Re: 세포의 형태 --＞ 물리적 자극(운동) actomyosin 수축에 의함. Nature review

[문형철]

Nat Rev Mol Cell Biol

. Author manuscript; available in PMC: 2020 Aug 24.

Published in final edited form as: Nat Rev Mol Cell Biol. 2015 Jul 1;16(8):486–498. doi: 10.1038/nrm4012

Forcing cells into shape: the mechanics of actomyosin contractility

Michael Murrell 1,2, Patrick W Oakes 3, Martin Lenz 4, Margaret L Gardel 3

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PMCID: PMC7443980  NIHMSID: NIHMS732998  PMID: 26130009

The publisher's version of this article is available at Nat Rev Mol Cell Biol

Abstract

Actomyosin-mediated contractility is a highly conserved mechanism for generating mechanical stress in animal cells and underlies muscle contraction, cell migration, cell division and tissue morphogenesis. Whereas actomyosin-mediated contractility in striated muscle is well understood, the regulation of such contractility in non-muscle and smooth muscle cells is less certain. Our increased understanding of the mechanics of actomyosin arrays that lack sarcomeric organization has revealed novel modes of regulation and force transmission. This work also provides an example of how diverse mechanical behaviours at cellular scales can arise from common molecular components, underscoring the need for experiments and theories to bridge the molecular to cellular length scales.

요약

액토미오신 매개 수축성은 

동물 세포에서 기계적 스트레스를 생성하는 고도로 보존된 메커니즘으로

 근육 수축, 세포 이동, 세포 분열 및 조직 형성의 기초가 됩니다. 

줄무늬 근육  striated muscle 에서의 액토미오신 매개 수축성은 잘 알려져 있는 반면, 

비근육 및 평활근 세포 non-muscle and smooth muscle cells  에서의 

이러한 수축성 조절은 덜 확실합니다. 

근절 조직이 부족한 액토미오신 배열의 메커니즘에 대한 이해가 높아짐에 따라 

새로운 조절 및 힘 전달 방식이 밝혀졌습니다. 

이 연구는 또한 세포 규모에서 다양한 기계적 행동이 

일반적인 분자 구성 요소에서 어떻게 발생할 수 있는지를 보여주는 예로서, 

분자 규모와 세포 길이 규모를 연결하기 위한 실험과 이론의 필요성을 강조합니다.

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Cells use contractile stresses to drive shape changes and movements at the organelle, cell and tissue-length scales to regulate diverse physiological processes, including intracellular transport, genome replication and cell migration, as well as the formation and maintenance of a structured, multicellular tissue1–5. For example, platelets generate a uniform, isotropic contraction (FIG. 1a) to reduce their overall size and drive the compaction of clots. Fibroblasts, epithelial cells and endothelial cells establish a front–back polarity and generate anisotropic stresses (FIG. 1b) on the surrounding extracellular matrix (ECM) or neighbouring cells. Such anisotropic contraction is used in matrix remodelling and tissue morphogenesis. In cytokinesis, contractile stresses are localized at the cell equator to drive furrow ingression and locally contract the cell (FIG. 1c). In cell migration, spatially regulated contractility is utilized both in symmetry breaking and in tail retractions (FIG. 1d,e). These diverse morphogenic changes all require large shape changes over second-to-hour timescales.

세포는

수축 스트레스를 사용하여

세포 내 수송, 게놈 복제 및 세포 이동, 구조화된 다세포 조직의 형성 및 유지 등

다양한 생리학적 과정을 조절하기 위해

세포 소기관, 세포 및 조직 길이 규모에서 형태 변화와 움직임을 유도합니다1-5.

예를 들어

혈소판은 균일한 등방성 수축을 일으켜(그림 1a)

전체 크기를 줄이고 혈전의 압축을 유도합니다.

platelets generate a uniform, isotropic contraction (FIG. 1a) to reduce their overall size and drive the compaction of clots

섬유아세포, 상피 세포 및 내피 세포

Fibroblasts, epithelial cells and endothelial cells는

앞뒤 극성을 형성하고 주변 세포 외 기질(ECM) 또는 인접 세포에

이방성 응력(그림 1b)을 생성합니다.

anisotropic contraction

이러한

이방성 수축은

매트릭스 리모델링과 조직 형태 형성에 사용됩니다.

세포 운동에서 수축 스트레스는

세포 적도에 국한되어 고랑 침입을 유도하고 세포를 국소적으로 수축시킵니다(그림 1c).

세포 이동에서는 공간적으로 조절된 수축성이 대칭 파괴와 꼬리 후퇴에 모두 활용됩니다(그림 1d,e).

이러한

다양한 형태학적 변화는

모두 초에서 수 시간 단위의 큰 형태 변화를 필요로 합니다.

Figure 1 |. Types of contractile deformations generated by cells and tissues.

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a | Isotropic contraction, which is performed by platelets, is uniform around the cell perimeter and induces a uniform change in shape and in the force generated. b | Anisotropic contraction, which is performed by striated and smooth muscle cells, induces contraction and force generation along one axis. c–e | In cytokinesis and cell migration, contractile stresses are spatially localized in a particular region of the cell to generate large deformations in cytokinesis (panel c), during symmetry breaking in migrating cells (panel d) and during tail retraction in migrating cells (panel e). f | Immunofluorescence images of several adherent cell types stained for actin, myosin II and α-actinin, including human platelets, striated muscle from a rat heart, smooth muscle from a human airway and mouse NIH 3T3 fibroblasts. Insets are a magnification of the corresponding boxed region and highlight the actomyosin organization within the cell. Myosin II was visualized using an antibody against phosphorylated myosin light chain, α-actinin was visualized via direct antibody staining and actin was visualized via phalloidin staining. Image of striated muscle cell courtesy of B. Hissa, University of Chicago, Illinois, USA, and image of smooth muscle cell courtesy of Y. Beckham, University of Chicago, Illinois, USA.

a | 혈소판에 의해 수행되는 등방성 수축은 세포 주변에서 균일하며 모양과 생성되는 힘의 균일한 변화를 유도합니다.

b | 줄무늬 및 평활근 세포에 의해 수행되는 이방성 수축은 한 축을 따라 수축과 힘 생성을 유도합니다.

c-e | 세포 운동과 세포 이동에서 수축 스트레스는 세포의 특정 영역에 공간적으로 국한되어 세포 운동에서 큰 변형을 일으키고(패널 c),

이동하는 세포에서 대칭이 깨지는 동안(패널 d), 이동하는 세포에서 꼬리가 후퇴하는 동안(패널 e)에 발생합니다.

f | 인간 혈소판, 쥐 심장의 줄무늬 근육, 인간 기도의 평활근, 마우스 NIH 3T3 섬유아세포를 포함하여 액틴, 미오신 II, α-액티닌으로 염색된 여러 부착 세포 유형의 면역 형광 이미지. 인서트는 해당 박스형 영역을 확대한 것으로 세포 내 액토미오신 조직을 강조합니다. 인산화 미오신 경쇄에 대한 항체를 사용하여 미오신 II를 시각화했고, α-액티닌은 직접 항체 염색을 통해, 액틴은 팔로이딘 염색을 통해 시각화했습니다.

줄무늬 근육 세포 이미지 제공: 미국 일리노이주 시카고 대학교, B. Hissa, 평활근 세포 이미지 제공: 미국 일리노이주 시카고 대학교, Y. Beckham.

Force generation and transmission are controlled by a relatively well-conserved set of protein-based machines in the cytoskeleton. At the molecular level, force generation occurs by harnessing chemical energy into mechanical work. Cells have evolved myriad mechanoenzymes as molecular-scale force generators. For example, molecular motors, such as members of the myosin family, comprise a broad class of proteins that convert chemical energy into translational or rotational movement. Local stresses can also be generated by harnessing the energy that is used to construct polar and dynamic cytoskeletal filaments such as actin and microtubules. For instance, the polymerization of filamentous (F)-actin generates protrusive forces at the leading edge of migrating cells, whereas F-actin depolymerization can power cytokinesis in cell division6. Independent of the cytoskeleton, mechanical stresses can also be harnessed from adhesion energy7 as well as from osmotic pressure8. Thus, the molecular origins of mechanical forces in cell biology are diverse. Exactly how the mechanoenzymatic activities of the individual constituent proteins are transmitted through the cytoskeleton to determine the mechanical behaviour of cells is still not fully understood. Knowledge of cytoskeleton mechanics is essential for building quantitative and predictive models of physiologica l processes.

In this Review, we describe the progress that has been made in understanding the physics of the actomyosin cytoskeleton in non-muscle and smooth muscle cells (FIG. 1f). The molecular interactions between F-actin and non-muscle myosin II govern the generation of mechanical forces across diverse length scales, from the contraction of subcellular architectures in order to modulate cell shape5, division4,5 and migration3, to the cooperative contraction of multicellular populations as occurs in smooth muscle and non-muscle tissue9,10. Historically, contractility has been studied extensively in the context of striated muscle tissue, in which the actomyosin machinery is organized into sarcomeres11,12. However, myosin II evolved millions of years before the sarcomere, which suggests that alternative modes of actomyosin contractility must exist13. The characterization of actomyosin arrays in smooth and non-muscle cells increasingly indicates that, although the molecular components are well conserved, the physics of contractile force transmission are fundamentally different from those in striated muscle.

힘의 생성과 전달은

세포 골격에서 비교적 잘 보존된 단백질 기반 기계 세트에 의해 제어됩니다.

분자 수준에서 힘의 생성은

화학 에너지를 기계적 작용에 활용함으로써 발생합니다.

세포는

분자 규모의 힘 생성기로서 무수히 많은

메카노효소를 진화시켜 왔습니다.

예를 들어,

미오신 계열과 같은 분자 모터는

화학 에너지를 병진 또는 회전 운동으로 변환하는 광범위한 종류의 단백질로 구성되어 있습니다.

액틴이나 미세소관과 같은

극성 및 동적 세포 골격 필라멘트를 구성하는 데 사용되는 에너지를 활용하여

국소 응력을 생성할 수도 있습니다.

예를 들어,

필라멘트 (F)-액틴의 중합은

이동하는 세포의 앞쪽 가장자리에서 돌출력을 생성하는

반면, F-액틴 해중합은 세포 분열에서 세포 운동에 힘을 실어줄 수 있습니다6.

세포 골격과는 별개로,

기계적 응력은 삼투압8뿐만 아니라 접착 에너지7 에서도 활용될 수 있습니다.

따라서

세포 생물학에서 기계적 힘의 분자적 기원은 다양합니다.

개별 구성 단백질의 기계 효소 활동이

세포 골격을 통해 전달되어

세포의 기계적 거동을 결정하는 정확한 방법은 아직 완전히 이해되지 않았습니다.

세포 골격 역학에 대한 지식은

생리학적 과정의 정량적, 예측적 모델을 구축하는 데 필수적입니다.

이 리뷰에서는

비근육 및 평활근 세포에서

액토미오신 세포 골격의 물리학을 이해하는 데 있어 이루어진 진전을 설명합니다(그림 1f).

F-액틴과 비근육 미오신 II 사이의 분자 상호작용은

세포 모양5, 분열4,5 및 이동3 을 조절하기 위한

세포 하부 구조의 수축에서부터 평활근과 비근육 조직에서 발생하는

다세포 집단의 협력적 수축9,10 에 이르기까지 다양한 길이 척도에 걸쳐

기계적 힘의 생성을 지배합니다.

역사적으로 수축성은

줄무늬 근육 조직의 맥락에서 광범위하게 연구되어 왔으며,

이 조직에서는 액토미오신 기계가 sarcomere으로 구성되어 있습니다11,12.

그러나

미오신 II는 근절보다 수백만 년 전에 진화했으며,

이는 액토미오신 수축성의 대체 모드가 존재해야 함을 시사합니다13.

평활근과 비근육 세포에서 액토미오신 배열의 특성 분석은

분자 성분은 잘 보존되어 있지만

수축력 전달의 물리학이 줄무늬 근육의 그것과는 근본적으로 다르다는 것을

점점 더 많이 나타냅니다.

The contractile cytoskeleton toolbox

The molecular composition of contractile actomyosin networks and bundles is highly conserved, despite large differences in their organization and dynamics across different cell types (FIG. 1f). Polymers of F-actin serve as the scaffold for myosin II motors and accessory proteins. Actin filaments are polarized: barbed ends and pointed ends correspond to their fast-growing and slow-growing ends, respectively (FIG. 2a). The minimal prerequisite for contraction is the coordinated activity of myosin II within the F-actin scaffold. All myosin II motors operate within larger bipolar ensembles known as myosin filaments, which vary in size from a few dozen heads for mini-filaments of non-muscle myosin II to hundreds of heads for the thick filaments of skeletal muscle myosin14–18 (FIG. 2a). Myosin II filaments drive the translocation of F-actin filaments towards their barbed ends, which results in the contraction or extension of two bound actin filaments depending on the location of myosin II with respect to the middle of the filaments (FIG. 2b). In addition, a host of accessory actin-binding proteins modulate the architecture and mechanics of the F-actin network (for example, α-actinin, filamin and tropomyosin) as well as the filament length and lifetime (for example, ENA/VASP, formin and ADF/cofilin). Finally, actin-binding proteins also modify the coupling of actin filaments to the plasma membrane and membrane-associated organelles (for example, talin, vinculin, ezrin, radixin and spectrin).

