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Transl Psychiatry. 2022; 12: 257.
Published online 2022 Jun 22. doi: 10.1038/s41398-022-02024-7
PMCID: PMC9217953
PMID: 35732622
Neuronal hyperexcitability in Alzheimer’s disease: what are the drivers behind this aberrant phenotype?
Helena Targa Dias Anastacio,1,2 Natalie Matosin,1,2 and Lezanne Ooi
1,2
Author information Article notes Copyright and License information PMC Disclaimer
Abstract
Alzheimer’s disease (AD) is a progressive neurodegenerative disorder leading to loss of cognitive abilities and ultimately, death. With no cure available, limited treatments mostly focus on symptom management. Identifying early changes in the disease course may provide new therapeutic targets to halt or reverse disease progression. Clinical studies have shown that cortical and hippocampal hyperactivity are a feature shared by patients in the early stages of disease, progressing to hypoactivity during later stages of neurodegeneration. The exact mechanisms causing neuronal excitability changes are not fully characterized; however, animal and cell models have provided insights into some of the factors involved in this phenotype. In this review, we summarize the evidence for neuronal excitability changes over the course of AD onset and progression and the molecular mechanisms underpinning these differences. Specifically, we discuss contributors to aberrant neuronal excitability, including abnormal levels of intracellular Ca2+ and glutamate, pathological amyloid β (Aβ) and tau, genetic risk factors, including APOE, and impaired inhibitory interneuron and glial function. In light of recent research indicating hyperexcitability could be a predictive marker of cognitive dysfunction, we further argue that the hyperexcitability phenotype could be leveraged to improve the diagnosis and treatment of AD, and present potential targets for future AD treatment development.
요약
알츠하이머병(AD)은 진행성 신경 퇴행성 질환으로
인지능력 상실과 궁극적으로는 사망에 이르게 하는 질환입니다.
아직 완치법이 없기 때문에 제한된 치료법은
대부분 증상 관리에 초점을 맞추고 있습니다.
질병 진행 과정의 초기 변화를 파악하면
질병 진행을 멈추거나 되돌릴 수 있는
새로운 치료 표적을 제공할 수 있습니다.
임상 연구에 따르면
피질 및 해마 과잉 활동 cortical and hippocampal hyperactivity 은
질병 초기 단계의 환자들이 공유하는 특징으로,
신경 퇴행의 후기 단계에서 저활동성으로 진행되는 것으로 나타났습니다.
cortical and hippocampal hyperactivity are a feature shared by patients in the early stages of disease, progressing to hypoactivity during later stages of neurodegeneration.
신경세포 흥분성 변화를 일으키는 정확한 메커니즘은 완전히 규명되지 않았지만,
동물 및 세포 모델을 통해
이 표현형과 관련된 몇 가지 요인에 대한 인사이트를 얻을 수 있었습니다.
이 리뷰에서는
AD 발병 및 진행 과정에서
신경세포 흥분성 변화에 대한 증거와
이러한 차이를 뒷받침하는 분자 메커니즘을 요약합니다.
특히
비정상적인 세포 내 Ca2+ 및 글루타메이트 수치,
병적 아밀로이드 β(Aβ) 및 타우,
APOE를 포함한 유전적 위험 요인,
억제성 중간뉴런 및 아교세포 기능 장애 등
비정상적인 신경세포 흥분성을 유발하는 요인에 대해 논의합니다.
Specifically, we discuss contributors to aberrant neuronal excitability, including
abnormal levels of intracellular Ca2+ and glutamate,
pathological amyloid β (Aβ) and tau,
genetic risk factors, including APOE, and
impaired inhibitory interneuron and glial function.
뉴런 흥분성 유발 요인
1) genetic factor(APOE)
2) 억제성 중간뉴런과 교세포 기능의 손상
3) 세포내 Ca2+ 및 글루탐산 수치 비정상
4) 아밀로이드 베타 및 타우...
hyperexcitability could be a predictive marker of cognitive dysfunction
과흥분성이
인지 기능 장애의 예측 마커가 될 수 있다는
최근 연구에 비추어 볼 때,
과흥분성 표현형이
알츠하이머병의 진단과 치료를 개선하고
향후 알츠하이머병 치료제 개발을 위한
잠재적 표적을 제시하는 데 활용될 수 있다고 주장합니다.
Subject terms: Molecular neuroscience, Diseases
Alzheimer’s disease and neuronal hyperexcitability
It is estimated that approximately 50 million people worldwide suffer from dementia [1]. Alzheimer’s disease (AD) is the most common cause of dementia, accounting for 60–80% of all cases [2]. AD causes a progressive decline in cognitive function and eventually leads to death. Amyloid plaque deposition and neurofibrillary tangles (NFT) in the brain are the main pathological hallmarks of this disease. Amyloid plaques are comprised of insoluble Aβ peptides that accumulate in the extracellular space [3], while NFTs are intraneuronal aggregates containing hyperphosphorylated and misfolded tau [4]. AD can be caused by mutations in genes involved in the processing of Aβ, including APP, PSEN1, and PSEN2 [5]. However, familial inherited genetic cases of the disease (familial AD, FAD) represent only around 2% of total cases [6]. The majority of cases are sporadic AD or late-onset Alzheimer’s disease (LOAD), where the disease is driven by a combination of genetic and other risk factors. One of the major genetic risk factors for LOAD is the APOE4 allele. There are three different alleles for the APOE gene: ε2, ε3, and ε4. The allele ε3 is the most common in the general population, and while ε4 increases the risk for AD, ε2 is protective against the disease [7]. Despite decades of research into the genetic basis and pathological mechanisms of AD, there is no treatment available to halt or reverse its progression, leading to an urgency for the development of new treatment options. Neuronal hyperexcitability can be detected, in a non-invasive manner, before the onset of dementia [8, 9]. Therefore, potentially, this phenotype could be harnessed to identify individuals at risk and start treatments before degeneration progresses too far.
Hyperexcitability can be defined as the increased likelihood that a neuron will be activated by a certain stimulus. In patients, neuronal hyperexcitability has been observed via enhanced brain activity when individuals perform a memory-encoding task [8–10]. In preclinical animal and cell models of AD, neurons show a higher frequency of action potential firing, as well as a lower threshold for firing [11–15]. Importantly, activity recordings at the level of single neurons, neuronal networks or even entire brain regions consistently show hyperexcitability in the early stages of AD (summarized in Table Table1).1). This evidence comes from laboratory models of AD, as well as living patients, showcasing the potential of neuronal excitability changes as a biomarker for early detection of AD. Beyond that, the molecular mechanisms driving neuronal hyperexcitability are also potential targets for therapeutic intervention, which holds promise for halting or reversing AD. Recent data from mouse studies show that reversing abnormal neuronal excitability in brain regions affected early in the process of Aβ deposition not only reduces Aβ load in the same brain region but also prevents the spread of Aβ pathology to other areas of the brain [16]. Since Aβ accumulation is thought to contribute to memory deficits and neurodegeneration, these results provide initial evidence that reducing neuronal excitability could provide a potential therapeutic avenue for AD. However, the exact mechanisms leading to hyperexcitability are not yet fully understood and several questions need to be answered before we can effectively advance with treatment development. In this review, we summarize the current evidence available on neuronal excitability changes in AD, highlight the gaps in the field and identify pathways forward for future research.
알츠하이머병과 신경세포 과흥분성
전 세계적으로
약 5천만 명의 사람들이 치매를 앓고 있는 것으로 추정됩니다[1].
알츠하이머병(AD)은
치매의 가장 흔한 원인으로,
전체 치매의 60~80%를 차지합니다[2].
알츠하이머병은 인지 기능의 점진적인 저하를 일으키고 결국 사망에 이르게 합니다. 뇌의 아밀로이드 플라크 침착과 신경섬유 엉킴(NFT)이 이 질환의 주요 병리학적 특징입니다.
neurofibrillary tangles NFT
아밀로이드 플라크는
세포 외 공간에 축적되는 불용성 Aβ 펩타이드로 구성되며[3],
NFT는 과인산화되고 잘못 접힌 타우를 포함하는
신경 세포 내 응집체입니다[4].
NFTs are intraneuronal aggregates containing
hyperphosphorylated and
misfolded tau.
알츠하이머병은 APP, PSEN1, PSEN2 등 Aβ 처리에 관여하는 유전자의 돌연변이로 인해 발생할 수 있습니다 [5]. 그러나 이 질환의 가족 유전성 유전 사례(가족성 AD, FAD)는 전체 사례의 약 2%에 불과합니다[6].
대부분의 사례는 산발성 알츠하이머병 또는 후기 발병 알츠하이머병(LOAD)으로, 유전적 요인과 기타 위험 요인이 복합적으로 작용하여 발병합니다. LOAD의 주요 유전적 위험 요인 중 하나는 APOE4 대립유전자입니다. APOE 유전자에는 ε2, ε3, ε4의 세 가지 대립 유전자가 있습니다. 대립 유전자 ε3는 일반 인구에서 가장 흔하며, ε4는 AD 위험을 증가시키는 반면, ε2는 질병을 예방하는 역할을 합니다[7].
알츠하이머병의 유전적 기초와 병리학적 메커니즘에 대한 수십 년간의 연구에도 불구하고 알츠하이머병의 진행을 멈추거나 되돌릴 수 있는 치료법이 없어 새로운 치료 옵션 개발이 시급한 상황입니다.
