.

각 모델 생물은 CSF 시스템의 다양한 측면을 연구하는 데 각각의 장점을 가지고 있지만, CSF 시스템의 종 특이적 차이, 특히 인간 모델과의 유사성과 차이점(위에서 논의된 바와 같이)은 특별한 주의가 필요합니다. 인간 CSF는 인간 유도 만능 줄기 세포와 살아있는 조직 조각을 지원할 수 있습니다(Schwarz et al., 2017; Ting et al., 2018). 따라서 실제 CSF를 분비하는 조직을 공학적으로 제작하는 것은 신경과학 연구와 치료 분야의 광범위한 분야를 크게 발전시킬 잠재력을 가지고 있으며, 현재 실제 CSF의 매우 불완전한 대용물로 사용되는 “인공 CSF”의 사용을 대체할 수 있습니다. 또한, 인간 유도 만능 줄기세포 배양을 사용하여 ChP를 모델링하는 것은 인간 시스템의 독특한 세포 생물학을 이해하는 데 기여할 것입니다(Watanabe et al., 2012). 또한, 뇌 장기유사체 생성 접근법은 이미 ChP 유사 조직을 생성했습니다(Lancaster et al., 2013; Renner et al., 2017). 흥미롭게도, 이러한 많은 오가노이드에는 액체로 채워진 루멘이 존재합니다(Quadrato and Arlotta, 2017), 그러나 이 액체가 CSF와 어떻게 비교되는지, 그리고 오가노이드 건강에 필수적인지 여부는 아직 탐구되어야 합니다. 인간 환자로부터 수집된 CSF와 ChP에 대한 점점 더 포괄적이고 고해상도 연구는 진단 도구로서의 잠재력을 지니며, 질병 상태에서 뇌와 CSF 시스템의 변화에 대한 이해를 높이는 데 기여할 수 있습니다.

현재 CSF 시스템을 대상으로 하는 방법들은 뇌척수액 내 주사나 뇌실 내 주사 등 침습적인 신경외과적 절차입니다(뇌 조직의 직접 채취나 조작보다 덜 침습적이지만). CSF의 구성과 배출을 조절하는 경로에 대한 이해는 CSF 시스템을 조작하기 위한 덜 침습적인 전략 개발에 지침을 제공할 수 있습니다. 실제로, cribriform plate를 통해 신경막을 따라 유출되는 경로가 발견되면서 CSF로의 약물 전달을 위한 비강 내 시스템 연구가 진행되고 있습니다(Peterson et al., 2014). 또한 ChP는 CSF 분비에 특화되어 있으며, AAV 벡터를 통해 유도된 유전자 발현을 통해 CSF 성분의 장기적인 변화를 유도할 수 있으며, 이는 현재 CNS의 다른 부위에서 적용되고 있습니다(Hudry and Vandenberghe, 2019). 상피세포 또는 ChP 상피세포의 전도는 쥐 모델에서 헌팅턴 병, 리소좀 저장 장애, 알츠하이머 병의 신경학적 증상을 개선하는 것으로 나타났으며, 이는 ChP가 용해성 신경 영양 인자나 다른 CNS 치료제의 지속적 합성 및 뇌실 시스템으로의 분비를 위한 잠재적 치료 표적으로 제안되었습니다(Hudry et al., 2013; Kaler, 1994). 상피 세포의 회전율(Chauhan and Lewis, 1979)은 이러한 조작의 장기적 안정성에 도전이 될 수 있지만, ChP 내 상피 세포 전구체를 표적으로 하는 전략도 가능할 수 있습니다(Dani et al., 2019; Liddelow et al., 2010). 일반적으로 ChP의 증식 및 재모델링은 여전히 잘 이해되지 않으며, CSF를 생성하는 ChP 세포에서의 AAV 유전자 발현 동역학도 마찬가지입니다.

결론

CSF와 뇌실 시스템/척수관은 해부학적으로 두드러지고 수술적으로 접근 가능하지만 CNS의 연구가 매우 부족한 구성 요소입니다. 최근 연구는 CSF 생성 및 제거 메커니즘을 밝히고, CSF 신호가 CNS 발달 및 유지에 미치는 핵심 역할을 드러냈습니다. CSF 시스템의 발달 시간표는 신경관 폐쇄부터 시작되어 ChP, 상피막, 혈관 주위 공간, 뇌막 림프관 등이 형성되며, 이들이 함께 CSF의 생성, 구성, 제거, 및 회전율을 결정합니다. 이 리뷰가 젊은 연구자들이 생물학의 새로운 도구와 개념을 활용하여 건강과 질병에서의 CSF 시스템 이해를 진전시키는 노력에 참여하도록 장려하기를 희망합니다.