수축성 세포 골격 도구 상자

수축성 액토미오신 네트워크와 다발의 분자 구성은

세포 유형에 따라 조직과 역학에 큰 차이가 있음에도 불구하고

고도로 보존되어 있습니다(그림 1f).

F-액틴의 폴리머는

미오신 II 모터와 보조 단백질의 스캐폴드 역할을 합니다.

액틴 필라멘트는 양극화되어 있습니다.

가시 끝과 뾰족한 끝은

각각 빠르게 성장하는 끝과 느리게 성장하는 끝에 해당합니다(그림 2a).

수축을 위한 최소한의 전제 조건은

F-액틴 스캐폴드 내에서 미오신 II의 조율된 활동입니다.

모든 미오신 II 모터는

미오신 필라멘트라고 하는 더 큰 양극성 앙상블 내에서 작동하며,

비근육 미오신 II의 미니 필라멘트의 경우 수십 개의 헤드부터

골격근 미오신14-18의 두꺼운 필라멘트의 경우 수백 개의 헤드까지 크기가 다양합니다(그림 2a).

미오신 II 필라멘트는

F-액틴 필라멘트의 가시 끝을 향해 전위를 유도하여

필라멘트 중앙에 대한 미오신 II의 위치에 따라 두 개의 결합된 액틴 필라멘트가 수축 또는 확장됩니다(그림 2b).

또한

다양한 보조 액틴 결합 단백질이

F-액틴 네트워크의 구조와 메커니즘(예: α-액티닌, 필라민 및 트로포마이오신)은 물론

필라멘트 길이와 수명(예: ENA/VASP, 포민 및 ADF/코필린)을 조절합니다.

마지막으로

액틴 결합 단백질은

액틴 필라멘트와 원형질막 및 막 관련 소기관(예: 탈린, 빈쿨린, 에즈린, 라딕신 및 스펙트린)의 결합을

수정하기도 합니다(예: 탈린, 빈쿨린, 에즈린, 라딕신 및 스펙트린).

Figure 2 |. Contractility in sarcomeres.

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a | Filamentous (F)-actin has a barbed end and a pointed end (indicated by the ‘open’ and ‘closed’ direction, respectively, of the depicted actin chevrons that make up the polymer), and it can associate with globular (G)-actin from a pool of monomers or add G-actin back to this pool, as indicated by the arrows. Higher association rates of monomeric actin to the barbed end are indicated by a larger arrow. Bipolar myosin filaments with a central bare zone that lacks motor heads are assembled from myosin II dimers. 

b | Myosin II filaments drive the translocation of F-actin filaments towards their barbed ends with a characteristic force (F) and gliding velocity (v) relationship. This can result in the contraction (left) or extension (right) of two bound actin filaments, depending on the location of myosin II with respect to the middle of these filaments. 

c | Actomyosin organization within sarcomeres. Here myosin filaments are segregated towards the F-actin pointed ends, and F-actin barbed ends are localized at Z-bands, which contain numerous regulatory proteins, including α-actinin crosslinkers. The initial and final contractile unit length are indicated by li and lf, respectively, in the initial (i) and final (f) states. Black arrows in the initial state indicate the direction of F-actin translocation. The contractile unit size is set by the sarcomere geometry, with the bundle shortening velocity (V) equal to the number of contractile units (N) times the myosin gliding velocity (v) such that V = Nv. The reduction in sarcomere length between the initial state and the final state arises from increased overlap between the F-actin and the myosin bare zone. The entire bundle length L is determined by the number N of contractile units multiplied by their length (l). Thus, the initial and final bundle lengths are given by Li = Nli and Lf = Nlf respectively.

a | 필라멘트형(F)-액틴은 가시 끝과 뾰족한 끝(각각 폴리머를 구성하는 액틴 쉐브론의 '열린' 및 '닫힌' 방향으로 표시)이 있으며, 화살표로 표시된 것처럼 단량체 풀에서 구상형(G)-액틴과 결합하거나 이 풀에 다시 G-액틴을 추가할 수 있습니다. 단량체 액틴과 가시 끝의 결합률이 높을수록 더 큰 화살표로 표시됩니다. 모터 헤드가 없는 중앙 노출 영역이 있는 양극성 미오신 필라멘트는 미오신 II 이량체로부터 조립됩니다.

b | 미오신 II 필라멘트는 특징적인 힘(F)과 활공 속도(v) 관계에 따라 F-액틴 필라멘트의 전위를 가시 끝으로 유도합니다. 이는 필라멘트 중간에 대한 미오신 II의 위치에 따라 결합된 두 액틴 필라멘트의 수축(왼쪽) 또는 확장(오른쪽)을 초래할 수 있습니다.

c | 근절 내 액토미오신 조직. 여기서 미오신 필라멘트는 F-액틴 뾰족한 끝으로 분리되고, F-액틴 가시 끝은 α-액티닌 가교제를 포함한 수많은 조절 단백질을 포함하는 Z-밴드에 국한되어 있습니다. 초기 및 최종 수축 단위 길이는 초기(i) 및 최종(f) 상태에서 각각 li 및 lf로 표시됩니다. 초기 상태의 검은색 화살표는 F-액틴 전위의 방향을 나타냅니다. 수축 단위 크기는 근절 기하학에 의해 설정되며, 다발 단축 속도(V)는 수축 단위 수(N)에 미오신 활강 속도(v)를 곱한 값으로, V = Nv가 됩니다. 초기 상태와 최종 상태 사이의 근절 길이의 감소는 F-액틴과 미오신 베어 영역 사이의 중첩 증가로 인해 발생합니다. 전체 다발 길이 L은 수축 단위의 수 N에 길이(l)를 곱한 값에 의해 결정됩니다. 따라서 초기 번들 길이와 최종 번들 길이는 각각 Li = Nli 및 Lf = Nlf로 주어집니다.

Actomyosin contractility in sarcomeres

The best understood example of contractile force generation occurs in striated muscle. Here, actomyosin is organized in nearly crystalline arrays known as sarcomeres19,20. Actin and myosin filaments assemble structures with the actin filament barbed ends localized to the Z-line, which contains crosslinking proteins (for example, α-actinin) and actin-binding proteins (CapZ), to form the ends of the sarcomeric unit (FIG. 2c). Myosin II thick filaments are segregated towards the pointed ends of actin filaments. As myosin pulls antiparallel actin filaments together, the increased overlap of the actin with the myosin reduces the sarcomere length21. The mechanochemistry of myosin II determines the force–velocit y curve characteristic of the sarcomeres. In turn, the maximal rate of myofibril shortening at zero force (that is, its unloaded velocity) is determined by the number of sarcomeres per unit length and the unloaded gliding speed of myosin II. Because there is little variation in sarcomeric spacing and myosin II speed, the contraction rate of striated muscle is largely constant11. Likewise, the myofibril stall force is determined by the number of parallel motor heads within each sarcomere and, as skeletal muscle myosin filaments are a well-defined and constant size, the stall force of the myofibril is also largely constant.

The maximal extent of contraction in sarcomeres is limited by the maximal amount of increase in overlap between the thin (F-actin) and thick (myosin) filaments and determined by the length of the portion of the myosin filament that lacks motors, which is known as the ‘bare zone’ (FIG. 2a,c). This limits the extent of contraction to about 30% of the total sarcomere length. This process is cyclic, with actin returning to its original position after myosin detachment, leaving the architecture of the sarcomere unchanged22. Thus, the sarcomeric organization of actomyosin enables fast contraction, with small reductions in length and little regulation of the force–velocity characteristics. Although sarcomeric contractility can be understood in the absence of F-actin polymerization kinetics, recent data have shown that sarcomeric F-actin is surprisingly dynamic23.

근절의 액토미오신 수축성

수축력 생성의 가장 잘 알려진 예는 줄무늬 근육에서 발생합니다. 여기서 액토미오신은 육종19,20 으로 알려진 거의 결정적인 배열로 구성되어 있습니다. 액틴과 미오신 필라멘트는 가교 단백질(예: α-액티닌)과 액틴 결합 단백질(CapZ)을 포함하는 Z-라인에 국한된 액틴 필라멘트 가시 끝으로 구조를 조립하여 근절 단위의 끝을 형성합니다(그림 2c). 미오신 II의 두꺼운 필라멘트는 액틴 필라멘트의 뾰족한 끝을 향해 분리되어 있습니다. 미오신이 평행하지 않은 액틴 필라멘트를 서로 잡아당기면, 액틴과 미오신의 겹침이 증가하여 근절 길이가 줄어듭니다21. 미오신 II의 기계화학은 근절의 힘-속도 곡선 특성을 결정합니다. 차례로, 제로 힘에서 근섬유가 짧아지는 최대 속도(즉, 무부하 속도)는 단위 길이당 근절의 수와 미오신 II의 무부하 활공 속도에 의해 결정됩니다. 근절 간격과 미오신 II 속도에는 변화가 거의 없기 때문에 줄무늬 근육의 수축 속도는 대체로 일정합니다11. 마찬가지로 근섬유 실속력은 각 근절 내의 평행 모터 헤드의 수에 의해 결정되며, 골격근 미오신 필라멘트는 잘 정의되고 일정한 크기이므로 근섬유의 실속력도 대체로 일정합니다.

근절의 최대 수축 범위는 얇은(F-액틴) 필라멘트와 두꺼운(미오신) 필라멘트 사이의 최대 중첩 증가량에 의해 제한되며, '베어 존'으로 알려진 미오신 필라멘트 중 모터가 없는 부분의 길이에 의해 결정됩니다(그림 2a,c). 이는 수축의 범위를 전체 근절 길이의 약 30%로 제한합니다. 이 과정은 주기적이며, 미오신이 분리된 후 액틴은 원래 위치로 되돌아가고 근절의 구조는 변하지 않습니다22. 따라서, 액토미오신의 근절 조직은 길이의 작은 감소와 힘-속도 특성의 거의 조절 없이 빠른 수축을 가능하게 합니다. 근절 수축성은 F-액틴 중합 동역학이 없을 때 이해할 수 있지만, 최근 데이터에 따르면 근절 F-액틴은 놀랍도록 역동적이라는 것이 밝혀졌습니다23.

Non-sarcomeric actomyosin

The actomyosin cytoskeleton in non-muscle and smooth muscle cells is organized in various of ways that are not seen in sarcomeres to drive distinct physiological processes (FIG. 1f). Smooth muscle cells contain loosely organized actomyosin bundles that lack sarcomeric alignment and thus appear ‘smooth’ (REFS 24,25). The cell cortex contains a thin, membrane-bound and highly disordered actomyosin network that controls cell shape4, and during cell division a contractile actomyosin ring is generated to drive cytokinesis5. In the lamella of adherent non-muscle cells, actomyosin is organized into a contractile network26,27 and a variety of bundles, including transverse arcs, radial stress fibres, peripheral bundles and ventral stress fibres2,3. Although some of these bundles exhibit sarcomere-like banding patterns of α-actinin and myosin28,29, they lack the regulation of actin filament length and periodic polarity that is found in striate d myofibrils30.

Non-muscle and smooth muscle cell physiology requires spatial and temporal control of the contractile stresses underlying shape change and force transmission. In contrast to striated muscle, these cells exhibit high variability in the duration of contractile force generation (from seconds to hours), the contraction rate and the magnitude of shape changes. For example, the shape changes in cytokinesis and during tail retraction in migrating cells (FIG. 1f) far exceed the ~30% contractile strain of striated muscle. Contractile stresses can also support steady-state flow within the cytoskeleton. For example, the flow of actomyosin within the lamellum from the cell periphery to the centre in a retrograde manner is important in adhesion assembly31, intracellular transport and fibronectin remodelling32. During development, both steady-state and oscillatory contractile flows have important roles in morphogenic processes33–36.

To sustain cytoplasmic flows and spatiotemporal regulation, contractile actomyosin arrays in non-muscle and smooth muscle cells are highly dynamic. Weak affinities (in the range of seconds) of crosslinkers and myosin for F-actin give rise to stress relaxation and structural remodelling in response to stress37. The affinities are typically force dependent and will influence force transmission under varying levels of internal and external forces38–40. Moreover, both actin and myosin filaments typically undergo turnover or cycles of disassembly–assembly that can be on similar timescales to contractility (~10–30 seconds)4,41–43. Actin polymerization dynamics must be coordinated with myosin-generate d stresses to maintain a coherent actin cytoskeleton44. In such situations, the contractile machinery cycles through periods of assembly, activity and disassembly. Thus, non-sarcomeric actomyosin machinery is highly dynamic and disordered, precluding standard models of sarcomeric contraction.