신경세포의 과흥분성은
치매가 발병하기 전에
따라서
잠재적으로 이 표현형은
퇴화가 너무 많이 진행되기 전에
위험에 처한 개인을 식별하고
치료를 시작하는 데 활용될 수 있습니다.
과흥분성은
특정 자극에 의해 신경세포가 활성화될 가능성이 높아지는 것으로 정의할 수 있습니다.
환자에서 신경세포의 과흥분성은
개인이 기억 인코딩 작업을 수행할 때
뇌 활동이 강화되는 것을 통해 관찰되었습니다[8-10].
AD의 전임상 동물 및 세포 모델에서
뉴런은
활동 전위 발화 빈도가 더 높고
발화 역치가 더 낮은 것으로 나타났습니다 [11-15].
중요한 것은
단일 뉴런, 뉴런 네트워크 또는 전체 뇌 영역 수준에서의 활동 기록이
AD 초기 단계에서 일관되게 과흥분성을 보인다는 것입니다( 표1에 요약되어 있음 ).1).
이러한 증거는
AD의 실험실 모델과 살아있는 환자에서 나온 것으로,
AD의 조기 발견을 위한 바이오마커로서
신경세포 흥분성 변화의 잠재력을 보여줍니다.
그 외에도
신경세포의 과흥분성을 유발하는 분자 메커니즘은
치료적 개입의 잠재적 표적이 될 수 있으며,
이는 AD를 멈추거나 되돌릴 수 있는 가능성을 제시합니다.
최근 마우스 연구 데이터에 따르면
Aβ 침착 과정 초기에 영향을 받은 뇌 영역에서
비정상적인 신경세포 흥분성을 되돌리면
동일한 뇌 영역에서 Aβ 부하가 감소할 뿐만 아니라
Aβ 병리가 뇌의 다른 영역으로 확산되는 것을 방지할 수 있습니다 [16].
Aβ 축적이
기억력 결핍과 신경 퇴화에 기여하는 것으로 생각되기 때문에
이러한 결과는 신경세포 흥분성을 줄이는 것이
알츠하이머병의 잠재적 치료 방법을 제공할 수 있다는 초기 증거를 제공합니다.
그러나
과흥분성을 유발하는 정확한 메커니즘은
아직 완전히 이해되지 않았으며,
치료법 개발을 효과적으로 진행하기 위해서는
몇 가지 질문에 답해야 합니다.
이 리뷰에서는
알츠하이머병의 신경세포 흥분성 변화에 대한 현재까지의 증거를 요약하고,
이 분야의 부족한 부분을 강조하며,
향후 연구를 위한 경로를 파악합니다.
Table 1
Evidence of neuronal hyperexcitability in patients, animal and cell models of Alzheimer’s disease.
Study type/ Neuronal subtypeModel/Group of studyFunctional phenotypeMethodologyReference
Human studies | ||||
Clinical study | 16 non-demented APOE4 carriers (two APOE4/4 and 14 APOE3/4 subjects) | Increased activity of parahippocampal, left hippocampal, parietal, temporal, and prefrontal regions of APOE4 carriers | fMRI | [18] |
14 non-demented APOE3/3 individuals | ||||
Clinical study | Ten controls | Increased hippocampal activity in MCI individuals compared to controls | fMRI | [9] |
Nine mild MCI patients | Decreased hippocampal and entorhinal activity in AD patients compared to controls | |||
Ten AD patients | ||||
Clinical study | 90 controls | Increased activity of the hippocampus, frontal, and temporal lobes of asymptomatic offspring of AD patients | fMRI | [17] |
95 asymptomatic offspring of AD patients | ||||
Clinical study | 15 controls | Increased hippocampal activity in less impaired MCI subjects compared to controls | fMRI | [8] |
15 less impaired MCI patients | Decreased hippocampal activity in more impaired MCI and mild AD subjects compared to control | |||
12 more impaired MCI patients | ||||
Ten mild AD patients | ||||
Clinical study | 19 controls | Increased activity in the posterior hippocampal, parahippocampal and fusiform regions of MCI patients vs controls | fMRI | [10] |
14 subjects with MCI | Brain activity of AD patients was not significantly different from control | |||
11 patients with mild AD | ||||
Animal models | ||||
Frontal, central, parietal, and occipital cortices of freely moving control and hAPP-J20 mice | 3–7 months non-transgenic mice (n = not specified) | hAPP-J20 mice had frequent generalized cortical epileptiform discharges, which were absent in the control | EEG | [26] |
3–7 months mice expressing hAPP | ||||
Swedish and Indiana mutations (n = 6 mice) | ||||
Neurons of L2/3 frontal cortex of live control and APP23xPS45 mice | 6–10 months control mice (n = 10 mice; 564 neurons) | Greater number of hyperactive (>4 transients/min) neurons in APPswe/PS1G384 mice | Calcium imaging | [11] |
6–10 months APPswe/PS1G384A mice (n = 20 mice; 564 neurons) | ||||
L2/3 pyramidal neurons of cortical slices | 3–4.5 months non-transgenic mice (n = 10 mice; 6 neurons) | Current injection induced action potential firing in APdE9 mice at subthreshold stimulus compared to controls | Whole-cell patch-clamp | [15] |
Frontal cortex of freely moving control and APdE9 mice | 3–4.5 months mice harboring APPswe and PSEN1dE9 mutations | 25–65% of APdE9 mice had seizures, while none of the control animals exhibited this phenotype | EEG | |
(n = 20 mice; nine neurons) | ||||
Pyramidal neurons of lateral amygdala slices of APOE3 and APOE4 mice | 1 and 7 months human APOE3/E3 knock-in mice (n = 11 mice; 23 neurons) | Reduced frequency of spontaneous excitatory postsynaptic currents in APOE4/E4 mice | Whole-cell patch-clamp | [32] |
1 and 7 months human APOE4/E4 knock-in mice (n = 12 mice; 28 neurons) | ||||
CA1 pyramidal neurons of live control and APP23xPS45 mice | 1–2 months control mice (n = 6 mice; 693 neurons) | Greater number of hyperactive (>20 transients/min) neurons in APPswe/PS1G384A mice | Calcium imaging | [28] |
1–2 months APPswe/PS1G384A mice (n = 7 mice; 818 neurons) | ||||
6–7 months control mice (n = 5 mice; 312 neurons) | ||||
6–7 months APPswe/PS1G384A mice (n = 5 mice; 349 neurons) | ||||
Neurons of CA1 hippocampal slices of APP/PS1 mice | 10–14 months control mice (n = 16 mice; 35–75 neurons) | Higher frequency of spontaneous action potential in APPswe/PS1M146V animals | Whole-cell patch-clamp | [12] |
10–14 months APPswe/PS1M146V mice (n = 16 mice; 44–69 neurons) | ||||
Cortex and hippocampus of live control and Tg2576 mice | 5wo WT mice (n = 17) | Synchronized transient spike-like events were detected in Tg2576 mice but absent in WT mice | EEG | [29] |
5wo APPswe mice (n = 9) | ||||
Neurons of L2/3 frontal cortex of live control and APP23xPS45 mice | 10–14 months control mice (n = 9 mice; 226 neurons) | Greater number of hyperactive (>4 transients/min) neurons in APPswe/PS1G384A | Calcium imaging | [27] |
10–14 months APPswe/PS1G384A (n = 10 mice; 260 neurons) | ||||
2D and 3D cell culture models | ||||
iPSC-derived neurons | iPSCs from one sporadic AD patient | Sporadic AD neurons had spontaneous Ca2+ responses and control neurons remained inactive in the absence of stimulus | Calcium imaging | [13] |
(n > 30 from three independent experiments) | iPSCs from one healthy individual | |||
iPSC-derived neurons | APOE4/4 iPSCs from one sporadic AD patient | Higher frequency of miniature excitatory postsynaptic current in APOE4/4 neurons | Whole-cell patch-clamp | [37] |
(n = 7–9 from three independent cultures) | APOE3/3 isogenic control iPSCs | |||
3D coculture of iPSC-derived neurons and astrocytes (n = >3 independent experiments) | Lentiviral-transduced human neural progenitor cells expressing both | Increased spontaneous Ca2+ transients in FAD neurons | Calcium imaging | [38] |
Swedish and London APP | ||||
mutations | ||||
Control human neural progenitor cells | ||||
2D and 3D cultures of cortical neurons | iPSCs from one healthy individual | Higher frequency of spontaneous action potential in 2D AD neurons | Whole-cell patch-clamp | [14] |
(n = 13) | iPSCs from healthy individuals edited by CRISPR/Cas9 to express | Increase in spontaneous action potential firing rate in 3D AD neurons | MEA | |
APPswe or PS1M146V mutation | ||||
iPSCs from another healthy individual | ||||
iPSCs from healthy individuals edited by TALEN to express PS1dE9 mutation |
AD Alzheimer’s disease, EEG electroencephalogram, FAD familial Alzheimer’s disease, fMRI functional magnetic resonance imaging, iPSC induced pluripotent stem cells, MCI mild cognitive impairment, MEA microelectrode array, WT wild-type.