New Models and Systems

By applying new approaches such as single-cell transcriptomics, proteomics, and in vivo imaging to study this classical system, the field of CSF/ventricular system development, production, dynamics, and roles has grown extensively in the past decade. New models hold equally great promise for the future of discovery. In vivo imaging in zebrafish and Xenopus has revealed much about early CSF dynamics and signaling (Fame et al., 2016; Miskevich, 2010; Olstad et al., 2019; Sternberg et al., 2018; Thouvenin et al., 2019). Ex vivo imaging in slice cultures in mammals such as rodents and pigs has also illuminated roles for CSF dynamics (Abdelhamed et al., 2018; Faubel et al., 2016; Sawamoto et al., 2006). Application of awake, behaving imaging paradigms to this system has great potential to reveal more naturalistic and dynamic roles for the ventricular system, CSF, and the ChP.

Experimental models that integrate multiple tissue types in a reduced-complexity microfluidic system, such as “organ-on-a-chip” systems, hold particular promise for the study of CSF production and clearance components. Modeling of the lung air-epithelium-blood interface and the gut lumen-epithelial-blood interface using these systems has made a major impact in understanding these tissues under normal and pathological conditions (Bein et al., 2018). The ChP, meningeal lymphatics, and glymphatics systems could be similarly modeled to great effect, particularly if compared directly with dynamic tracking of the same tissues and fluids in intact animals.

While there are notable strengths of each model organism for addressing different aspects of the CSF system, species-specific differences in the CSF systems, particularly their similarities and differences with human models (discussed above), warrant special attention. As human CSF can support human induced pluripotent stem cells and live slices (Schwarz et al., 2017; Ting et al., 2018), engineering tissue that secretes authentic CSF has the potential to broadly advance vast domains of neuroscience research and therapeutics, potentially replacing the use of “artificial CSF” that currently serves as a very poor approximation to actual CSF. In addition, use of induced human pluripotent stem cell cultures to model the ChP will facilitate understanding of the unique cell biology of the human system (Watanabe et al., 2012). Further, approaches to generate cerebral organoids have already generated ChP-like tissue (Lancaster et al., 2013; Renner et al., 2017). Intriguingly, many of these organoids have fluid-filled lumens (Quadrato and Arlotta, 2017), but how this fluid compares to CSF, and whether it is necessary for organoid health, remains to be explored. Increasingly comprehensive and high-resolution studies of the CSF and ChP from human patients have immense potential as a diagnostic tool and as a means to shed light on changes in both the brain and the CSF system in diseased states.

Current methods targeting the CSF system, such as intrathecal or intraventricular injections, are invasive neurosurgical procedures (albeit less invasive than direct sampling and manipulation of brain tissues). Knowledge of pathways that regulate composition and outflow of CSF may guide development of less-invasive strategies for manipulating the CSF system. Indeed, discovery of outflow along nerve sheaths from the cribriform plate has inspired research into intranasal systems for drug delivery to the CSF (Peterson et al., 2014). Additionally, the ChP is specialized for CSF secretion and could be targeted via AAV vectors to provide longer-term changes in CSF composition via induced gene expression‎, as is currently being adapted for other regions of the CNS (Hudry and Vandenberghe, 2019). Transduction of ependymal or ChP epithelial cells has been shown to improve neurologic symptoms in rodent models of Huntington’s disease, lysosomal storage disorders, and Alzheimer’s disease, suggesting the ChP as a potential therapeutic target for sustained synthesis and secretion of soluble neurotrophic or other CNS therapeutics into the ventricular system (Hudry et al., 2013; Kaler, 1994). Although the turnover rate of epithelial cells (Chauhan and Lewis, 1979) may provide a challenge to long-term stability of these manipulations, strategies could also target epithelial cell precursors within the ChP (Dani et al., 2019; Liddelow et al., 2010). More generally, the proliferation and remodeling of the ChP remains poorly understood, as do kinetics of AAV gene expression‎ by CSF producing ChP cells.

Conclusion

The CSF and brain ventricular system/spinal canal are anatomically prominent and surgically accessible yet highly understudied components of the CNS. Recent advances have revealed mechanisms for CSF production and clearance, and key roles for CSF signals in CNS development and maintenance. The developmental timeline of the CSF system begins at neural tube closure and proceeds through the emergence of the ChP, ependyma, perivascular spaces, and meningeal lymphatics that together dictate the production, composition, clearance, and turnover of CSF. We hope this review will encourage young investigators to join the effort to leverage new tools and concepts in biology to advance the understanding of the CSF system in health and disease.

Acknowledgments

We apologize to investigators whose work could not be referenced owing to space limitations. We thank Drs. N. Chamberlin, M. Andermann, and members of the Lehtinen lab for helpful discussions and reading of this manuscript. This work was supported by Pediatric Hydrocephalus Foundation, Hydrocephalus Association, NIH R01 NS088566 and RF1 DA048790, and the New York Stem Cell Foundation (M.KL.). Research reported in this publication was supported by the National Institute on Drug Abuse of the National Institutes of Health under award number RF1 DA048790. The content is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health. M.K.L. is a New York Stem Cell Foundation–Robertson Investigator.

Author Contributions

R.M.F. and M.K.L. wrote the paper.

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