비근절성 액토미오신

비근육 및 평활근 세포의 액토미오신 세포 골격은 근절에서는 볼 수 없는 다양한 방식으로 조직화되어 뚜렷한 생리학적 과정을 주도합니다(그림 1f). 평활근 세포는 느슨하게 조직된 액토미오신 다발을 포함하고 있으며, 이는 근절 정렬이 부족하여 '매끄럽게' 보입니다(REFS 24,25). 세포 피질에는 세포 모양을 조절하는 얇고 막에 결합된 고도로 무질서한 액토미오신 네트워크가 포함되어 있으며4, 세포 분열 중에 수축성 액토미오신 고리가 생성되어 세포 운동성을 유도합니다5. 부착된 비근육 세포의 라멜라에서 액토미오신은 수축성 네트워크26,27 와 가로 호, 방사형 응력 섬유, 말초 다발 및 복부 응력 섬유2,3 를 포함한 다양한 다발로 구성됩니다. 이러한 다발 중 일부는 α-액티닌과 미오신의 근절과 유사한 밴딩 패턴을 보이지만28,29, 이들은 줄무늬 d 근섬유에서 발견되는 액틴 필라멘트 길이와 주기적 극성 조절이 부족합니다30.

비근육 및 평활근 세포의 생리학은 형태 변화와 힘 전달의 기본이 되는 수축 스트레스의 공간적, 시간적 제어를 필요로 합니다. 줄무늬 근육과 달리 이러한 세포는 수축력 발생 기간(수초에서 수시간까지), 수축 속도 및 모양 변화의 크기에서 높은 변동성을 보입니다. 예를 들어, 세포 운동과 이동하는 세포의 꼬리 후퇴 중 모양 변화(그림 1f)는 줄무늬 근육의 수축 스트레스를 훨씬 초과합니다(줄무늬 근육의 수축 스트레스는 ~30%). 수축 스트레스는 또한 세포 골격 내의 정상 상태 흐름을 지원할 수 있습니다. 예를 들어, 라멜룸 내에서 액토미오신이 세포 주변부에서 중심부로 역행하는 흐름은 접착 조립31, 세포 내 수송 및 피브로넥틴 리모델링32 에 중요합니다. 발달 과정에서 정상 상태 및 진동 수축 흐름은 모두 형태 형성 과정에서 중요한 역할을 합니다33-36.

세포질 흐름과 시공간적 조절을 유지하기 위해 비근육 및 평활근 세포의 수축성 액토미오신 배열은 매우 역동적입니다. F-액틴에 대한 가교제와 미오신의 약한 친화력(수 초 범위)은 스트레스에 반응하여 스트레스 이완과 구조적 리모델링을 일으킵니다37. 이러한 친화력은 일반적으로 힘에 따라 달라지며 다양한 수준의 내부 및 외부 힘에서 힘 전달에 영향을 미칩니다38-40. 또한 액틴과 미오신 필라멘트는 일반적으로 수축성(~10-30초)과 유사한 시간 척도로 회전율 또는 분해-조립 주기를거칩니다4,41-43. 액틴 중합 역학은 일관된 액틴 세포 골격을 유지하기 위해 미오신 생성 스트레스와 조율되어야 합니다44. 이러한 상황에서 수축성 기계는 조립, 활동, 분해의 주기를 반복합니다. 따라서 비근절성 액토미오신 기계는 매우 역동적이고 무질서하여 근절 수축의 표준 모델을 따르지 못합니다.

Generating self-organized contractility

In actomyosin bundles that lack sarcomeric organization, alternative mechanisms to generate local contractile forces are necessary. Myosin II motors translocate on actin filaments towards the barbed end, with no intrinsic preference for generating contractile or extensile forces. This implies that the overall organization of actin filaments with respect to myosin II within the bundle or network determines the net contractility. By way of example, consider the actions of myosin II filaments on a bundle containing actin filaments with random polarities (FIG. 3a). Here, motors drive the translocation of F-actin at a uniform rate, and thus a polarity sorting within the bundle tends to occur. These motions generate equivalent amounts of contractile and extensile force, and thus do not result in contraction45. To break this symmetry and therefore promote contractility, a mechanism must exist to favour contractile motions over extensile ones.

자가 조직화된 수축성 생성

근절 조직이 없는 액토미오신 다발에서는 국소 수축력을 생성하기 위한 대체 메커니즘이 필요합니다. 미오신 II 모터는 수축력 또는 신전력을 생성하는 데 본질적으로 선호하지 않고 액틴 필라멘트에서 가시 끝으로 이동합니다. 이는 다발 또는 네트워크 내에서 미오신 II와 관련된 액틴 필라멘트의 전반적인 조직이 순 수축성을 결정한다는 것을 의미합니다. 예를 들어, 임의의 극성을 가진 액틴 필라멘트를 포함하는 다발에 대한 미오신 II 필라멘트의 작용을 생각해 보겠습니다(그림 3a). 여기서 모터는 균일한 속도로 F-액틴의 전위를 유도하므로 다발 내에서 극성 정렬이 발생하는 경향이 있습니다. 이러한 운동은 동일한 양의 수축 및 신전력을 생성하므로 수축을 초래하지 않습니다45. 이러한 대칭을 깨고 수축을 촉진하려면 신전 운동보다 수축 운동을 선호하는 메커니즘이 존재해야 합니다.

Figure 3 |. Contractility in disordered actomyosin bundles.

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Throughout the figure the initial (i) and final (f) configurations are indicated, and the initial and final contractile unit length is indicated by li and lf, respectively. Actin chevrons indicate the direction of the actin; the actin barbed end and actin pointed end are depicted by the ‘open’ and ‘closed’ direction of the chevrons, respectively. 

a | In a bundle with disordered actomyosin orientations, myosin II activity results in the internal sorting of F-actin polarity but does not lead to an overall reduction in the average bundle length (the initial and final bundle lengths are equal Lf = Li). 

b | Quasi-sarcomeric organizations arise in some cytoskeletal assemblies, such as the Schizosaccharomyces pombe contractile ring, in which myosin II and formins are localized to nodes. Formins cluster F-actin barbed ends, thus localizing myosin II activity from neighbouring nodes towards F-actin pointed ends. This is effectively a sarcomere-like geometry and results in contractility over time. 

c | In a disordered actomyosin bundle similar to that shown in part a but with added crosslinking, myosin II activity generates internal compressive and tensile stresses, which cause the compression or extension of F-actin portions, respectively, depending on the relative position of motors and crosslinks with respect to F-actin barbed ends. If sufficiently large, these internal stresses deform and buckle portions of F-actin, which relieves compressive stress and enables bundle shortening. In this model, the average contractile unit size is the average distance between F-actin buckling events.

그림 전체에서 초기(i) 및 최종(f) 구성이 표시되어 있으며, 초기 및 최종 수축 단위 길이는 각각 li 및 lf로 표시됩니다. 액틴 셰브론은 액틴의 방향을 나타내며, 액틴 가시 끝과 액틴 뾰족 끝은 각각 셰브론의 '열린' 방향과 '닫힌' 방향으로 표시됩니다.

a | 액토미오신 방향이 무질서한 번들에서 미오신 II 활성은 F-액틴 극성의 내부 정렬을 초래하지만 평균 번들 길이의 전반적인 감소로 이어지지는 않습니다(초기 및 최종 번들 길이는 Lf = Li와 동일).

b | 유사 근절 조직은 마이오신 II와 포르민이 마디에 국한되어 있는 Schizosaccharomyces pombe 수축 고리와 같은 일부 세포 골격 집합체에서 발생합니다. 포민은 F-액틴 가시 끝을 클러스터링하여 인접한 노드에서 F-액틴 뾰족한 끝으로 마이오신 II 활동을 국한시킵니다. 이는 효과적으로 근절과 유사한 구조이며 시간이 지남에 따라 수축성을 초래합니다.

c | 부분 a에 표시된 것과 유사하지만 가교가 추가된 무질서한 액토미오신 다발에서 미오신 II 활동은 내부 압축 및 인장 응력을 생성하여 F-액틴 가시단에 대한 모터와 가교의 상대적 위치에 따라 각각 F-액틴 부분을 압축 또는 확장시킵니다. 이러한 내부 응력이 충분히 크면 F-actin의 일부가 변형되고 버클이 발생하여 압축 응력이 완화되고 번들 단축이 가능해집니다. 이 모델에서 평균 수축 단위 크기는 F-actin 버클링 이벤트 사이의 평균 거리입니다.

Putative mechanisms for breaking symmetry.

Breaking the symmetry caused by equivalent amounts of contractile and extensile force can be accomplished if a quasi-sarcomeric organization emerges from the local microscopic dynamics of the system. This occurs in the contractile ring of fission yeast where myosin motors and formins are localized to small nodes (FIG. 3b). Here formins promote the growth of F-actin, which localizes at the barbed ends of actin filaments so that they can interact with myosin from neighbouring nodes to generate a contractile force46. Contractility is thus facilitated by the node composition, which enforces spatial segregation of myosin II to F-actin pointed ends. Another means to achieve the spatial segregation of motor behaviour at F-actin pointed ends is a potential change in motor velocity along the F-actin length, which has been explored theoretically47,48. If motors stall at F-actin barbed ends, they then behave as crosslinkers, creating a possibly transient, quasi-sarcomeric structure. Thus, the dynamics and spatial organization of microscopic components can be a powerful symmetry-breaking mechanism.

A further method to break symmetry requires the presence of an inherent mechanical nonlinearity in the system. One natural mechanism to consider is the nonlinear response of F-actin to compressive stresses and tensile stresses. Whereas F-actin can withstand tensile stress of up to 300 pN (REF. 49), it buckles readily in response to compressive forces as low as 1 pN (REFS 50,51). Myosin II motors can generate internal stresses within actin bundles and networks. As shown in FIG. 3c, regions where a crosslinker is proximal to the barbed end of actin will experience a compressive stress; by contrast, if a crosslinker is proximal to the pointed end, a tensile stress will be generated. In a bundle comprising filaments with arbitrary polarity, these two geometries occur with a similar frequency. In a linear system, these stresses will balance out, and no overall net contraction or extension will occur. However, if F-actin buckles or ruptures under compression, compressed regions will collapse, whereas extended ones will remain essentially unaffected, resulting in overall buckle shortening (FIG. 3c). If motors buckle the filaments, compressive stresses are suppressed within the bundle and tensile stresses that drive contraction dominate. This asymmetric response of F-actin to compressive and tensile force is a means of breaking symmetry, allowing overall bundle contraction, and has been observed experimentally52,53.

Other symmetry-breaking mechanisms that drive contractility are also likely to exist. For example, selective actin filament severing under compression either through mechanical53 or biochemical54 effects would similarly remove the ability of a bundle to resist internal compressive stresses, again yielding contraction. Interestingly, a nonlinear motor force–velocity relationship is not sufficient to break this symmetry, indicating the important role of nonlinearities in the actin filament mechanics45.

Therefore, in actomyosin bundles that lack organization of filament polarity, the nonlinear response of actin filaments combined with random compressive and tensile stresses generates self-organized contractility. In vitro experiments53,55 and theoretical estimates56 further suggest that mechanisms similar to those described above for one-dimensional bundles also mediate contractility in disordered two- or three-dimensional actomyosin networks.

대칭을 깨는 추정 메커니즘.

시스템의 국소적인 미세 역학에서 준근절 조직이 나타나면 동일한 양의 수축력과 신전력으로 인한 대칭을 깨뜨릴 수 있습니다. 이는 미오신 모터와 포르민이 작은 마디에 국한되어 있는 핵분열 효모의 수축 고리에서 발생합니다(그림 3b). 여기서 포민은 액틴 필라멘트의 가시 끝에 국한되어 인접한 마디의 미오신과 상호 작용하여 수축력을 생성할 수 있도록 F-액틴의 성장을 촉진합니다46. 따라서 수축성은 노드 구성에 의해 촉진되며, 이는 미오신 II와 F-액틴의 뾰족한 끝이 공간적으로 분리되도록 합니다. F-액틴 뾰족 끝에서 운동 행동의 공간적 분리를 달성하는 또 다른 수단은 이론적으로 탐구된 바 있는 F-액틴 길이에 따른 운동 속도의 잠재적 변화입니다47,48. 모터가 F-액틴 가시 끝에서 멈추면 가교 역할을 하여 일시적인 준근절 구조를 만들 수 있습니다. 따라서 미세한 구성 요소의 역학 및 공간 조직은 강력한 대칭성 파괴 메커니즘이 될 수 있습니다.