Evidence of neuronal network hyperactivity from human studies
A plethora of clinical studies shows hyperactivity of the cortical and hippocampal brain areas in patients with both sporadic and familial forms of AD [8–10, 17, 18] This hyperactive phenotype is observable at the earlier stages of the disease before there is pronounced cell loss and hypoactivity [17, 19]. This is important because it could allow for early identification and intervention.
Neuronal hyperactivity has been observed in patients with mild cognitive impairment (MCI), a state between the expected cognitive changes during aging and dementia. Individuals suffering from MCI have a greater risk of developing AD, but MCI does not always progress to dementia [20]. A number of clinical studies have used functional magnetic resonance imaging (fMRI) to measure changes in blood oxygenation as a proxy for brain activity. While performing associative memory-encoding tasks, patients with MCI displayed increased brain activity in the hippocampal, parahippocampal, and fusiform regions. The AD group, on the other hand, showed hippocampal and entorhinal hypoactivation [8, 9], although one study found no difference between AD and control [10].
Together these findings suggest neuronal hyperactivity precedes hypoactivity in AD. An interesting study by Basset et al. [17] investigated the neuronal activity of non-symptomatic children of autopsy-confirmed AD patients with at least one more first-degree relative clinically diagnosed with AD. The fMRI scans acquired during an associative learning task showed greater activity in the frontal and temporal lobes, including the hippocampus, compared to age-matched controls without any history of first-degree relatives with suspected dementia. Their results demonstrated that individuals at genetic risk of developing LOAD showed increased brain activity, starting as early as a decade before the onset age of their parents’ disease.
It is important to note that excessive neuronal network activation can also manifest as epilepsy. A meta-analysis of 30 studies concluded that AD patients have an increased risk of suffering from epilepsy and seizures [21]. The risk for epileptic seizures is particularly higher in patients with younger-onset AD and is greater during earlier stages of the disease [22, 23]. Together, these results suggest brain hyperactivity occurs early in the development of AD. Since imaging studies examining living patients are unable to provide us with the resolution necessary to observe pathology at the cellular and molecular levels, we turn to animal and cell models of the disease for this purpose.
인간 연구를 통한 신경망 과잉 활동의 증거
neuronal network hyperactivity
수많은 임상 연구에 따르면
산발성 및 가족성 형태의 알츠하이머병 환자에서
피질 및 해마 뇌 영역의 과잉 활동이 관찰됩니다 [8-10, 17, 18]
이러한 과잉 활동 표현형은
뚜렷한 세포 손실과 활동 저하가 나타나기 전에
질병의 초기 단계에서 관찰할 수 있습니다 [17, 19].
이는
조기 식별과 개입이 가능하기 때문에
중요합니다.
노화와 치매의 예상되는 인지 변화 사이의 상태인
경도인지장애(MCI) 환자에서도
신경세포 과잉 활동이 관찰되었습니다.
MCI를 앓고 있는 사람은
알츠하이머병에 걸릴 위험이 더 높지만,
MCI가 항상 치매로 진행되는 것은 아닙니다[20].
많은 임상 연구에서
기능적 자기공명영상(fMRI)을 사용하여
뇌 활동의 대리자로서 혈중 산소화 변화를 측정했습니다.
연상 기억 부호화 작업을 수행하는 동안
MCI 환자는
해마, 해마 부위, 방추엽 영역에서
뇌 활동이 증가했습니다.
반면에
AD 그룹은
한 연구에서는 AD와 대조군 사이에 차이가 없는 것으로 나타났습니다[10].
이러한 연구 결과를 종합하면
알츠하이머병에서는
신경세포의 과잉 활동이 저활동성보다 선행한다는 것을 알 수 있습니다.
Basset 등의 흥미로운 연구[17]에서는
임상적으로 AD로 진단된 일차 친척이 한 명 이상 있는 부검으로 확인된 AD 환자의
무증상 자녀의 신경 활동을 조사했습니다.
연관 학습 과제를 수행하는 동안 획득한 fMRI 스캔 결과,
치매가 의심되는 1급 친척의 병력이 없는 연령 일치 대조군에 비해
해마를 포함한 전두엽과 측두엽의 활동이 더 큰 것으로 나타났습니다.
연구 결과,
유전적으로 알츠하이머병에 걸릴 위험이 있는 사람은
부모가 알츠하이머병에 걸리기 10년 전부터
뇌 활동이 증가하는 것으로 나타났습니다.
과도한 신경망 활성화는
간질로도 나타날 수 있다는 점에 유의하는 것이 중요합니다.
30개의 연구에 대한 메타 분석에 따르면
AD 환자는 간질과 발작을 겪을 위험이 높다는 결론을 내렸습니다 [21].
간질 발작의 위험은
특히 젊은 나이에 발병한 AD 환자에서 더 높으며
이러한 결과를 종합하면
뇌 과잉행동은
알츠하이머병 발병 초기에 발생한다는 것을 알 수 있습니다.
살아있는 환자를 대상으로 한 영상 연구에서는
세포 및 분자 수준에서 병리를 관찰하는 데 필요한 해상도를 제공할 수 없기 때문에
이러한 목적을 위해 동물 및 세포 모델을 사용합니다.
Animal models examining hyperexcitability
A variety of mouse models to study AD has been generated by genetically modifying animals to express AD-related mutations, most commonly in the APP and PSEN1 genes. Less commonly, but still of great importance, are mouse models expressing the human APOE4 allele, the main genetic risk factor for LOAD [24]. Mouse models of AD develop several of the main hallmarks of the disease, such as amyloid plaques and/or tau pathology and cognitive impairment [25], providing a model system that can be manipulated to identify pathological mechanisms and test potential treatments.
Aberrant neuronal excitability has been reported in the frontal cortex and hippocampus of several animal models of AD [11, 12, 26–28]. For example, by measuring cortical and hippocampal electrical activity with electroencephalogram (EEG) recordings, Palop et al. [26] detected spontaneous non-convulsive seizure activity in hAPPFAD mice, which were absent in controls. Busche et al. [11] used two-photon Ca2+ imaging to analyse brain activity in real-time in vivo by measuring intracellular Ca2+ transients of individual neurons of layer 2/3 frontal cortex. In double transgenic 1.5 to 2-month-old APP23xPS45 mice, no significant differences in Ca2+ transients were found between AD and control mice. At this age, no memory deficits were detected, and amyloid plaques were absent, as they start to form at the age of 3 months. However, at an older age (6 to 10-month-old), the number of silent neurons was increased in plaque-bearing APP23xPS45 mice, and the proportion of hyperactive cells was 15 times higher than in wild-type (WT) animals. At this age, spatial and working memory was impaired in AD mice. Furthermore, at older ages, 10 to 14-month-old APP23xPS45 mice had more hyperactive neurons than WT [27]. Compared to 6 to 8-month-old mice, both WT and APP23xPS45 (10 to 14-month-old) mice had an increase in hyperactive neurons, but only APP23xPS45 mice had fewer silent neurons [27]. This suggests hyperactivity occurs in both healthy aging and AD but is more pronounced in the AD phenotype/model. An important observation from these studies is that the animal model used did not show the shift from hyper to hypoexcitability in the cortex that is reported in patient studies [8, 9]. Hence, the use of this particular animal model to study hyperexcitability in AD may be performed with caution and the results should be corroborated by other models.
Curiously, in the cortex, the hyperactive neurons were localized near the amyloid plaques (<60 µm), whereas silent and normal cells were randomly distributed [11]. This same pattern was observed in the hippocampus of APP23xPS45 mice [28], though with an earlier presentation of the hyperactivity. CA1 pyramidal neurons of the hippocampus had a greater number of hyperactive neurons compared to WT by 1 to 2 months of age. At an older age (6 to 8-month-old), AD mice had increased hyper- and hypoactive neurons. The number of hyperactive neurons, however, was significantly reduced compared to younger mice [28]. These results suggest that, in the hippocampus, hyperactivity starts before there is marked neuronal silencing and decreases with age, while hypoactivity increases over time, which is in line with clinical findings [8, 9]. These studies also indicate that functional neuronal deficits start earlier in the hippocampus and eventually progress to the cortex. It is relevant to note that most animal models used to study AD express more than one AD-related mutation, which differs from the clinic, as FAD patients harbor only single mutations. However, studies using animal models expressing a single AD-related mutation have also detected neuronal hyperexcitability [29–31].
In the amygdala, analysis of single neurons by patch-clamp revealed contrasting results compared to the hippocampus and cortex. The flow of ions that depolarizes postsynaptic neurons and renders them more likely to fire an action potential is termed the excitatory postsynaptic current. Reduced spontaneous excitatory postsynaptic current frequency was found in 1 and 7-month-old mice bearing the human APOE4 gene, compared to mice with the human APOE3 gene, with no differences in inhibitory currents [32, 33]. Aged APOE4 mice (18 to 20-month-old mice) demonstrated an increased frequency of both excitatory and inhibitory transmission, with greater inhibition overall [34]. This was observed in the absence of Aβ plaque deposition or NFT formation.
Taken together, these results suggest that neuronal hyperactivity occurs in distinct brain regions of animal models of AD and manifests at different stages of the disease, depending on the area of the brain. These brain region differences might be explained by differences in neuronal vulnerability to excitability changes. Selective vulnerability is common in neurodegenerative diseases and may explain why some brain regions are affected earlier during the disease course, while others remain intact. Hence, some neuronal subtypes may be more susceptible to the different pathways underlying hyperexcitability, and therefore would be the first to show such alterations. As the disease progresses, this pathological change spreads to less vulnerable areas of the brain, while others may be unaffected. More studies are necessary to confirm the exact timeline in which hyperexcitability occurs and which brain regions are affected. Then, more efforts can be directed at identifying the precise neuronal populations that are most vulnerable and understanding what makes them vulnerable. Targeting proteins or receptors exclusively expressed in those neuronal subtypes would allow us to specifically target these neurons to reduce neuronal hyperexcitability.
과흥분성을 검사하는 동물 모델
AD를 연구하기 위한 다양한 마우스 모델이 동물을 유전적으로 변형하여 AD 관련 돌연변이, 가장 일반적으로 APP 및 PSEN1 유전자를 발현하도록 생성되었습니다. 덜 일반적이지만 여전히 매우 중요한 것은 LOAD의 주요 유전적 위험 요인인 인간 APOE4 대립 유전자를 발현하는 마우스 모델입니다[24]. 아밀로이드 플라크 및/또는 타우 병리 및 인지 장애[25]와 같은 AD의 주요 특징이 나타나는 마우스 모델은 병리학적인 메커니즘을 파악하고 잠재적인 치료법을 테스트하기 위해 조작할 수 있는 모델 시스템을 제공합니다.
알츠하이머병의 여러 동물 모델의 전두엽 피질과 해마에서 비정상적인 신경세포 흥분성이 보고되었습니다[11, 12, 26-28]. 예를 들어, 뇌파 기록으로 피질과 해마의 전기 활동을 측정하여 대조군에서는 나타나지 않던 자발적인 비경련성 발작 활동을 hAPPFAD 마우스에서 감지한 Palop 등[26]의 연구 결과가 있습니다. Busche 등[11]은 2광자 Ca2+ 이미징을 사용하여 2/3 전두엽 피질 층의 개별 뉴런의 세포 내 Ca2+ 과도 현상을 측정하여 생체 내에서 실시간으로 뇌 활동을 분석했습니다. 생후 1.5~2개월 된 이중 형질전환 APP23xPS45 마우스에서는 AD 마우스와 대조군 마우스 간에 Ca2+ 과도현상에 유의미한 차이가 발견되지 않았습니다. 이 연령에서는 기억력 결손이 발견되지 않았으며, 아밀로이드 플라크가 생후 3개월부터 형성되기 시작하기 때문에 아밀로이드 플라크도 발견되지 않았습니다. 그러나 나이가 들수록(6~10개월령) 플라크가 있는 APP23xPS45 마우스에서는 침묵 뉴런의 수가 증가했고, 과잉 활동 세포의 비율은 야생형(WT) 동물보다 15배 더 높았습니다. 이 연령대의 AD 마우스에서는 공간 기억과 작업 기억이 손상되었습니다. 또한, 나이가 들수록 10~14개월 된 APP23xPS45 마우스는 WT 마우스보다 과잉 활동성 뉴런이 더 많았습니다 [27]. 6~8개월령 생쥐와 비교했을 때, WT 및 APP23xPS45(10~14개월령) 생쥐 모두 과잉 활동성 뉴런이 증가했지만, APP23xPS45 생쥐만 침묵 뉴런이 더 적었습니다 [27]. 이는 과잉행동이 건강한 노화와 AD 모두에서 발생하지만 AD 표현형/모델에서 더 두드러진다는 것을 시사합니다. 이 연구에서 중요한 관찰은 사용된 동물 모델에서 환자 연구에서 보고된 피질의 과흥분성에서 저흥분성으로의 전환이 나타나지 않았다는 것입니다 [8, 9]. 따라서 AD의 과흥분성을 연구하기 위해 이 특정 동물 모델을 사용하는 것은 신중하게 수행해야 하며 다른 모델을 통해 결과를 확증해야 합니다.
흥미롭게도 피질에서 과잉 활동성 뉴런은 아밀로이드 플라크(<60 µm) 근처에 국한된 반면, 침묵 및 정상 세포는 무작위로 분포되어 있었습니다[11]. 이와 동일한 패턴이 APP23xPS45 마우스의 해마에서도 관찰되었지만[28], 과잉 활동이 더 일찍 나타났습니다. 해마의 CA1 피라미드형 뉴런은 생후 1~2개월까지 WT에 비해 더 많은 수의 과잉 활동 뉴런을 가졌습니다. 나이가 들수록(생후 6~8개월) AD 생쥐는 과잉 및 저활동성 뉴런이 증가했습니다. 그러나 과잉 활동성 뉴런의 수는 어린 쥐에 비해 현저히 감소했습니다 [28]. 이러한 결과는 해마에서 과잉 활동은 신경세포의 침묵이 현저하기 전에 시작되어 나이가 들면서 감소하는 반면, 저활동성은 시간이 지남에 따라 증가한다는 것을 시사하며, 이는 임상적 결과와 일치합니다 [8, 9]. 이러한 연구는 또한 기능적 신경세포 결손이 해마에서 더 일찍 시작되어 결국 피질로 진행된다는 것을 나타냅니다. AD 연구에 사용되는 대부분의 동물 모델은 하나 이상의 AD 관련 돌연변이를 발현하는데, FAD 환자는 단일 돌연변이만 보유하고 있어 임상과는 차이가 있다는 점에 유의할 필요가 있습니다. 그러나 단일 AD 관련 돌연변이를 발현하는 동물 모델을 사용한 연구에서도 신경세포 과흥분성이 발견되었습니다 [29-31].
편도체에서 패치 클램프로 단일 뉴런을 분석한 결과 해마 및 피질과 대조적인 결과가 나타났습니다. 시냅스 후 뉴런을 탈분극시키고 활동 전위를 발동할 가능성을 높이는 이온의 흐름을 흥분성 시냅스 후 전류라고 합니다. 인간 APOE4 유전자를 가진 생후 1개월 및 7개월 생쥐는 인간 APOE3 유전자를 가진 생쥐에 비해 자발적인 흥분성 시냅스 후 전류 빈도가 감소한 것으로 나타났으며, 억제 전류에는 차이가 없었습니다 [32, 33]. 노화된 APOE4 마우스(18~20개월령 마우스)는 흥분성 및 억제성 전달의 빈도가 모두 증가했으며, 전반적으로 억제성이 더 큰 것으로 나타났습니다 [34]. 이는 Aβ 플라크 침착이나 NFT 형성이 없는 상태에서 관찰되었습니다.
이러한 결과를 종합해 볼 때,
신경세포 과잉활동은
알츠하이머병 동물 모델의 뇌 영역에 따라 다른 뇌 영역에서 발생하며,
뇌 영역에 따라 질병의 여러 단계에서 나타나는 것으로 나타났습니다.
이러한 뇌 영역의 차이는
흥분성 변화에 대한 신경세포의 취약성 차이로 설명될 수 있습니다.
선택적 취약성은
신경 퇴행성 질환에서 흔히 볼 수 있으며,
일부 뇌 영역은 질병 진행 초기에 영향을 받는 반면
다른 뇌 영역은 손상되지 않는 이유를 설명할 수 있습니다.
따라서
일부 신경세포 아형은
과흥분성의 기저에 있는 다양한 경로에 더 취약할 수 있으며,
따라서 이러한 변화를 가장 먼저 보일 수 있습니다.
질병이 진행됨에 따라 이러한 병리적 변화는
뇌의 덜 취약한 영역으로 퍼지는 반면
다른 영역은 영향을 받지 않을 수 있습니다.
과흥분성이 발생하는 정확한 시점과 영향을 받는 뇌 부위를 확인하려면
더 많은 연구가 필요합니다.
그런 다음 가장 취약한 신경세포 집단을 정확히 파악하고
취약한 원인을 이해하는 데 더 많은 노력을 기울일 수 있습니다.
이러한
신경세포 아형에서만 발현되는
단백질이나 수용체를 표적으로 삼으면
신경세포의 과흥분성을 줄이기 위해
이러한 신경세포를 구체적으로 표적으로 삼을 수 있을 것입니다.
Cell models of neuronal hyperexcitability
Induced pluripotent stem cells (iPSCs) are beneficial in the study of human neurological disorders that are caused by a complex range of genetic risk factors, including AD. One strength of iPSC disease modeling is that the cells maintain the genetic background of patients and can be used to identify how specific genes lead to pathology at the cellular and molecular levels. Pluripotent stem cells can be differentiated into neurons in two-dimensional cultures; however, the lack of Aβ aggregates due to regular cell media change is one of the disadvantages that has been documented by some studies in this model [35]. This issue may be addressed to a certain extent with 3D neuronal cultures/organoids, which can recapitulate amyloid-β aggregation, as well as NFT pathology [36].