대칭을 깨는 또 다른 방법은 시스템에 내재된 기계적 비선형성이 존재해야 합니다. 고려해야 할 자연스러운 메커니즘 중 하나는 압축 응력과 인장 응력에 대한 F-actin의 비선형 반응입니다. F-actin은 최대 300pN의 인장 응력을 견딜 수 있지만(참고 49), 1pN의 낮은 압축력에는 쉽게 좌굴합니다(참고 50,51). 미오신 II 모터는 액틴 다발과 네트워크 내에서 내부 응력을 생성할 수 있습니다. 그림 3c에서 볼 수 있듯이 가교제가 액틴의 가시 끝에 근접한 영역에서는 압축 응력이 발생하고, 반대로 가교제가 뾰족한 끝에 근접한 영역에서는 인장 응력이 발생합니다. 임의의 극성을 가진 필라멘트로 구성된 번들에서는 이 두 가지 형상이 비슷한 빈도로 발생합니다. 선형 시스템에서는 이러한 응력이 균형을 이루며 전체적인 순 수축이나 확장이 일어나지 않습니다. 그러나 압축 상태에서 F-액틴이 좌굴하거나 파열되면 압축된 영역은 붕괴되는 반면 확장된 영역은 본질적으로 영향을 받지 않아 전체적으로 버클이 짧아집니다(그림 3c). 모터가 필라멘트를 버클하면 다발 내에서 압축 응력이 억제되고 수축을 유도하는 인장 응력이 지배적으로 작용합니다. 압축 및 인장력에 대한 F-액틴의 이러한 비대칭적 반응은 대칭성을 깨고 전체 다발 수축을 가능하게 하는 수단이며 실험적으로 관찰되었습니다52,53.

수축을 유도하는 다른 대칭성 파괴 메커니즘도 존재할 가능성이 높습니다. 예를 들어, 기계적53 또는 생화학적54 효과를 통해 압축 하에서 선택적으로 액틴 필라멘트가 절단되면 마찬가지로 다발이 내부 압축 응력에 저항하는 능력이 제거되어 다시 수축을 일으킬 수 있습니다. 흥미롭게도 비선형 운동력-속도 관계는 이러한 대칭을 깨뜨리기에 충분하지 않으며, 이는 액틴 필라멘트 역학에서 비선형성의 중요한 역할을 나타냅니다45.

따라서 필라멘트 극성이 조직화되지 않은 액토미오신 다발에서 액틴 필라멘트의 비선형 반응은 무작위 압축 및 인장 응력과 결합하여 자기 조직화된 수축성을 생성합니다. 시험관 내 실험53,55 및 이론적 추정56에 따르면 1차원 다발에 대해 위에서 설명한 것과 유사한 메커니즘이 무질서한 2차원 또는 3차원 액토미오신 네트워크에서도 수축성을 매개하는 것으로 나타났습니다.

Contraction rate in disordered actomyosin.

Measurements of the relationship between the speed of contraction and the size of the system provide insight into the underlying force-generating processes that occur within the material. The rate of contraction is governed by the number of contractile units per length and the rate of contraction of each unit (BOX 1). In sarcomeres, these two parameters are determined by the sarcomere size and the force–velocity relationship of skeletal myosin II motors, whereas in disordered networks, the contractile unit lacks a straightforward structural signature. In the self-organized contractility framework (see above), however, the spatial frequency at which internal stresses generate F-actin buckling defines a contractile unit length scale52.

무질서한 액토미오신의 수축 속도.

수축 속도와 시스템의 크기 사이의 관계를 측정하면 재료 내에서 발생하는 근본적인 힘 생성 과정에 대한 통찰력을 얻을 수 있습니다. 수축 속도는 길이당 수축 단위의 수와 각 단위의 수축 속도에 의해 결정됩니다(상자 1). 근절에서 이 두 매개변수는 근절의 크기와 골격 미오신 II 모터의 힘-속도 관계에 의해 결정되는 반면, 무질서한 네트워크에서는 수축 단위가 직접적인 구조적 특징을 갖지 않습니다. 그러나 자기 조직화된 수축성 프레임워크(위 참조)에서는 내부 응력이 F-액틴 좌굴을 생성하는 공간 주파수가 수축 단위 길이 척도를 정의합니다52.

Box 1 |. Considering qualitative differences in model predictions.

The power of physical models is that they can predict how a system will evolve over time. In the case of contractility, sarcomere-based contraction and models of self-organized contraction predict qualitatively different behaviours for biochemically identical bundles. This can be considered using biochemically identical actomyosin bundles that contain a fixed number of myosin dimers and actin monomers (see the figure, step 1). Myosin is then assembled into differently sized filaments (see the figure, step 2). In scenario ‘A’, filaments are small so more myosin filaments (N) can be formed. In scenario ‘B’, the filament size is large, so fewer filaments can be formed. After constructing bundles that either have sarcomeric organization or are disorganized (see the figure, step 3), the bundle contraction rate (γ̇)— the speed at which the bundle shortens (V) per length (L) — is compared (see the figure, step 3). Thus, at the macroscopic level, γ̇ = V/L. At the microscopic level, γ̇ is the contraction speed of an individual contractile unit (v) divided by the contractile unit size l, such that γ̇ = v/l. In sarcomeric contraction, the contractile unit size is determined by the average spacing between myosin filaments, so the contractile unit in scenario ‘A’ is much smaller than that of ‘B’, and thus the bundle with numerous small myosin filaments will contract faster (γ̇A > γ̇B). In the case of the self-organized contraction of disorganized bundles, the smaller filaments generate less internal stress and contribute to increased internal crosslinking, which results in a larger distance between buckles and, thus, a large contractile unit size (‘A’) compared with the bundle constructed with larger filaments (‘B’). Thus, in this case, bundle ‘B’ will contract faster (γ̇A < γ̇B). This scenario was carried out in experiments on reconstituted actomyosin bundles, and results consistent with the model of self-organized contraction were found57.

상자 1 |. 모델 예측의 질적 차이 고려하기.

물리적 모델의 힘은 시간이 지남에 따라 시스템이 어떻게 진화할지 예측할 수 있다는 것입니다. 수축성의 경우, 근절 기반 수축과 자가 조직 수축 모델은 생화학적으로 동일한 다발에 대해 질적으로 다른 행동을 예측합니다. 이는 고정된 수의 미오신 이합체와 액틴 단량체를 포함하는 생화학적으로 동일한 액토미오신 다발을 사용하는 것을 고려할 수 있습니다(그림 1단계 참조). 그런 다음 미오신을 서로 다른 크기의 필라멘트로 조립합니다(그림, 2단계 참조). 시나리오 'A'에서는 필라멘트가 작기 때문에 더 많은 미오신 필라멘트(N)가 형성될 수 있습니다. 시나리오 'B'에서는 필라멘트 크기가 커서 더 적은 수의 필라멘트를 형성할 수 있습니다. 근절 조직이 있거나 무질서한 다발을 구성한 후(그림 3단계 참조), 길이(L) 당 다발이 짧아지는 속도(V)인 다발 수축률(γ̇)을 비교합니다(그림 3단계 참조). 따라서 거시적 수준에서는 γ̇ = V/L입니다. 미시적 수준에서 γ̇는 개별 수축 단위의 수축 속도(v)를 수축 단위 크기 l로 나눈 값으로, γ̇ = v/l이 됩니다. 근절 수축에서 수축 단위 크기는 미오신 필라멘트 사이의 평균 간격에 의해 결정되므로 시나리오 'A'의 수축 단위는 'B'의 수축 단위보다 훨씬 작으므로 작은 미오신 필라멘트가 많은 다발이 더 빨리 수축합니다(γ̇A > γ̇B). 무질서한 다발의 자기 조직 수축의 경우, 작은 필라멘트가 내부 응력을 덜 발생시키고 내부 가교 결합을 증가시켜 버클 사이의 거리가 커지고 따라서 더 큰 필라멘트로 구성된 다발('B')에 비해 수축 단위 크기('A')가 커집니다. 따라서 이 경우 번들 'B'가 더 빨리 수축합니다(γ̇A < γ̇B). 이 시나리오는 재구성된 액토미오신 다발에 대한 실험에서 수행되었으며, 자가 조직 수축 모델과 일치하는 결과가 발견되었습니다57.

To illustrate the contrasting regulation of sarcomere-like contractility and self-organized contractility, consider two biochemically identical bundles consisting of the same number of myosin II motors and actin filaments with identical lengths and orientations (BOX 1). The only distinguishing feature between the two bundles is that the myosin II motors are constructed into filaments of different sizes. In the first bundle (bundle A), the myosin filaments are small but numerous, whereas bundle B has large but sparse myosin filaments. Which of these bundles contracts at a faster rate? In a sarcomeric organization, the spacing of myosin II filaments determines the sarcomere size and, as there are more contractile units per bundle length in bundle A, it will contract faster. However, in the model of self-organized contractility, internal stresses are needed to drive filament deformation, favouring the large motors and sparse crosslinking of bundle B. Moreover, motor-mediated dense crosslinking prevents filament deformation in bundle A. Thus, according to the model of self-organized contractility, the stronger internal forces but weaker crosslinking of bundle B promote contractile unit formation and thus faster contraction. Interestingly, when this model was performed on disordered actomyosin bundles in vitro, it yielded results consistent with the model of self-organized contractility57. Although it is not meant to be inclusive of all biological circumstances, this reasoning demonstrates that the biophysics of contractile cytoskeletal assemblies can be highly dependent on the context. In sarcomeres, contractility is determined purely by the geometry, whereas in self-organized actomyosin the mechanical response to internal stresses determines contractility.

근절 유사 수축성과 자가 조직 수축성의 대조적인 조절을 설명하기 위해 동일한 수의 미오신 II 모터와 길이와 방향이 동일한 액틴 필라멘트로 구성된 생화학적으로 동일한 두 다발을 생각해 보겠습니다(상자 1). 두 번들 사이의 유일한 차이점은 미오신 II 모터가 서로 다른 크기의 필라멘트로 구성되어 있다는 것입니다. 첫 번째 번들(번들 A)의 미오신 필라멘트는 작지만 많은 반면, 번들 B에는 크지만 드문 드문 미오신 필라멘트가 있습니다. 이 중 어느 다발이 더 빠른 속도로 수축할까요? 근절 조직에서는 미오신 II 필라멘트의 간격이 근절 크기를 결정하며, 번들 A의 경우 번들 길이당 수축 단위가 더 많으므로 더 빨리 수축합니다. 그러나 자가 조직 수축성 모델에서는 필라멘트 변형을 유도하기 위해 내부 응력이 필요하므로 번들 B의 큰 모터와 희박한 가교 결합을 선호합니다. 또한 모터 매개 고밀도 가교 결합은 번들 A의 필라멘트 변형을 방지하므로 자가 조직 수축성 모델에 따르면 번들 B의 내부 힘이 강하고 가교 결합이 약할수록 수축 단위 형성을 촉진하여 더 빠른 수축을 유도합니다. 흥미롭게도 이 모델을 시험관 내에서 무질서한 액토미오신 다발에 대해 수행했을 때 자가 조직 수축성 모델과 일치하는 결과를 얻었습니다57. 이 추론이 모든 생물학적 상황을 포괄하는 것은 아니지만, 수축성 세포 골격 집합체의 생물물리학이 맥락에 따라 크게 달라질 수 있음을 보여줍니다. 근절에서는 수축성이 순전히 기하학적 구조에 의해 결정되는 반면, 자기 조직화된 액토미오신에서는 내부 응력에 대한 기계적 반응이 수축성을 결정합니다.

Regulating contractile strain in disordered actomyosin.

The extent of contraction in sarcomeres is determined by the extent of the increase in overlap between the thin and thick filaments — this overlap can reduce the overall length of sarcomeres by approximately 30% of the initial length. In non-muscle and smooth muscle cells, reductions of up to 100% in the length of actomyosin bundles can occur (see above), requiring the inclusion of additional mechanisms such as filament deformation or disassembly. F-actin disassembly occurs within contractile networks41,58 and bundles59, indicating that large-scale contraction could also occur through the removal of F-actin from within the network. F-actin bending is robustly observed in the contraction of disordered actomyosin networks and bundles formed in vitro. Moreover, the extent of end-to-end shortening of individual actin filaments that occurs through buckling corresponds exactly to the extent of network strain and is observed over a wide range of network conditions53. The shortening of F-actin length via bending facilitates contractile strains of up to 80%. The bending of F-actin bundles has also been observed in vivo60, but whether this has a causal role in the contractility of bundles and networks in vivo is unknown. Crosslinking proteins that prevent F-actin deformation could regulate the rate and extent of contraction. F-actin deformation might also create a mechanical feedback mechanism to regulate the dynamics of F-actin polymerization (see below). Although the mechanisms that operate to regulate the extent of contraction in disordered actomyosin in non-muscle and smooth muscle cells in vivo are still not clear, it is increasingly apparent that they are qualitatively different to those in sarcomeres.