A handful of studies have looked into neuronal excitability in LOAD using cell models. LOAD iPSC-derived neurons showed an increase in spontaneous Ca2+ signals, compared to controls that were silent in the absence of stimulus [13]. In another study, iPSC-derived neurons from a LOAD patient harboring the APOE4 allele displayed higher excitatory current frequencies compared to APOE3 isogenic control neurons [37]. A thorough study by Ghatak et al. found that iPSC-derived neurons bearing either PSEN1dE9, PSEN1M146V or APPswe mutations were hyperactive, compared to their isogenic controls [14]. Organoid models of AD, which displayed cortical layer formation and Aβ accumulation, also showed an enhanced extracellular action potential firing rate, detected with microelectrode arrays [14]. Another 3D cell model using neural stem cells genetically modified to express the K670N/M671L (Swedish) and V717I (London) mutations in the APP gene, found neurons from the AD group had increased spontaneous Ca2+ transients, compared to controls [38]. The proportion of hyperactive neurons increased over time in culture, with just over 15% of neurons showing hyperactivity at 3-weeks and more than 65% at 9-weeks of differentiation. Animal and human studies suggest that later stages of the disease lead to reduced neuronal activation [9, 39, 40]. Thus, it would be interesting to verify whether the number of hyperactive neurons would continue to increase or if it would decrease, in line with in vivo observations.
In summary, all 2D and 3D cell models of AD harboring different FAD mutations or derived from LOAD patients appear to show a similar hyperexcitable phenotype, corroborating findings from human and animal studies. These results suggest that hyperexcitability is detected across different systems used to model and study AD.
Potential causes of neuronal hyperexcitability
Hyperexcitability is observed in LOAD and FAD patients, as well as various laboratory models of the disease. Because AD is a multifactorial disease it is likely that several pathways contribute to hyperexcitability. In this section, we present the evidence pertaining to a range of factors that have been proposed to be involved in hyperexcitability: Ca2+ dyshomeostasis; glutamate and N-methyl-d-aspartate receptors (NMDAR); amyloid-β; tau; genetic risk factors for LOAD, glial cells, and inhibitory interneurons (Fig. (Fig.11).
신경세포 과흥분성의 잠재적 원인
과흥분성은
LOAD 및 FAD 환자뿐만 아니라
질병의 다양한 실험실 모델에서 관찰됩니다.
AD는 다인성 질환이기 때문에
여러 경로가 과흥분성에
기여할 가능성이 높습니다.
이 섹션에서는
과흥분성에 관여하는 것으로 제안된
다양한 요인에 관한 증거를 제시합니다:
Ca2+ 항상성 이상,
글루타메이트 및 N-메틸-d-아스파르트산염 수용체(NMDAR),
아밀로이드-β, 타우, LOAD,
신경교세포 및 억제성 인터뉴런스의 유전적 위험 요인(그림 (그림 11))에 대한 증거를 소개합니다.
Mechanisms causing neuronal hyperexcitability in Alzheimer’s disease.
Representation of a synapse in the healthy (left) and in the AD (right) brain. A Increased release of calcium from intracellular stores from pre and postsynaptic neurons results in higher levels of cytosolic calcium. B Enhanced glutamatergic signaling can be caused by reduced astrocytic uptake, reduced levels of glutamine synthetase (not shown in the Figure), and/or increased vGLUT expression. C Amyloid-β can form ionic pores in the plasma membrane. It also reduces the expression of Kv4 channels and increases NMDAR activation via increased d-serine and glutamate release and reduced glutamate uptake. D Protein tau can contribute to hyperexcitability by altering glutamate levels as well as the expression and function of Kv4.2 channels and NMDAR. E Compared to apoE3, apoE4 reduces the clearance and uptake of Aβ42 by astrocytes and microglia, respectively. F, G The release of pro-inflammatory cytokines, such as IL-1β and TNF-α, by glial cells can promote hyperexcitability. F During gliosis, reactive microglia fail to properly regulate neuronal excitability. G In AD, astrocytes show increased release and reduced uptake of glutamate, as well as reduced expression of potassium channel Kir4.1 (not shown in the Figure). Reactive astrocytes also increase neuronal excitability by reducing synaptic inhibition. H Reduced firing frequency and the number of inhibitory GABAergic neurons is another contributing factor to hyperexcitability in AD. AD Alzheimer’s disease, NMDAR NMDA receptor, vGLUT vesicular glutamate transporter.
알츠하이머병에서 신경세포 과흥분성을 유발하는 메커니즘.
건강한 뇌(왼쪽)와 알츠하이머병 뇌(오른쪽)의 시냅스 표현.
A 시냅스 전 및 후 뉴런의 세포 내 저장고에서 칼슘 방출이 증가하면 세포질 칼슘 수치가 높아집니다.
B 성상세포 흡수 감소, 글루타민 합성효소 수준 감소(그림에 표시되지 않음) 및/또는 vGLUT 발현 증가로 인해 강화된 글루타메이트 신호가 발생할 수 있습니다.
C 아밀로이드-β는 혈장막에 이온 기공을 형성할 수 있습니다. 또한 Kv4 채널의 발현을 감소시키고 d-세린 및 글루타메이트 방출 증가와 글루타메이트 흡수 감소를 통해 NMDAR 활성화를 증가시킵니다.
D 단백질 타우는 글루타메이트 수준과 Kv4.2 채널 및 NMDAR의 발현과 기능을 변화시켜 과흥분성에 기여할 수 있습니다.
E apoE3에 비해 apoE4는 성상교세포와 미세아교세포에서 각각 Aβ42의 제거와 흡수를 감소시킵니다.
F, G 신경교세포에 의한 IL-1β 및 TNF-α와 같은 전 염증성 사이토카인의 방출은 과흥분성을 촉진할 수 있습니다.
F 신경교증 동안 반응성 미세아교세포는 신경세포 흥분성을 적절히 조절하지 못합니다.
G 알츠하이머병에서 성상교세포는 글루타메이트의 방출 증가와 흡수 감소, 칼륨 채널 Kir4.1의 발현 감소를 보입니다(그림에 표시되지 않음). 반응성 성상교세포는 또한 시냅스 억제를 감소시켜 신경세포 흥분성을 증가시킵니다.
H 발화 빈도 및 억제성 GABAergic 뉴런의 수 감소는 AD의 과흥분성을 유발하는 또 다른 요인입니다.
AD 알츠하이머병, NMDAR NMDA 수용체, vGLUT 소포성 글루타메이트 수송체.
Ca2+ dyshomeostasis
Mutations in the presenilin genes, PSEN1 and PSEN2, that are part of the γ-secretase complex, can cause FAD [5]. Dysregulation of intracellular calcium levels via mutations in these genes has been reported to contribute to AD pathology [41]. Apart from their role in the processing of amyloid precursor protein (APP), the presenilins also play a role in regulating Ca2+ levels in the cytoplasm by acting on different receptors in the endoplasmic reticulum (ER) membrane [42–45]. Knocking out PSEN1 and PSEN2 or expressing a FAD mutation in mouse hippocampal neurons increased ER Ca2+ levels and consequently elevated Ca2+ release into the cytoplasm in the presence of a stimulus [42]. Presenilins have been suggested to function as Ca2+ leak channels in the ER, which become defective with PSEN mutations [43]. Alternative mechanisms of how presenilin disturbs Ca2+ signaling have also been proposed. For example, the sarcoendoplasmic reticulum Ca2+ ATPase (SERCA) pump maintains the low cytosolic levels of Ca2+ by pumping this cation from the cytosol into the ER. Knocking out both PSEN1 and PSEN2 genes in fibroblasts reduced the activity of SERCA and consequently, ER Ca2+ stores, and increased cytosolic Ca2+ [44]. Finally, the inositol trisphosphate receptor (InsP3R), an ER Ca2+ channel that releases Ca2+ into the cytoplasm, is also affected by presenilin-1 alterations. Mutations in PSEN1 enhanced InsP3R gating, elevating cytosolic Ca2+ levels [45]. Additionally, emptying presynaptic Ca2+ stores reduced amplitude and frequency of presynaptic Ca2+ transients and normalized neuronal network activity in both APPswe/PS1G384A and PS45 mice [27]. Since intracellular levels of Ca2+ mediate neurotransmitter release, elevated cytosolic Ca2+ can trigger excitatory neurotransmitter release and lead to exacerbated neuronal excitability.
Ca2+ 항상성 이상
γ-세크레타제 복합체의 일부인 프레세닐린 유전자, PSEN1 및 PSEN2의 돌연변이는 FAD를 유발할 수 있습니다 [5]. 이러한 유전자의 돌연변이를 통한 세포 내 칼슘 수준의 조절 장애가 AD 병리에 기여하는 것으로 보고되었습니다 [41]. 프레세닐린은 아밀로이드 전구체 단백질(APP)을 처리하는 역할 외에도 소포체(ER) 막의 여러 수용체에 작용하여 세포질 내 Ca2+ 수준을 조절하는 역할도 합니다 [42-45]. 마우스 해마 뉴런에서 PSEN1과 PSEN2를 녹아웃시키거나 FAD 돌연변이를 발현시키면 ER Ca2+ 수준이 증가하여 결과적으로 자극이 있을 때 세포질로의 Ca2+ 방출이 증가했습니다 [42]. 프레세닐린은 ER에서 Ca2+ 누출 채널로 기능하는 것으로 제안되어 왔으며, PSEN 돌연변이로 인해 결함이 생깁니다 [43]. 프레세닐린이 Ca2+ 신호를 교란하는 다른 메커니즘도 제안되었습니다.
예를 들어,
소포체 Ca2+ ATPase(SERCA) 펌프는
이 양이온을 세포질에서
ER로 펌핑하여 Ca2+의 낮은 세포질 수준을 유지합니다.
https://www.nature.com/articles/s41598-020-69196-4/figures/7
섬유아세포에서 PSEN1 및 PSEN2 유전자를 모두 제거하면 SERCA의 활동이 감소하여 결과적으로 ER Ca2+ 저장량이 감소하고 세포질 Ca2+가 증가합니다[44].
마지막으로,
Ca2+를 세포질로 방출하는 ER Ca2+ 채널인 이노시톨 삼인산 수용체(InsP3R)도
프레세닐린-1 변이의 영향을 받습니다.
PSEN1의 돌연변이는 InsP3R 게이팅을 강화하여 세포질 Ca2+ 수준을 높였습니다[45].
또한 시냅스 전 Ca2+ 저장소를 비우면
시냅스 전 Ca2+ 과도현상의 진폭과 빈도가 감소하고
APPswe/PS1G384A 및 PS45 마우스 모두에서 신경망 활동이 정상화되었습니다 [27].
세포 내 Ca2+ 수준이
신경전달물질 방출을 매개하기 때문에
세포질 Ca2+가 증가하면
흥분성 신경전달물질 방출을 유발하고
신경세포 흥분성을 악화시킬 수 있습니다.
Glutamate and NMDA receptors
Excessive glutamate is toxic for cells and has been associated with neurodegeneration [46]. As the main excitatory neurotransmitter in the central nervous system, glutamate must be maintained at appropriate levels to promote cell survival [47]. At high levels, glutamate causes excitotoxicity and neuronal death [48]. To prevent overstimulation of the receptors, after glutamate is released in the synapse, it is taken up by astrocytes through the excitatory amino acid transporters (EAAT). Reduced glutamate transport has been detected in the cortex and hippocampus of AD patients, which some studies reported to be due to a reduction in the expression of EAAT1 and EAAT2 [49–51]. When taken up by astrocytes, glutamate is converted into glutamine by glutamine synthetase. Glutamine is then transferred back to the neurons where it is recycled into glutamate and transported into synaptic vesicles and becomes available to be released again. In the frontal and temporal cortices of postmortem brain tissue of AD patients, there is a reduction in the levels of glutamine synthetase, thus increasing the availability of glutamate [52–54]. The release of glutamate in the synapse is dependent on the import of glutamate into synaptic vesicles by vesicular glutamate transporters (vGLUT). An iPSC-derived neuronal culture found increased expression of vGLUT1 in the AD group, which could lead to higher release probability [14]. Another study, however, found reduced levels of vGLUT in hippocampal neurons of APOE4 mice [55]. As for cerebrospinal fluid (CSF) levels of glutamate in AD patients, results so far have been controversial. While some authors have reported higher levels of glutamate [56, 57], others observed no changes [58] or even reductions in glutamate levels [59, 60]. Differences in the duration of illness, history of medication, and the inclusion or not of biomarkers as criteria for the diagnosis of AD could explain such variability in the results.
There are three types of ionotropic glutamatergic receptors and of these, NMDARs have been implicated in neuronal hyperexcitability in AD [27, 61] Application of the activity-dependent NMDAR blocker MK-801 in AD mice reduced the frequency of neuronal firing in normal and hyperactive neurons, suggesting aberrant activation of this receptor is involved in hyperexcitability [27]. The use of the drug Memantine, which preferentially blocks extrasynaptic NMDAR, to treat moderate to severe AD in the clinic, supports the theory that synaptic NMDAR are required for neuronal survival, while extrasynaptic NMDAR mediate neurotoxicity [62]. Consistent with this hypothesis, enhancing the synaptic glutamate NMDAR subunit epsilon-1 (GluN2A) with the positive allosteric modulator, GNE-0723, reduced network hypersynchrony and epileptic discharge and ameliorated memory deficit in an AD mouse model [61]. The authors speculated this could be a consequence of activation of GluN2A expressing interneurons, thus suppressing excitatory neuronal activity. However, further investigation is required to fully understand the mechanisms behind these results. In conclusion, several alterations in glutamatergic transmission are observed in AD, thus modulation of specific NMDAR subunits poses a potential treatment strategy for hyperexcitability in AD.
글루타메이트 및 NMDA 수용체
과도한 글루타메이트는
세포에 독성이 있으며 신경 퇴행과 관련이 있습니다 [46].
중추신경계의 주요 흥분성 신경전달물질인 글루타메이트는
세포 생존을 촉진하기 위해
적절한 수준으로 유지되어야 합니다[47].
높은 수준에서 글루타메이트는
흥분성 독성과 신경세포 사멸을 유발합니다 [48].
수용체의 과도한 자극을 방지하기 위해
글루타메이트가 시냅스에서 방출된 후에는
흥분성 아미노산 수송체(EAAT)를 통해
성상교세포에 의해 흡수됩니다.
알츠하이머병 환자의 피질과 해마에서
글루타메이트 수송 감소가 발견되었는데,
일부 연구에서는 EAAT1 및 EAAT2의 발현 감소로 인한 것으로 보고되었습니다 [49-51].
성상교세포가 글루타메이트를 흡수하면
글루타민 합성효소에 의해
글루타메이트가 글루타민으로 전환됩니다.
그런 다음
글루타민은 뉴런으로 다시 옮겨져
글루타메이트로 재활용되고
시냅스 소포 안으로 운반되어 다시 방출될 수 있게 됩니다.
AD 환자의 사후 뇌 조직의 전두엽과 측두엽 피질에서는
글루타민 합성효소 수치가 감소하여 글
루타메이트의 가용성이 증가합니다[52-54].
시냅스에서 글루타메이트의 방출은
소포 글루타메이트 수송체(vGLUT)에 의한
글루타메이트의 시냅스 소포 내 유입에 따라 달라집니다.
iPSC 유래 신경세포 배양에서 AD 그룹에서 vGLUT1의 발현이 증가하여 방출 확률이 높아질 수 있음을 발견했습니다 [14]. 그러나 또 다른 연구에서는 APOE4 마우스의 해마 신경세포에서 vGLUT의 수준이 감소한 것으로 나타났습니다 [55]. 알츠하이머병 환자의 뇌척수액(CSF) 글루타메이트 수치에 대해서는 지금까지 논란의 여지가 있습니다. 일부 저자는 글루타메이트 수치가 더 높다고 보고한 반면[56, 57], 다른 저자는 글루타메이트 수치에 변화가 없거나[58] 심지어 감소하는 것을 관찰했습니다[59, 60]. 유병 기간, 약물 복용력, 알츠하이머 진단 기준으로서의 바이오마커 포함 여부에 따른 차이가 이러한 결과의 변동성을 설명할 수 있습니다.
이온성 글루탐산 수용체에는
세 가지 유형이 있으며 이 중
NMDAR은 AD의 신경 과흥분성과 관련이 있습니다 [27, 61]
AD 마우스에 활동 의존성 NMDAR 차단제 MK-801을 적용하면 정상 및 과활성 뉴런에서 뉴런 발화 빈도가 감소하여 이 수용체의 비정상적인 활성화가 과흥분성에 관여한다는 것을 시사합니다 [27]. 임상에서 중등도에서 중증의 AD를 치료하기 위해 시냅스 외 NMDAR을 우선적으로 차단하는 약물 Memantine을 사용하는 것은 시냅스 NMDAR이 신경세포 생존에 필요한 반면 시냅스 외 NMDAR은 신경 독성을 매개한다는 이론을 뒷받침합니다 [62]. 이 가설에 따라 양성 알로스테릭 조절제인 GNE-0723으로 시냅스 글루타메이트 NMDAR 서브유닛 엡실론-1(GluN2A)을 강화하면 AD 마우스 모델에서 네트워크 과동기화 및 간질 방전이 감소하고 기억 결핍이 개선되었습니다 [61]. 저자들은 이것이 GluN2A를 발현하는 인터뉴런이 활성화되어 흥분성 신경세포 활동을 억제하기 때문일 수 있다고 추측했습니다. 그러나 이러한 결과의 메커니즘을 완전히 이해하려면 추가 조사가 필요합니다.
결론적으로,
알츠하이머병에서는
글루탐산 전달에 여러 가지 변화가 관찰되므로
특정 NMDAR 서브유닛의 조절은
알츠하이머병의 과흥분성에 대한 잠재적인 치료 전략이 될 수 있습니다.
Amyloid-β
Amyloid-β is one of the main components of amyloid plaques, insoluble extracellular deposits found in the brain of AD patients. The presence of amyloid plaques in postmortem brain tissue is one of the criteria for a definitive diagnosis of AD. Importantly, increased neuronal excitability is observed in neurons in the vicinity of Aβ plaques [11, 28] and a few reports have shown both soluble and fibrillar forms of Aβ can provoke changes in neuronal activity. Administration of Aβ dimers directly to neurons increased action potential firing, meanwhile, γ-secretase inhibitors, which reduced the levels of soluble Aβ, also restored neuronal activity to control levels in mice and in cell culture [14, 28]. In APPdE9 mice, administration of fibrillary but not oligomeric Aβ depolarized both dentate gyrus and layer 2/3 pyramidal neurons and enhanced their activity. The authors proposed the insertion of fibrillar Aβ in the membrane could lead to the disruption of voltage-gated ion channels responsible for maintaining neuronal membrane potential [15]. Supporting this theory, a Drosophila model expressing human Aβ42 found a role for Kv4 channels in Aβ-induced hyperexcitability. Neurons overexpressing Aβ42 were hyperexcitable and expressed less Kv4 protein, while Kv2 and Kv3 channels were unaffected. Increasing Kv4 channel levels in the animals not only restored normal neuronal excitability but also rescued learning impairment [63]. Aβ can also perturb Ca2+ homeostasis by stimulating voltage-gated calcium channels or directly by forming ion-permeable pores in the plasma membrane and increasing Ca2+ influx [64, 65].