무질서한 액토미오신에서 수축 변형 조절.

근절의 수축 정도는 얇은 필라멘트와 두꺼운 필라멘트 사이의 겹침 증가 정도에 따라 결정되며, 이러한 겹침은 근절의 전체 길이를 초기 길이의 약 30 %까지 줄일 수 있습니다. 비근육 및 평활근 세포에서는 액토미오신 다발의 길이가 최대 100%까지 감소할 수 있으며(위 참조), 필라멘트 변형 또는 분해와 같은 추가 메커니즘을 포함시켜야 합니다. F-액틴 분해는 수축 네트워크41,58 및 다발59 내에서 발생하며, 이는 네트워크 내에서 F-액틴을 제거함으로써 대규모 수축이 발생할 수도 있음을 나타냅니다. 시험관 내에서 형성된 무질서한 액토미오신 네트워크와 다발의 수축에서 F-액틴 굽힘이 강력하게 관찰됩니다. 또한 좌굴을 통해 발생하는 개별 액틴 필라멘트의 종단 간 단축 정도는 네트워크 변형 정도와 정확히 일치하며 광범위한 네트워크 조건에서 관찰됩니다53. 굽힘을 통한 F-액틴 길이의 단축은 최대 80%의 수축 변형을 촉진합니다. F-actin 다발의 굽힘은 생체 내에서도 관찰되었지만60, 이것이 생체 내 다발과 네트워크의 수축성에 인과적인 역할을 하는지는 알려지지 않았습니다. F-actin 변형을 방지하는 가교 단백질은 수축의 속도와 정도를 조절할 수 있습니다. F-액틴 변형은 또한 F-액틴 중합의 역학을 조절하는 기계적 피드백 메커니즘을 생성할 수도 있습니다(아래 참조). 생체 내 비근육 및 평활근 세포에서 무질서한 액토미오신에서 수축 정도를 조절하기 위해 작동하는 메커니즘은 아직 명확하지 않지만, 근절에서와 질적으로 다르다는 것이 점점 더 분명해지고 있습니다.

Spatiotemporal regulation of contractility

Contractile stresses within non-muscle cells are spatially regulated at the subcellular, cellular and tissue length scales to mediate diverse physiological processes such as the establishment of polarity, cytokinesis, cell migration and tissue morphogenesis5,9,10. This spatial regulation is dependent on the localization of contractile forces, the manner in which these forces are transmitted through the actin cytoskeleton and the ability of the actin cytoskeleton to reduce its size in response to stresses. Modifying any one of these parameters will influence the location, duration and extent of the ensuing shape change.

수축성의 시공간적 조절

비근육 세포 내의 수축 스트레스는 극성 확립, 세포 운동, 세포 이동 및 조직 형태 형성과 같은 다양한 생리학적 과정을 매개하기 위해 아세포, 세포 및 조직 길이 규모에서 공간적으로 조절됩니다5,9,10. 이러한 공간 조절은 수축력의 국소화, 이러한 힘이 액틴 세포골격을 통해 전달되는 방식, 스트레스에 반응하여 크기를 줄이는 액틴 세포골격의 능력에 따라 달라집니다. 이러한 매개변수 중 하나를 수정하면 이후 모양 변화의 위치, 지속 시간 및 정도에 영향을 미칩니다.

Localization of contractile force.

Spatial variations in contractile stresses in non-muscle cells in vivo are typically controlled through the phosphorylation of myosin II, which promotes its enzymatic activity and filament assembly61. Soluble growth factors, adhesion receptor signalling and environmental factors all influence myosin II phosphorylation through factors that signal upstream of it, including RHOA, RHO-kinase and myosin light chain kinase62. The spatiotemporal control of RHOA activation drives the anisotropic shape changes and guides the assembly of the contractile machinery in numerous processes illustrated in FIG. 1, including cytokinesis63, cell migration64 and polarity establishment65.

수축력의 국소화.

생체 내 비근육 세포에서 수축 스트레스의 공간적 변화는 일반적으로 효소 활성과 필라멘트 조립을 촉진하는 미오신 II의 인산화를 통해 제어됩니다61. 수용성 성장 인자, 접착 수용체 신호 및 환경 인자는 모두 RHOA, RHO-키나제 및 미오신 경쇄 키나제62 를 포함한 상류 신호 인자를 통해 미오신 II 인산화에 영향을 미칩니다. RHOA 활성화의 시공간적 제어는 이방성 형태 변화를 주도하고 세포 운동63, 세포 이동64 및 극성 확립65 을 포함하여 그림 1 에 설명된 수많은 과정에서 수축 기계의 조립을 안내합니다.

Transmission of contractile force.

Force transmission through F-actin networks is determined by their architecture and mechanics. The ‘connectivity’ of F-actin networks is a measure of how well individual actin filaments are physically coupled to each other and is determined by actin filament length and density as well as by the type and quantity of crosslinking proteins. In vitro experiments in which the F-actin architecture can be systematically varied while maintaining a constant motor density provide a powerful means to test these parameters (BOX 2) and have demonstrated that a minimal amount of crosslinking is required to facilitate myosin-mediated network contractility at large (that is, >100 μm) length scales66,67. Indeed, the extent of crosslinking strongly influences the transmission of contractile stresses53. Although crosslinking can be carried out by crosslinking proteins such as filamin A, α-actinin, or fascin, myosin filaments themselves can also function as crosslinkers53,57,68. In addition, the length of F-actin influences network crosslinking and entanglement, with longer filaments resulting in higher network connectivity, and thus itself has profound effects on contraction66. Recent data have also suggested that feedback between contractility and stress-mediated F-actin breakage drives the system to a critically connected state that is just sufficient to support contraction69.

수축력의 전달.

F-액틴 네트워크를 통한 힘 전달은 그 구조와 역학에 의해 결정됩니다. F-액틴 네트워크의 '연결성'은 개별 액틴 필라멘트가 서로 물리적으로 얼마나 잘 결합되어 있는지를 나타내는 척도이며, 액틴 필라멘트 길이와 밀도, 가교 단백질의 종류와 양에 의해 결정됩니다. 일정한 운동 밀도를 유지하면서 F-액틴 구조를 체계적으로 변화시킬 수 있는 시험관 내 실험은 이러한 매개변수를 테스트하는 강력한 수단을 제공하며(박스 2), 큰(즉, >100 μm) 길이 규모에서 미오신 매개 네트워크 수축성을 촉진하는 데 최소한의 가교가 필요하다는 것이 입증되었습니다66,67. 실제로 가교의 정도는 수축 응력의 전달에 큰 영향을 미칩니다53. 가교는 필라민 A, α-액티닌 또는 파신과 같은 단백질의 가교에 의해 수행될 수 있지만, 미오신 필라멘트 자체도 가교제로서 기능할 수 있습니다53,57,68. 또한 F-액틴의 길이는 네트워크 가교 및 얽힘에 영향을 미치며, 필라멘트가 길수록 네트워크 연결성이 높아져 그 자체가 수축에 큰 영향을 미칩니다66. 최근 데이터에 따르면 수축성과 스트레스 매개 F-액틴 파손 사이의 피드백이 시스템을 수축을 지원하기에 충분한 임계 연결 상태로 유도한다고 합니다69.

Box 2 |. In vitro reconstitutions of actomyosin.

The reconstitution of F-actin networks from purified protein components is a powerful approach for understanding the physics of cytoskeletal networks. Such experiments enable the precise control and modulation of network composition and regulatory factors (for example, temperature and ATP concentration), which facilitates our understanding of how the architecture and mechanics of the actin cytoskeleton are regulated. Moreover, these studies are often more amenable to physical measurement and high-resolution imaging, as the length scales of materials constructed can span from microscopic to macroscopic. Here, we highlight three different types of actomyosin reconstitution experiments. During a macroscopic contraction of a reconstituted actomyosin network in a test tube (see the figure, part a), a homogeneous network (left panel) contracts via myosin activity, separates from the test tube walls (middle panels) and eventually forms a dense network that sits on top of the mixture (right panel). The first and last images in this sequence were taken 15 minutes apart. A two-dimensional actomyosin network formed adjacent to a lipid membrane as a model for the cell cortex (see the figure, part b, left panel). Myosin filaments are added at 0 s, and their activity drives the remodelling and compaction of the F-actin network (see the figure, part b, middle and right panels). A lipid vesicle encapsulating F-actin and myosin II to form a model cortex is depicted (see the figure, part c, left panel). The images show that the contracted actomyosin network remains on the interior side of the vesicle boundary. Each of these model systems has proven useful in isolating features of cellular contractility through in vitro reconstitution; the year each system was established is shown in brackets. Images in part a are reprinted with permission from REF. 66, The Rockefeller University Press.

박스 2 |. 액토미오신의 시험관 내 재구성.

정제된 단백질 성분으로부터 F-액틴 네트워크를 재구성하는 것은 세포 골격 네트워크의 물리학을 이해하기 위한 강력한 접근 방식입니다. 이러한 실험을 통해 네트워크 구성과 조절 인자(예: 온도 및 ATP 농도)를 정밀하게 제어하고 조절할 수 있으므로 액틴 세포 골격의 구조와 역학이 어떻게 조절되는지에 대한 이해를 높일 수 있습니다. 또한, 이러한 연구는 구성된 물질의 길이 척도가 미시적인 것부터 거시적인 것까지 다양하기 때문에 물리적 측정과 고해상도 이미징에 더 적합한 경우가 많습니다. 여기에서는 세 가지 유형의 액토미오신 재구성 실험을 중점적으로 살펴봅니다. 시험관에서 재구성된 액토미오신 네트워크가 거시적으로 수축하는 동안(그림 a 부분 참조), 균질한 네트워크(왼쪽 패널)가 미오신 활동을 통해 수축하고 시험관 벽(가운데 패널)에서 분리되어 결국 혼합물(오른쪽 패널) 위에 놓이는 조밀한 네트워크를 형성합니다. 이 시퀀스의 첫 번째와 마지막 이미지는 15분 간격으로 촬영되었습니다. 세포 피질 모델로서 지질막에 인접하여 형성된 2차원 액토미오신 네트워크(그림, 왼쪽 패널의 파트 B 참조). 미오신 필라멘트는 0초에 추가되며, 그 활동은 F-액틴 네트워크의 리모델링과 압축을 주도합니다(그림, 파트 B, 중간 및 오른쪽 패널 참조). F-액틴과 미오신 II를 캡슐화하여 모델 피질을 형성하는 지질 소포가 묘사되어 있습니다(그림, 왼쪽 패널의 C 부분 참조). 이미지는 수축된 액토미오신 네트워크가 소포 경계의 내부에 남아 있음을 보여줍니다. 이러한 각 모델 시스템은 시험관 내 재구성을 통해 세포 수축성의 특징을 분리하는 데 유용한 것으로 입증되었으며, 각 시스템이 구축된 연도는 괄호 안에 표시되어 있습니다. 부분 a의 이미지는 REF의 허가를 받아 재인쇄되었습니다. 66, 록펠러 대학 출판부.

Control of cytoskeletal deformation.

The mechanical response of F-actin networks that govern network contractility is determined by F-actin density and length, and crosslinker density and type. For instance, increased cross-link density and F-actin length results in networks that stiffen under strain70,71. Some studies have reported that, at a constant myosin filament density, contractility is impeded as the network connectivity increases66,67. This reduced contractility at a high crosslink density presumably arises when the network becomes too stiff, thus hampering myosin-mediated deformation. These results are consistent with the idea that the deformation of individual F-actin and F-actin bundles is necessary for contractility.

Although sufficient network connectivity is a prerequisite for network contraction, not all crosslinking proteins promote contraction equally. Crosslinking proteins vary in their size, affinity and compliance. Likewise, they can have differential effects on the organization of the F-actin network itself, forming networks or bundles that can affect the propensity to contract (TABLE 1). Recent studies have shown, for example, that crosslinking proteins such as fascin, which bind to polar, parallel F-actin, do not support contraction to the same extent as other crosslinking proteins, such as cortexillin and fimbrin, that bind to filaments in a polarity-independent fashion72. Increased levels of polar crosslinking proteins might even give rise to non-contractile, dynamic steady states of F-actin72. Finally, the spatial organization of F-actin polarity can also determine the extent to which contraction is observed73. Thus, the architecture of the actin network qualitatively determine s the myosin-mediated behaviours of actomyosin.

세포 골격 변형의 제어.

네트워크 수축성을 지배하는 F-액틴 네트워크의 기계적 반응은 F-액틴 밀도와 길이, 가교제 밀도와 유형에 의해 결정됩니다. 예를 들어, 가교 밀도와 F-액틴 길이가 증가하면 스트레인 하에서 네트워크가 경직됩니다70,71. 일부 연구에서는 일정한 미오신 필라멘트 밀도에서 네트워크 연결성이 증가함에 따라 수축성이 방해받는다고 보고했습니다66,67. 높은 가교 밀도에서의 수축성 감소는 아마도 네트워크가 너무 뻣뻣해져 미오신 매개 변형을 방해할 때 발생하는 것으로 추정됩니다. 이러한 결과는 개별 F-액틴과 F-액틴 다발의 변형이 수축성에 필요하다는 생각과 일치합니다.