Another possible mechanism through which Aβ could participate in neuronal hyperactivity is by modulating glutamatergic signaling. In cultured cells, Aβ42 augmented the release of the NMDAR co-agonist d-serine by microglia and glutamate from astrocytes [66, 67]. Soluble Aβ oligomers decreased the uptake of glutamate and increased extrasynaptic NMDAR activation, which is probably due to a spillover of excessive extracellular glutamate [68–70]. Moreover, the application of soluble Aβ in the CA1 region of the hippocampus in WT mice increased neuronal activity by blocking glutamate reuptake [71]. Studies have also shown neuronal hyperactivity can promote Aβ accumulation in mice, therefore creating a vicious cycle that is detrimental to the cells [72, 73]. In sum, accumulation of Aβ affects numerous pathways that converge on a similar outcome, an increase in neuronal excitability.
아밀로이드-β
아밀로이드-β는
알츠하이머 환자의 뇌에서 발견되는 불용성 세포 외 침착물인
아밀로이드 플라크의 주요 구성 요소 중 하나입니다.
사후 뇌 조직에서 아밀로이드 플라크의 존재 여부는 알츠하이머를 최종적으로 진단하는 기준 중 하나입니다.
중요한 것은
Aβ 플라크 주변의 신경세포에서
몇몇 보고에 따르면
수용성 및 섬유소 형태의 Aβ가
모두 신경세포 활동의 변화를 유발할 수 있다는 것입니다.
뉴런에 직접 Aβ 이량체를 투여하면
활동 전위 발화가 증가했으며,
수용성 Aβ의 수준을 감소시키는 γ-세크레타제 억제제는
마우스와 세포 배양에서 뉴런 활동을 통제 수준으로 회복시켰습니다 [14, 28].
APPdE9 마우스에서 올리고머가 아닌 섬유소성 Aβ를 투여하면 치상교와 2/3층 피라미드 신경세포 모두 탈분극화되고 활동이 향상되었습니다. 저자들은 피브릴 Aβ를 막에 삽입하면 신경막 전위를 유지하는 전압-게이티드 이온 채널이 파괴될 수 있다고 제안했습니다[15]. 이 이론을 뒷받침하는 인간 Aβ42를 발현하는 초파리 모델에서 Aβ에 의한 과흥분성에서 Kv4 채널의 역할을 발견했습니다. Aβ42를 과발현하는 뉴런은 과흥분성이 있고 Kv4 단백질이 적게 발현되는 반면, Kv2와 Kv3 채널은 영향을 받지 않았습니다. 동물의 Kv4 채널 수준을 높이면 정상적인 신경세포 흥분성이 회복되었을 뿐만 아니라 학습 장애도 회복되었습니다 [63].
Aβ는 또한 전압-게이팅 칼슘 채널을 자극하거나
직접적으로 혈장막에 이온 투과성 기공을 형성하고
Ca2+ 유입을 증가시킴으로써
Ca2+ 항상성을 교란할 수 있습니다 [64, 65].
Aβ가 신경세포 과잉활동에 관여할 수 있는
또 다른 가능한 메커니즘은
글루타메이트 신호 전달을 조절하는 것입니다.
배양된 세포에서 Aβ42는 미세아교세포와 성상교세포의 글루타메이트에 의해 NMDAR 보조 작용제인 d-세린의 방출을 증가시켰습니다 [66, 67]. 수용성 Aβ 올리고머는 글루타메이트의 흡수를 감소시키고 시냅스 외 NMDAR 활성화를 증가시켰는데, 이는 아마도 과도한 세포 외 글루타메이트의 유출로 인한 것일 수 있습니다 [68-70]. 또한, WT 마우스의 해마 CA1 영역에 수용성 Aβ를 적용하면 글루타메이트 재흡수를 차단하여 신경세포 활동이 증가했습니다 [71]. 또한 연구에 따르면 신경세포의 과잉 활동이 생쥐의 Aβ 축적을 촉진하여 세포에 해로운 악순환을 일으킬 수 있습니다[72, 73].
요약하면,
Aβ의 축적은
신경세포 흥분성 증가라는
유사한 결과로 수렴되는 수많은 경로에 영향을 미칩니다.
Tau
Alzheimer’s disease can be classified as a tauopathy, a group of neurodegenerative diseases characterized by the aggregation of hyperphosphorylated tau proteins into neurofibrillary tangles in neurons [74]. Tau is a multifunctional protein, initially identified as a microtubule-binding protein. Mutations in the gene encoding tau (MAPT) can cause frontotemporal dementia, another tauopathy that is also associated with increased excitability of neuronal networks [75]. In mice and Drosophila models of epilepsy, reduction or ablation of endogenous tau expression improves cortical and hippocampal neuronal hyperexcitability and reduces the incidence and severity of seizures [76–79]. In transgenic mice, overexpression of the human tau protein harboring the A152T mutation increased levels of extracellular glutamate and neuronal loss in vivo [80]. A mouse model of tauopathy, expressing human tau with a P301L mutation, displayed increased neuronal excitability in layer 3 of the cortex even before the formation of NFT, which could indicate a role of soluble hyperphosphorylated tau in driving this aberrant phenotype [81]. In the same mouse model it was also observed that while pyramidal neurons in the CA1 region of the hippocampus had increased firing, inhibitory interneurons were less active, suggesting a failure in inhibitory synaptic transmission [82].
In animal models of AD specifically, tau reduction was also protective against hyperexcitability. Transgenic hAPP mice expressing tau had heightened sensitivity to the γ-aminobutyric acid (GABA) receptor antagonist, pentylenetetrazole, and the glutamate receptor agonist, kainate, suffering from seizures at lower doses compared to control mice. Tau reduction blocked this effect and reversed memory deficits without changing Aβ levels [83]. More precisely, Roberson et al. [78] found that decreased tau levels reversed NMDAR dysfunction and the imbalance of inhibitory and excitatory currents that shifted towards excitation in hAPP-tau+/+ mice. Similar to Aβ, the release and propagation of tau is stimulated by neuronal activity, generating a toxic vicious cycle that could accelerate the progression of AD [84, 85]. Looking deeper into the pathways modulated by tau, Hall et al. [86] reported that knocking out tau in AD mice rescued dendritic hyperexcitability and Kv4.2 potassium channel depletion in the CA1 region of the hippocampus. Knocking out Kv4.2 channels in mice contributed to behavioral abnormalities and elevated epileptiform spiking. Interestingly, EEG recordings of frontal and parietal cortices of transgenic mice detected increased epileptiform spikes in hTau-A152T mice but decreased in hTau-WT mice compared to controls [87], indicating that overexpression of tau in animal models can lead to different outcomes, depending on the presence or absence of a disease-causing mutation.
Recent work indicates tau may also drive hypoexcitability. Transgenic mice expressing human tau with the P301L mutation had reduced neuronal activity compared to the control [28, 88]. Furthermore, the reduction in neuronal activity appears to be driven by soluble tau as this phenotype was observed in the absence of NFT [28, 89]. It is important to note, however, that mutations in the MAPT gene cause frontotemporal dementia but have not been linked to AD directly, therefore the interpretation of these results in the context of AD must be taken with caution. Using mouse models of AD, studies have shown that while Aβ pathology increases excitability, tau pathology drives hypoexcitability, and when both pathologies are combined, the effect of tau seems to predominate, leading to decreased neuronal firing [90, 91]. A proposed mechanism through which tau could lead to neuronal hypoexcitability involves the axon initial segment (AIS), where the initiation of the action potential occurs. Hatch et al. [88] found tau hyperphosphorylation destabilizes microtubules, shifting the AIS further away from the soma and consequently reducing neuronal firing frequency. Another interesting finding by the authors was that phosphorylation of different tau residues is commonly observed in AD (identified using the antibodies AT180 (T231), 12E8 (S262/S356), and PHF1 (S396/404), led to different outcomes. While AT180E and 12E8E hyperphosphorylation in primary hippocampal neurons caused the relocation of the AIS further from the soma, PHF1 had no effects on the location of the AIS.
Taken together, these results indicate the effects of tau can vary depending on phosphorylation, mutation, and brain region, thus deeper investigation into the role of tau in mediating neuronal excitability changes is required to understand its impact on AD.
타우
알츠하이머병은
신경세포에서 과인산화된 타우 단백질이 신경섬유 엉킴으로 응집되는 것을 특징으로 하는
신경 퇴행성 질환 그룹인 타우 병증으로 분류할 수 있습니다 [74].