충분한 네트워크 연결이 네트워크 수축의 전제 조건이지만 모든 가교 단백질이 똑같이 수축을 촉진하는 것은 아닙니다. 가교 단백질은 크기, 친화력 및 순응도가 다양합니다. 마찬가지로, 이들은 F-액틴 네트워크 자체의 조직에 차별적인 영향을 미쳐 수축 성향에 영향을 줄 수 있는 네트워크 또는 번들을 형성할 수 있습니다(표 1). 예를 들어, 최근 연구에 따르면 극성 평행 F-액틴에 결합하는 파신과 같은 가교 단백질은 극성과 무관한 방식으로 필라멘트에 결합하는 코르텍실린 및 핌브린과 같은 다른 가교 단백질과 같은 정도로 수축을 지원하지 않는 것으로 나타났습니다72. 극성 가교 단백질의 수준이 증가하면 F-액틴의 비수축성 동적 정상 상태가 발생할 수도 있습니다72 . 마지막으로, F-액틴 극성의 공간적 조직은 수축이 관찰되는 정도도 결정할 수 있습니다73. 따라서 액틴 네트워크의 구조는 액토미오신의 미오신 매개 작용을 질적으로 결정합니다.

Table 1 |.

Biophysical regulators of myosin II-mediated contractile force generation

Process (and factors involved)Cellular locationEffect on actomyosin architectureEffect on contractilitykoff(dissociation rate constant in s−1)Refs

F-actin crosslinking
Fascin	Filopodia	Unipolar bundling	Promotes dynamic non-contractile steady states, increased length scale*	9 s−1	69,72, 112–116
Filamin	Smooth muscle, stress fibres and cortex	Isotropic networks and apolar bundles	Increased length scale*	0.6 s−1 (F=0‡) 0.087 s−1 (F > 0§)	39,66,75, 117–122
03B1-actinin	Myofibrils, stress fibres, contractile ring and cortex	Isotropic networks and apolar bundles	Increased length scale*	0.4 s−1 (F=0) 0.066 s−1 (F > 0)	39,67,118, 122–126
Anillin	Cleavage furrow	Apolar bundles	Increased length scale*	Unknown	121, 127–129
Cortexillin	Cleavage furrow	Apolar bundles	Increased length scale*	Unknown	113, 130,131
Solution pH	Cytosol	Higher pH enhances F-actin crosslinking	Increased length scale	Unknown	121
F-actin length
Gelsolin capping protein	Cell cortex	Reduced F-actin length	Increased speed and reduced length scale	Unknown	66, 132
Membrane attachment
Ezrin, moesin and filamin	Cell cortex	Adds viscous drag to F-actin, resisting its mobility	Reduced length scale	Unknown	53, 133–135

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*

Non-monotonic effect on contractility. Excessive crosslinker or capping protein inhibits contraction.

‡

F = 0 corresponds to unloaded (zero force) conditions.

§

F > 0 corresponds to loaded (non-zero force) conditions.

Effects of boundary conditions.

The architecture and dynamics of contractile actomyosin networks are also dependent on the environment to which they are attached, which is often referred to as ‘boundary conditions’. In cells, these include links to the extracellular environment, such as focal adhesions that connect the cytoskeleton to the ECM or adherens junctions that connect the cytoskeleton to other cells. These boundaries determine how much force is transmitted to the surrounding environment and provide resistance to internal dynamics. For instance, the actin retrograde flow rate is tenfold lower in the presence of adhesions than in their absence28,74. In vitro, the physical coupling of F-actin to the plasma membrane reduces the length scale of contraction through enhanced entanglement of F-actin and an added stiffness that exceeds myosin- induced stresses (TABLE 1). Thus, the forces sustained at these cell boundaries determine the build-up of internal tension within the contractile networks. Consequently, this tension directly alters the velocity of motors by affecting their mechanochemistry. It is also likely to alter the network rigidity, as the stiffness of F-actin networks increases nonlinearly under applied load75,76. Finally, more complex remodelling events can occur to stabilize certain structures under tension. For instance, the self-organization of stress fibres occurs at high tension within adherent cells28.

경계 조건의 영향.

수축성 액토미오신 네트워크의 구조와 역학은 네트워크가 부착된 환경에 따라 달라지는데, 이를 흔히 '경계 조건'이라고 합니다. 세포에서는 세포 외 환경과의 연결, 예를 들어 세포 골격을 ECM에 연결하는 국소 접착 또는 세포 골격을 다른 세포와 연결하는 접합부 접착 등이 여기에 포함됩니다. 이러한 경계는 주변 환경에 전달되는 힘의 양을 결정하고 내부 역학에 대한 저항력을 제공합니다. 예를 들어, 액틴 역행 유속은 유착이 없을 때보다 유착이 있을 때 10배 더 낮습니다28,74. 시험관 내에서 F-액틴이 원형질막에 물리적으로 결합하면 F-액틴의 얽힘이 강화되고 미오신에 의한 응력을 초과하는 강성이 추가되어 수축의 길이 척도가 감소합니다(표 1). 따라서 이러한 세포 경계에서 지속되는 힘은 수축 네트워크 내의 내부 장력 축적을 결정합니다. 결과적으로 이러한 장력은 모터의 기계 화학에 영향을 미쳐 모터의 속도를 직접적으로 변화시킵니다. 또한 F-액틴 네트워크의 강성은 가해진 하중 하에서 비선형적으로 증가하기 때문에 네트워크 강성을 변화시킬 수 있습니다75,76. 마지막으로, 장력 하에서 특정 구조를 안정화하기 위해 더 복잡한 리모델링 이벤트가 발생할 수 있습니다. 예를 들어, 응력 섬유의 자기 조직화는 부착 세포 내에서 높은 장력에서 발생합니다28.

Feedback in contractile systems

In order to support the dynamic steady states observed within the cytoskeleton, mechanical stresses must be coordinated with the biochemical regulation of actin polymerization dynamics. This is necessary, for example, to maintain a constant density of actin filaments, which, in the absence of regulated polymerization, would become heterogeneous. In principle, this feedback could arise from either biochemical54 or mechanical mechanisms during actomyosin contraction. In vitro, F-actin buckling results in the mechanically induced severing of F-actin when filaments are bent below a critical radius of curvature of 300–400 nm (REFS 50,51). Actin filament severing increases the number of barbed ends and can thus promote F-actin assembly or disassembly via the activity of available actin-binding proteins. For example, in the presence of capping proteins, severing will result in F-actin disassembly. By contrast, barbed-end assembly factors such as DIA1 and ENA/VASP will promote F-actin assembly in locations with a high density of barbed ends. These resulting changes in F-actin density and length will alter local actomyosin contractility. Interestingly, F-actin disassembly occurs robustly in contractile networks, whereas F-actin assembly occurs locally in sites undergoing extension77. Such interplay between mechanical and biochemical feedback loops is likely to be important in the regulation of actomyosin force transmission. Furthermore, these feedback loops could potentially act as force-sensing mechanisms for controlling transcriptional pathways that influence cell fate78.

The architecture and dynamics of actomyosin networks can also influence the localization of actin-binding proteins that regulate other cellular functions. Exploiting the dynamic actomyosin cytoskeleton as a substrate for actin-binding partners is thought to be important in the dynamic regulation of the localization of partitioning defective (PAR) proteins during polarity establishment79. The flow of actomyosin is also important for clustering adhesion receptors in epithelial and immune cells80, whereas the high F-actin density within stress fibres is thought to provide a scaffold to stabilize proteins necessary for focal adhesion maturation32. Using the cytoskeleton as a dynamic scaffold is a natural way to spatially coordinate signals and cues across the cell to facilitate a rapid response to perturbations. This would serve as a natural mechanism of mechanochemical feedback to sustain dynamic steady states of contractile systems.

수축 시스템의 피드백

세포 골격 내에서 관찰되는 동적 정상 상태를 지원하려면 기계적 응력이 액틴 중합 역학의 생화학적 조절과 조화를 이루어야 합니다. 예를 들어, 이는 중합이 조절되지 않으면 이질화될 수 있는 액틴 필라멘트의 밀도를 일정하게 유지하는 데 필요합니다. 원칙적으로 이러한 피드백은 액토미오신 수축 중 생화학적54 또는 기계적 메커니즘에서 발생할 수 있습니다. 시험관 내에서 F-액틴 좌굴은 필라멘트가 300-400nm의 임계 곡률 반경 아래로 구부러질 때 기계적으로 유도된 F-액틴의 단절을 초래합니다(REFS 50,51). 액틴 필라멘트 절단은 가시 끝의 수를 증가시켜 사용 가능한 액틴 결합 단백질의 활성을 통해 F-액틴 조립 또는 분해를 촉진할 수 있습니다. 예를 들어, 캡핑 단백질이 있는 경우 절단은 F-액틴 분해를 초래합니다. 이와 대조적으로, DIA1 및 ENA/VASP와 같은 가시 끝 조립 인자는 가시 끝이 밀집된 위치에서 F-액틴 조립을 촉진합니다. 이로 인한 F-actin 밀도와 길이의 변화는 국소적인 액토미오신 수축성을 변화시킵니다. 흥미롭게도 F-actin 분해는 수축 네트워크에서 강력하게 발생하는 반면, F-actin 조립은 확장되는 부위에서 국소적으로 발생합니다77. 이러한 기계적 및 생화학적 피드백 루프 간의 상호 작용은 액토미오신 힘 전달의 조절에 중요할 것으로 보입니다. 또한 이러한 피드백 루프는 잠재적으로 세포 운명에 영향을 미치는 전사 경로를 제어하는 힘 감지 메커니즘으로 작용할 수 있습니다78.

액토미오신 네트워크의 구조와 역학은 다른 세포 기능을 조절하는 액틴 결합 단백질의 국소화에도 영향을 미칠 수 있습니다. 동적 액토미오신 세포 골격을 액틴 결합 파트너의 기질로 활용하는 것은 극성 확립 중 분할 결함(PAR) 단백질의 국소화를 동적으로 조절하는 데 중요한 것으로 생각됩니다79 . 액토미오신의 흐름은 상피 및 면역 세포에서 접착 수용체를 클러스터링하는 데에도 중요하며80, 스트레스 섬유 내의 높은 F-액틴 밀도는 국소 접착 성숙에 필요한 단백질을 안정화시키는 스캐폴드를 제공하는 것으로 생각됩니다32. 세포 골격을 동적 스캐폴드로 사용하는 것은 세포 전체에서 신호와 신호를 공간적으로 조정하여 섭동에 대한 신속한 반응을 촉진하는 자연스러운 방법입니다. 이는 수축 시스템의 동적 정상 상태를 유지하기 위한 기계화학적 피드백의 자연스러운 메커니즘으로 작용할 수 있습니다.

Contractile networks as mechanosensors

The stiffness of contractile actomyosin networks is highly sensitive to small changes in internal or external forces75. F-actin networks formed in vitro at physiological protein concentrations with typical filament lengths and crosslinker types (for example, filamin) are very compliant when the network is deformed with low stress. The stiffness is in the order of 1 Pa, which is approximately 1,000-fold softer than is typical for adherent cells. When the magnitude of external forces is increased, however, the network stiffness increases considerably, up to several hundred-fold70,75,76,81–83. This nonlinearity in the elastic response is robustly observed in F-actin networks and in networks consisting of other biopolymers.

When myosin II motors are incorporated into the actin network, they generate internal stresses within the system and also stiffen the network84. The effect of such stiffening by internal stresses is equivalent to the stiffening induced by the application of external stresses75. Thus, these in vitro assays recapitulate cellular pre-stress or the modulation of cellular stiffness by myosin II activity85–89. This would imply that the actomyosin cytoskeleton is being driven into a highly nonlinear regime, whereby small changes in external or internal forces can have dramatic effects on the mechanical response of the system. These changes in stiffness of the actomyosin networks are likely to be important for responding to external forces. Further work is necessary to elucidate how cells interpret external mechanical cues to control signals that regulate cell proliferation, survival and differentiation. Although most attention has been on the mechanical signalling at focal adhesions, force sensing and an appropriate response is also likely to occur within the actomyosin cytoskeleton.

메카노센서로서의 수축 네트워크

수축성 액토미오신 네트워크의 강성은 내부 또는 외부 힘의 작은 변화에 매우 민감합니다75. 일반적인 필라멘트 길이와 가교제 유형(예: 필라민)을 가진 생리적 단백질 농도에서 시험관 내에서 형성된 F-액틴 네트워크는 낮은 응력으로 네트워크가 변형될 때 매우 순응적입니다. 강성은 1 Pa 정도이며, 이는 부착된 세포의 일반적인 강성보다 약 1,000배 더 부드럽습니다. 그러나 외력의 크기가 증가하면 네트워크 강성은 수백 배까지 상당히 증가합니다70,75,76,81-83. 탄성 반응의 이러한 비선형성은 F-액틴 네트워크와 다른 생체 고분자로 구성된 네트워크에서 강력하게 관찰됩니다.

미오신 II 모터가 액틴 네트워크에 통합되면 시스템 내에서 내부 응력이 발생하고 네트워크가 경직됩니다84. 내부 응력에 의한 이러한 강성의 효과는 외부 응력의 적용에 의해 유도된 강성과 동일합니다75. 따라서 이러한 시험관 내 분석은 세포 전 스트레스 또는 미오신 II 활성에의한 세포 강성의 조절을 요약합니다85 -89. 이는 액토미오신 세포 골격이 매우 비선형적인 체제로 유도되어 외부 또는 내부 힘의 작은 변화가 시스템의 기계적 반응에 극적인 영향을 미칠 수 있음을 의미합니다. 이러한 액토미오신 네트워크의 강성 변화는 외부 힘에 대응하는 데 중요할 것으로 보입니다. 세포가 외부의 기계적 신호를 해석하여 세포의 증식, 생존 및 분화를 조절하는 신호를 제어하는 방법을 밝히기 위해서는 더 많은 연구가 필요합니다. 대부분의 관심은 국소 유착에서의 기계적 신호에 집중되어 있지만, 힘 감지 및 적절한 반응은 액토미오신 세포 골격 내에서도 발생할 가능성이 높습니다.

Contractility ‘stirs’ the cytoplasm

Myosin-generated stresses within actomyosin networks drive the local movement of proteins. These motions can result in deformation and flow of the actin cortex at subcellular or cellular length scales9. However, they can also create movements that seem to be random and resemble thermal diffusion, but that still require ATP-dependent mechanochemical activity of myosin motors within the cytoskeleton84,90. These random internal stresses have consequences on the local movement of cytoskeletal filaments and the cytoplasm. For instance, the bending fluctuations of F-actin and microtubules increase as a result of this active, thermal-like stress53,91. Moreover, these forces also increase the motion of organelles and proteins embedded within the network, resulting in an active diffusion or ‘stirring’ process that enhances transport over thermal diffusion within the cytoplasm92. Although myosin II activity is involved in this process, recent reports have shown this to be a more general ATP-dependent phenomenon that occurs in a wide range of eukaryotic and prokaryotic cell types93,94. These processes provide a means by which internal mechanochemical activity within the cytoskeleton can enhance intracellular transport and homogenize intracellular signalling independentl y of directed motor-driven transport.

수축성이 세포질을 '휘젓다'

액토미오신 네트워크 내에서 미오신에 의해 생성된 스트레스는 단백질의 국소적 이동을 유도합니다. 이러한 움직임은 아세포 또는 세포 길이 규모에서 액틴 피질의 변형과 흐름을 초래할 수 있습니다9. 그러나 무작위로 보이고 열 확산과 유사한 움직임을 만들 수도 있지만 세포 골격 내에서 미오신 모터의 ATP 의존적 기계 화학적 활성이 여전히 필요합니다84,90. 이러한 무작위적인 내부 응력은 세포골격 필라멘트와 세포질의 국소적 움직임에 영향을 미칩니다. 예를 들어, 이러한 활성 열과 같은 스트레스의 결과로 F-액틴과 미세소관의 굽힘 변동이 증가합니다53,91. 또한 이러한 힘은 네트워크에 포함된 소기관과 단백질의 움직임을 증가시켜 세포질 내 열 확산을 통한 수송을 향상시키는 활성 확산 또는 '교반' 과정을 초래합니다92. 미오신 II 활동이 이 과정에 관여하지만, 최근 보고에 따르면 이는 광범위한 진핵세포 및 원핵세포 유형에서 발생하는 보다 일반적인 ATP 의존적 현상입니다93,94. 이러한 과정은 세포 골격 내부의 기계화학적 활동이 세포 내 수송을 향상시키고 운동에 의한 수송과는 독립적으로 세포 내 신호를 균질화할 수 있는 수단을 제공합니다.

Control of tissue-scale contractility

As the mechanical behaviours of cells are determined by the cytoskeleton, the mechanics of multicellular tissue are determined by the mechanics of individual cells. Many of the same concepts described above for control of force generation and transmission at the subcellular length scales are also relevant for force transmission in multicellular tissue. Within tissue, spatiotemporal control of contractile tension within a small subset of cells generates local contractile force. How these forces are transmitted through the tissue to effect tissue shape change is determined by regulation of cell–cell adhesion and the mechanical response of surrounding cells. Recent evidence that adherens junctions undergo force-dependent assembly and mechanosensitivity95 is one way in which the long-range transmission of force is ensured. Such spatial regulation of contractility at the tissue scale drives morphogenic changes in developmental processes1,96 and facilitates wound healing, collective cell migration and tissue-scale mechanosensation97,98.

조직 규모의 수축성 제어

세포의 기계적 행동이 세포 골격에 의해 결정되는 것처럼 다세포 조직의 역학은 개별 세포의 역학에 의해 결정됩니다. 위에서 설명한 소세포 길이 척도에서의 힘 생성 및 전달 제어에 대한 많은 동일한 개념이 다세포 조직에서의 힘 전달에도 적용됩니다. 조직 내에서는 세포의 작은 하위 집합 내에서 수축 장력의 시공간적 제어가 국소 수축력을 생성합니다. 이러한 힘이 조직을 통해 전달되어 조직 형태 변화에 영향을 미치는 방식은 세포 간 접착과 주변 세포의 기계적 반응의 조절에 의해 결정됩니다. 접착 접합부가 힘에 의존적인 조립과 기계 민감성95을 겪는다는 최근의 증거는 힘의 장거리 전달을 보장하는 한 가지 방법입니다. 조직 규모에서 이러한 수축성의 공간적 조절은 발달 과정의 형태적 변화를 주도하고1,96 상처 치유, 집단 세포 이동 및 조직 규모의 기계감각97,98 을 촉진합니다.

Models of contractile cells and tissue

The complexity of cytoskeletal assemblies raises questions as to the level of detail that is necessary to determine how forces are distributed in cells and tissues. Microscopic models are enticing as they provide the flexibility to include details believed to be relevant to the biological process. However, this same flexibility also increases the complexity of the model and makes it difficult to pinpoint important physical parameters. For this reason, ‘coarse-grained’ models that include the molecular details of several key emergent physical parameters are useful. An example of such a coarse-grained model can be found in the Navier–Stokes equations that describe the motions of fluids. Instead of requiring knowledge of the molecular-scale detail of the fluid, only a few key parameters (for example, viscosity and average density) are needed to describe the motion of the system. The challenge, however, is to determine the key cellular scale parameters that are necessary to understand force transmission in cells and tissues.

One coarse-grained approach, active gel theory, models the actomyosin cortex as a homogeneous, compressible viscoelastic gel with an internal stress. This model has been used successfully to capture shape changes and internal actomyosin dynamics during cell division99, during blebbing100, in adherent cells101–103 and during the establishment of polarity104. Because lamellar actomyosin in adherent cells transmits myosin II-generated stresses to the underlying ECM, these stresses can be directly measured using techniques such as traction force microscopy and compared to the model predictions (FIG. 4a). Recent work has shown that a similar model that also incorporates a tension acting along the cell edge, or line tension, is sufficient to describe adherent cells of different sizes and shapes105. In fact, these experiments demonstrated that spread area alone regulates the total contractile work done by the cell, independent of cell shape, adhesion morphology and ECM stiffness. In FIG. 4b, a fibroblast cell is shown for three distinct shapes with the same spread area. Although the geometry regulates the internal architecture and distribution of traction stresses, the total mechanical work done by these cells is similar. Thus, adherent cells can be characterized by an inherent contractility as the work done per spread area105 (FIG. 4c). This quantity reflects the amount of energy a cell or cell colony can use to exert stress on the surrounding ECM or neighbouring cells. Comparing this quantity over a range of different cell types demonstrates that a large range of internal contractilities can exist, despite cells having similar machinery (FIG. 4d). Interestingly, platelets, which contain only disordered actomyosin and non-muscle myosin IIA, generate significantly more contractile energy per unit area than smooth and even striated muscle cells. These results serve to underscore the weak correlation that exists between internal actomyosin organization into sarcomeres and force output. These data suggest that, at least in certain cases, coarse-grained models with very few parameters can capture the essence of cell mechanical behaviours.

수축 세포 및 조직 모델

세포 골격 어셈블리의 복잡성은 세포와 조직에서 힘이 어떻게 분배되는지 결정하는 데 필요한 세부 수준에 대한 의문을 제기합니다. 현미경 모델은 생물학적 과정과 관련이 있다고 생각되는 세부 사항을 포함할 수 있는 유연성을 제공한다는 점에서 매력적입니다. 그러나 이러한 유연성은 모델의 복잡성을 증가시키고 중요한 물리적 매개변수를 정확히 파악하기 어렵게 만들기도 합니다. 이러한 이유로 몇 가지 주요 신흥 물리적 파라미터의 분자 세부 사항을 포함하는 '거친' 모델이 유용합니다. 이러한 세분화된 모델의 예는 유체의 움직임을 설명하는 나비에-스토크스 방정식에서 찾을 수 있습니다. 유체의 분자 단위 세부 사항에 대한 지식이 필요하지 않고 점도와 평균 밀도와 같은 몇 가지 주요 매개변수만 있으면 시스템의 움직임을 설명할 수 있습니다. 그러나 세포와 조직에서 힘 전달을 이해하는 데 필요한 주요 세포 규모 매개변수를 결정하는 것이 과제입니다.

한 가지 거친 접근 방식인 활성 젤 이론은 액토미오신 피질을 내부 응력이 있는 균질하고 압축 가능한 점탄성 젤로 모델링합니다. 이 모델은 세포 분열 중99, 블리빙 중100, 부착 세포101-103 및 극성 확립 중104 의 모양 변화와 내부 액토미오신 역학을 포착하는 데 성공적으로 사용되었습니다. 부착 세포의 라멜라 액토미오신은 미오신 II에 의해 생성된 응력을 기저 ECM으로 전달하기 때문에 견인력 현미경과 같은 기술을 사용하여 이러한 응력을 직접 측정하고 모델 예측과 비교할 수 있습니다(그림 4a). 최근 연구에 따르면 세포 가장자리를 따라 작용하는 장력 또는 라인 장력도 통합하는 유사한 모델이 다양한 크기와 모양의 부착 세포를 설명하기에 충분하다는 것이 밝혀졌습니다105. 실제로 이러한 실험을 통해 세포 모양, 부착 형태 및 ECM 강성과 관계없이 확산 면적만으로도 세포가 수행하는 전체 수축 작업을 조절할 수 있음을 입증했습니다. 그림 4b에서는 섬유아세포 세포가 동일한 확산 면적을 가진 세 가지 다른 모양으로 표시되어 있습니다. 형상은 내부 구조와 견인 응력의 분포를 조절하지만, 이러한 세포가 수행하는 총 기계적 작업은 유사합니다. 따라서 부착된 세포는 확산 면적당 수행되는 작업으로 고유한 수축성을 특징으로 할 수 있습니다105 (그림 4c). 이 양은 세포 또는 세포 군집이 주변 ECM 또는 인접 세포에 스트레스를 가하는 데 사용할 수 있는 에너지의 양을 반영합니다. 이 양을 다양한 세포 유형에 걸쳐 비교하면 유사한 메커니즘을 가진 세포라 할지라도 내부 수축성이 매우 다양할 수 있음을 알 수 있습니다(그림 4d). 흥미롭게도 무질서한 액토미오신과 비근육성 미오신 IIA만을 포함하는 혈소판은 매끄럽고 균일한 줄무늬 근육 세포보다 단위 면적당 훨씬 더 많은 수축 에너지를 생성합니다. 이러한 결과는 근절에 대한 내부 액토미오신 조직과 힘 출력 사이에 존재하는 약한 상관 관계를 강조하는 역할을합니다. 이러한 데이터는 적어도 특정 경우에는 매개변수가 매우 적은 거친 단위의 모델이 세포의 기계적 행동의 본질을 포착할 수 있음을 시사합니다.

Figure 4 |. Inherent contractility of adherent cells.

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a | Traction force microscopy measures the distribution and magnitude of traction stresses of adherent cells (indicated in red) exerted through focal adhesions (green ovals) by probing the deformation of the underlying compliant matrix (grey) as measured by fiduciary markers (grey circles). Using this technique, we can calculate the strain in the substrate (u; grey arrows), the traction stresses applied by the cell (T; white arrows) and the amount of work performed to deform the substrate (W). The strain and stress are both vector fields, meaning that at each position these quantities have both a direction and magnitude. The total work is determined by integrating the dot product of the strain and stress vectors over the entire area (dA). 

b | The traction stress direction and magnitude for NIH 3T3 fibroblast cells of similar areas (~1,600 μm2) plated on a circular (top), oblong (middle) and unpatterned (bottom) surface are shown. The cell area is approximately constant in each of the three conditions, resulting in a similar amount of mechanical work performed on the environment by each of these three cells106. Different cell geometries, however, result in different distributions of stresses (measured in Pa, as indicated) on the surface. 

c | Numerous experimental groups have found that the strain energy is proportional to the spread area for a wide range of cell types and for multicellular islands. The magnitude of this ratio (that is, slope of the line) is a measure of the characteristic contractility, and thus is cell type dependent. Multicellular islands of epithelial cells scale similarly to those for single cells when the area of the entire island is considered104. 

d | The ratio of strain energy to spread area shows a characteristic contractility value for different muscle and non-muscle cells.

a | 견인력 현미경은 신뢰 마커(회색 원)로 측정한 기본 순응 매트릭스(회색)의 변형을 조사하여 초점 접착(녹색 타원)을 통해 가해지는 부착 세포(빨간색으로 표시)의 견인 응력의 분포와 크기를 측정합니다. 이 기술을 사용하면 기판의 변형률(u, 회색 화살표), 셀에 가해지는 견인 응력(T, 흰색 화살표) 및 기판 변형에 수행된 작업량(W)을 계산할 수 있습니다. 변형률과 응력은 모두 벡터 필드이므로 각 위치에서 이 양은 방향과 크기를 모두 갖습니다. 총 작업량은 전체 영역에 걸쳐 변형률과 응력 벡터의 도트 곱을 적분하여 결정됩니다(dA).

b | 원형(위), 직사각형(가운데), 무패턴(아래) 표면에 도금된 비슷한 면적(~1,600μm2)의 NIH 3T3 섬유아세포에 대한 견인 응력 방향과 크기가 표시되어 있습니다. 세포 면적은 세 가지 조건에서 각각 거의 일정하므로 세 세포 각각이 환경에 대해 수행하는 기계적 작업의 양은 비슷합니다106. 그러나 셀의 형상이 다르면 표면의 응력 분포(표시된 대로 Pa 단위로 측정)가 달라집니다.

c | 수많은 실험 그룹에서 다양한 세포 유형과 다세포 섬의 경우 변형 에너지가 확산 면적에 비례한다는 것을 발견했습니다. 이 비율의 크기(즉, 선의 기울기)는 특징적인 수축성을 측정하는 척도이므로 세포 유형에 따라 달라집니다. 상피 세포의 다세포 섬은 전체 섬의 면적을 고려할 때 단일 세포의 섬과 유사하게 스케일링됩니다104.

d | 확산 면적에 대한 변형 에너지의 비율은 다양한 근육 세포와 비근육 세포의 특징적인 수축성 값을 보여줍니다.

The limitation of these models is likely to arise when predicting the subcellular distribution of forces, shape and dynamics. For these questions, models that take into account the actomyosin architecture are needed106. Future work will be required to identify the limits of such models and the length scales at which information about internal structures are needed.

Future endeavours

A wealth of studies have demonstrated the rich biophysical behaviours and regulation of cytoskeletal assemblies that are constructed from highly conserved constituent components of actin filaments and myosin II. Although the geometry of striated myofibrils facilitates our understanding of tissue-scale contractility from microscopic components, the mechanisms leading to self-organized and robust contractility in disordered and dynamic actomyosin assemblies probably rely on nonlinearities and asymmetries in the constituent macromolecules. Moreover, force influences the properties and activities of motors107, filaments, actin assembly factors38,40 and crosslinking proteins108. How these force-dependent phenomena work in concert to support self-assembly of dynamic steady states in contractile matter is not well understood. The existing data underscore that a molecular-scale understanding of motor–filament interactions might not directly reflect the biophysical properties that emerge from subcellular and cellular length scales and ensembles. This body of work also provides a good case study to demonstrate how the mechanics of cytoskeletal assemblies at cellular length scales cannot be determined from the molecular composition alone.

Despite this complexity, we optimistically hope that these emergent behaviours can be understood by predictive physical theory, which will enable the identification of important regulatory parameters and reveal how properties can be tuned by molecular-scale activities. The ability to recapitulate contractility in cytoplasmic extracts109 and with purified proteins strongly suggests this possibility. To achieve this, a solid feedback between theory and quantitative biophysical measurements is needed. Most importantly, there is an urgent need for experimentalists and theorists who are willing to challenge the predictions of prevailing models, as has proved successful in condensed matter physics.

We envision a class of physical models that can describe the behaviours of actomyosin arrays in a variety of physiological contexts and can predict relationships between architectures and physiological behaviours. Moreover, there is increasing evidence that contractility can arise independently of myosin II-generated motive forces but that it is instead dependent on myosin II crosslinking6,110. Understanding how these alternative mechanisms of contractile force generation are regulated is an area of great promise. One exciting possibility is to identify models that can be generalized more broadly for other types of motor-filament arrays, such as microtubule-based machines, which would provide a greater understanding of the design principles underlying active cellular materials. These macromolecular assemblies are at the root of new classes of ‘living’ materials with internal mechanochemical activity, an exciting area for condensed matter physics and materials science111. Understanding how such macromolecular assemblies facilitate the complex physiology of cells, tissues and organisms remains an exciting research area at the intersection of biology, physics and engineering.

이러한 모델의 한계는 힘의 세포 내 분포, 형태 및 역학을 예측할 때 발생할 수 있습니다. 이러한 문제를 해결하기 위해서는 액토미오신 구조를 고려한 모델이 필요합니다106. 이러한 모델의 한계와 내부 구조에 대한 정보가 필요한 길이 척도를 파악하기 위해서는 향후 연구가 필요할 것입니다.

향후 노력

많은 연구를 통해 액틴 필라멘트와 미오신 II의 고도로 보존된 구성 성분으로 구성된 세포 골격 조립체의 풍부한 생물물리학적 거동과 조절이 입증되었습니다. 줄무늬 근섬유의 기하학적 구조는 미세한 구성 요소로부터 조직 규모의 수축성을 이해하는 데 도움이 되지만, 무질서하고 역동적인 액토미오신 조립체에서 자기 조직화되고 강력한 수축성으로 이어지는 메커니즘은 아마도 구성 고분자의 비선형성과 비대칭성에 의존할 수 있습니다. 또한 힘은 모터107, 필라멘트, 액틴 조립 인자38,40 및 가교 단백질108 의 특성과 활성에 영향을 미칩니다. 이러한 힘 의존적 현상이 수축성 물질에서 동적 정상 상태의 자기 조립을 지원하기 위해 어떻게 함께 작용하는지는 잘 알려져 있지 않습니다. 기존의 데이터는 모터-필라멘트 상호작용에 대한 분자 수준의 이해가 아세포 및 세포 길이 규모와 앙상블에서 나타나는 생물물리학적 특성을 직접적으로 반영하지 못할 수 있음을 강조합니다. 이 연구는 또한 세포 길이 규모에서 세포 골격 어셈블리의 역학이 분자 구성만으로 결정될 수 없음을 보여주는 좋은 사례 연구를 제공합니다.

이러한 복잡성에도 불구하고, 우리는 이러한 새로운 행동을 예측 물리 이론으로 이해할 수 있으며, 이를 통해 중요한 조절 매개변수를 식별하고 분자 규모 활동에 의해 특성을 조정할 수 있는 방법을 밝힐 수 있기를 낙관적으로 희망합니다. 세포질 추출물109과 정제된 단백질의 수축성을 요약하는 능력은 이러한 가능성을 강력하게 시사합니다. 이를 위해서는 이론과 정량적 생물물리학적 측정 간의 견고한 피드백이 필요합니다. 가장 중요한 것은 응집 물질 물리학에서 성공적으로 입증된 것처럼 기존 모델의 예측에 기꺼이 도전하는 실험가와 이론가가 절실히 필요하다는 것입니다.

우리는 다양한 생리적 맥락에서 액토미오신 배열의 행동을 설명하고 구조와 생리적 행동 사이의 관계를 예측할 수 있는 물리적 모델 클래스를 구상하고 있습니다. 또한, 수축성은 미오신 II에 의해 생성된 운동력과 독립적으로 발생할 수 있지만 대신 미오신 II 가교에 의존한다는 증거가 증가하고 있습니다6,110. 이러한 대체적인 수축력 생성 메커니즘이 어떻게 조절되는지 이해하는 것은 매우 유망한 분야입니다. 한 가지 흥미로운 가능성은 미세소관 기반 기계와 같은 다른 유형의 모터-필라멘트 어레이에 더 광범위하게 일반화할 수 있는 모델을 식별하여 활성 세포 재료의 기본 설계 원리를 더 잘 이해하는 것입니다. 이러한 고분자 어셈블리는 응집 물질 물리학 및 재료 과학의 흥미로운 분야인 내부 기계 화학적 활성을 가진 새로운 종류의 '살아있는' 물질의 근원에 있습니다111. 이러한 거대 분자 집합체가 세포, 조직 및 유기체의 복잡한 생리학을 어떻게 촉진하는지 이해하는 것은 생물학, 물리학 및 공학의 교차점에서 흥미로운 연구 분야로 남아 있습니다.

Acknowledgements

The authors thank Y. Beckham and B. Hissa for contributing images for Figure 1. M.L.G. is supported by the Packard Foundation, an American Asthma Foundation grant and NSF-MCB 1344203. M.M. is supported by NSF-CMMI 1434095. M.L.’s group belongs to the CNRS consortium CellTiss. M.L. was supported by grants from Université Paris-Sud and CNRS, Marie Curie Integration Grant PCIG12-GA-2012–334053 and “Investissements d’Avenir” LabEx PALM (ANR-10-LABX-0039-PALM). M.L. and M.L.G. were supported by the University of Chicago FACCTS programme. This work was supported by the University of Chicago MRSEC (NSF-DMR 1420709).

GlossaryIsotropic contraction

Shortening that is uniform in all directions.

Anisotropic stresses

Shortening that is not uniform in all directions.

Z-line

A region at the boundaries of muscle sarcomeres in which the actin filaments are anchored. It appears as a dark transverse line in electron micrographs.

Force–velocity curve

The relationship between the force applied to a motor and the speed at which it moves relative to its substrate.

Myofibril

The structural unit of striated muscle fibres, which is formed from longitudinally joined sarcomeres. Several myofibrils form each fibre.

Unloaded velocity

The speed at which a motor moves under no applied load. Typical unloaded velocities for myosin II motors range from 50–1,000 nm s–1.

Stall force

The applied force that stops the motion of the motor. Typical stall forces for individual molecular motors are 1–10 pN.

Lamella

RHOA-dependent actomyosin organelles in adherent cells. Actomyosin is organized into a variety of contractile bundles and networks and tethered to the matrix by mature focal adhesions.

Transverse arcs

Actomyosin bundles in the lamella that are parallel to the cell periphery and undergo myosin II-dependent retrograde flow towards the cell centre.

Radial stress fibres

Actin bundles tethered at one end to focal adhesions and integrated into transverse arcs along their length and, thus, oriented in a radial fashion with respect to the cell centre on the dorsal surface. Radial stress fibres do not contain myosin II and assemble in a DIA1- and INF2-dependent manner. They are also known as dorsal stress fibres.

Peripheral bundles

Actomyosin bundles found at non-adherent edges of cells that are responsible for cell shape maintenance.

Ventral stress fibres

Actomyosin bundles formed at the ventral surface that are attached to focal adhesions at each end.

Contractile strain

Deformation of a structure that results in shortening of length, area or volume.

Steady-state flow

Movements that occur at a constant rate, or velocity, over time.

Stress relaxation

The decrease of force that occurs in structures owing to viscous, or fluid, effects.

Compressive forces

Force that results in pushing, or compression, on a structure.

Tensile force

Force that results in pulling, or tension, on a structure

Compliance

The tendency of a material to deform in response to an external force. A more compliant material will deform to a greater extent than a less compliant one.

Focal adhesions

Cellular structures that link the extracellular matrix on the outside of the cell, through integrin receptors, to the actin cytoskeleton inside the cell.

Adherens junctions

Protein complexes that contain cadherin and catenin proteins. They are formed between neighbouring cells in the tissue and serve not only to maintain cell–cell adhesion but also to regulate intracellular signalling and cytoskeletal organization.

Elastic response

The tendency of structures to store mechanical energy. The initial shape is preserved upon release of external forces.

Traction force microscopy

A technique to calculate stresses generated by cells by measuring the deformation of the matrix to which they are attached.

Footnotes

Competing interests statement

The authors declare no competing interests.

References

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