타우는 처음에는 미세소관 결합 단백질로 확인된 다기능 단백질입니다. 타우(MAPT)를 암호화하는 유전자의 돌연변이는 신경세포 네트워크의 흥분성 증가와 관련된 또 다른 타우 병증인 전두측두엽 치매를 유발할 수 있습니다 [75]. 생쥐와 초파리 뇌전증 모델에서 내인성 타우 발현의 감소 또는 제거는 피질 및 해마 신경세포의 과흥분성을 개선하고 발작의 발생률과 중증도를 감소시킵니다 [76-79]. 형질전환 마우스에서 A152T 돌연변이를 보유한 인간 타우 단백질의 과발현은 생체 내 세포 외 글루타메이트 수준과 신경세포 손실을 증가시켰습니다 [80]. P301L 돌연변이를 가진 인간 타우를 발현하는 타우병증 마우스 모델은 NFT가 형성되기 전에도 피질 3층에서 신경세포 흥분성이 증가했으며, 이는 이러한 비정상적인 표현형을 유발하는 데 있어 용해성 고인산화 타우의 역할을 나타낼 수 있습니다 [81]. 동일한 마우스 모델에서 해마 CA1 영역의 피라미드형 뉴런은 발화가 증가했지만 억제성 시냅스 전달의 실패를 시사하는 억제성 인터뉴런은 덜 활성화된 것으로 관찰되었습니다 [82].
특히 알츠하이머병 동물 모델에서 타우 감소는 과흥분성에 대한 보호 효과도 나타났습니다. 타우를 발현하는 형질전환 hAPP 마우스는 γ-아미노부티르산(GABA) 수용체 길항제인 펜틸렌테트라졸과 글루타메이트 수용체 작용제인 카이네이트에 대한 민감도가 높아져 대조군에 비해 적은 용량으로도 발작을 일으켰습니다. 타우 감소는 이 효과를 차단하고 Aβ 수치의 변화 없이 기억력 결손을 회복시켰습니다[83]. 더 정확히 말하면, Roberson 등[78]은 타우 수치가 감소하면 NMDAR 기능 장애와 억제 전류와 흥분 전류의 불균형이 hAPP-tau+/+ 마우스에서 흥분으로 전환되는 것을 발견했습니다. Aβ와 마찬가지로 타우의 방출과 전파는 신경세포 활동에 의해 자극되어 독성 악순환을 일으켜 AD의 진행을 가속화할 수 있습니다 [84, 85]. 홀 등[86]은 타우에 의해 조절되는 경로를 더 자세히 살펴보면, AD 마우스에서 타우를 제거하면 해마의 CA1 영역에서 수지상돌기 과흥분성과 Kv4.2 칼륨 채널 고갈이 회복된다고 보고했습니다. 생쥐에서 Kv4.2 채널을 제거하면 행동 이상과 간질성 스파이크가 증가했습니다. 흥미롭게도 형질전환 마우스의 전두엽 및 두정엽 피질에 대한 뇌파 기록은 대조군에 비해 hTau-A152T 마우스에서는 증가된 간질 스파이크를 감지했지만 hTau-WT 마우스에서는 감소했습니다 [87], 동물 모델에서 타우의 과발현은 질병 유발 돌연변이의 유무에 따라 다른 결과를 초래할 수 있음을 나타냅니다.
최근 연구에 따르면 타우가 흥분성 저하를 유발할 수도 있습니다. P301L 돌연변이가 있는 인간 타우를 발현하는 형질전환 마우스는 대조군에 비해 신경세포 활동이 감소했습니다 [28, 88]. 또한, 신경세포 활성의 감소는 NFT가 없을 때 이러한 표현형이 관찰되었기 때문에 수용성 타우에 의해 주도되는 것으로 보입니다 [28, 89]. 그러나 MAPT 유전자의 돌연변이는 전두측두엽 치매를 유발하지만 AD와 직접적으로 연관된 것은 아니므로 AD의 맥락에서 이러한 결과를 해석할 때는 주의해야 합니다. AD의 마우스 모델을 사용한 연구에 따르면 Aβ 병리가 흥분성을 증가시키는 반면, 타우 병리는 흥분성을 저하시키며, 두 병리가 결합되면 타우의 영향이 우세하여 신경세포 발화를 감소시키는 것으로 나타났습니다 [90, 91]. 타우가 신경세포 저흥분성을 유발할 수 있는 메커니즘으로 제안된 것은 활동 전위의 시작이 일어나는 축삭 초기 세그먼트(AIS)와 관련이 있습니다. 해치 등[88]은 타우의 과인산화가 미세소관을 불안정하게 하여 AIS를 소체에서 더 멀리 이동시키고 결과적으로 신경세포의 발화 빈도를 감소시킨다는 사실을 발견했습니다. 저자들이 발견한 또 다른 흥미로운 사실은 다른 타우 잔기의 인산화가 AD에서 일반적으로 관찰된다는 것입니다(항체 AT180(T231), 12E8(S262/S356) 및 PHF1(S396/404)을 사용하여 확인된 결과, 서로 다른 결과를 초래했습니다. 원시 해마 신경세포에서 AT180E와 12E8E의 과인산화는 AIS를 체질에서 더 멀리 이동시켰지만, PHF1은 AIS의 위치에 영향을 미치지 않았습니다.
이러한 결과를 종합하면 타우의 영향은 인산화, 돌연변이 및 뇌 영역에 따라 달라질 수 있으므로 신경세포 흥분성 변화를 매개하는 타우의 역할에 대한 심층적인 조사가 알츠하이머에 미치는 영향을 이해하려면 타우의 역할에 대한 더 깊은 연구가 필요합니다.
APOE4 and genetic risk factors for LOAD
Sporadic AD or LOAD comprises more than 98% of all cases of AD [6]. Whilst LOAD is not caused by a mutation in a single gene, there is a significant genetic component, with multiple genetic variants affecting the risk of developing LOAD. The APOE ε4 allele is the major genetic risk factor for LOAD, elevating the risk of developing the disease 3 to 10-fold, compared to the general population [92]. The human APOE gene encodes three isoforms of the apolipoprotein E (apoE): APOE ε2, APOE ε3, and APOE ε4. The protein apoE is involved in the transport of cholesterol and other lipids in the periphery and in the brain [93]. Increasing evidence shows hyperexcitability in humans and animal models harboring the APOE4 allele, indicating this phenotype is not limited to the familial form of the disease. In humans, young and healthy individuals carrying the APOE4 allele had greater hippocampal activation at rest and during a memory-encoding task relative to non-APOE4 carriers. This was observed along with a lack of difference in brain perfusion or whole-brain, gray matter, white matter, cerebrospinal fluid (CSF) or hippocampal volumes [19]. Increased brain activity was also observed in the prefrontal, temporal and parietal cortices of older, cognitively-intact APOE4 carriers [18, 94–96].
Mice expressing human APOE4 developed a seizure phenotype that is absent (or less pronounced) in mice expressing human APOE2 or APOE3. APOE4 mice showed increased hippocampal and cortical activity and were also more sensitive to the GABA receptor antagonist, pentylenetetrazole. Interestingly, these alterations were observed in the absence of Aβ plaque formation, with no significant changes in the levels of Aβ42, although Aβ40 was increased in APOE4 animals [97]. Apart from enhanced excitability, APOE4 mice have impaired short-term synaptic plasticity [98]. Moreover, Apoe knock-out mice displayed reduced α-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid (AMPA)/NMDA receptor ratios, while mice lacking Apoe expression only in the brain displayed similar NMDAR and AMPAR currents to APOE3 mice. This suggests plasma apoE plays an important role in synaptic function [99].
Studies have identified defective dendritic morphology in APOE4 mice, including reduced dendritic length, branch number, spine size, and spine density [98, 100, 101]. This could be explained by a deficiency in the ability of the apoE4 isoform to deliver lipids, such as cholesterol. Cholesterol and other lipids are important for neuronal morphology, synapse formation, and ion channel function, thus alterations in their levels can dramatically affect the excitability of neurons [33]. In culture, APOE4 human iPSC-derived neurons are more excitable than APOE3 isogenic controls, which could be due to an increase in the expression of synaptic proteins, including synaptophysin and PSD-95, and an upregulation of genes involved in neuronal differentiation [37]. The APOE genotype also has an effect on the levels of Aβ. Compared to APOE3-expressing cells, iPSC-derived astrocytes and microglia carrying the APOE4 allele have reduced clearance and slower uptake of Aβ42, respectively [37]. However, Konttinen et al. [102] found there was no significant difference in Aβ42 uptake in APOE4 iPSC microglia, compared to APOE3 isogenic control lines. In regards to the difference between APOE2 and APOE3 astrocytes, Brookhouser et al. [103] observed that the effect of the APOE genotype in Aβ uptake in iPSC-derived astrocytes varies depending on the AD-related mutation harbored by the cell. Thus, further research is required to understand neuronal excitability changes and the complex interaction between microglia, astrocytes and neurons under different APOE genotypes. This could be accomplished by coculturing these cell types with different combinations of APOE alleles.
APOE4 및 LOAD의 유전적 위험 인자
산발성 AD 또는 LOAD는
전체 AD 사례의 98% 이상을 차지합니다[6].
LOAD는 단일 유전자의 돌연변이로 인해 발생하는 것은 아니지만, 여러 유전적 변이가 LOAD 발병 위험에 영향을 미치는 중요한 유전적 요소가 존재합니다. APOE ε4 대립 유전자는 LOAD의 주요 유전적 위험 요인으로, 일반 인구에 비해 질병 발병 위험을 3배에서 10배까지 높입니다[92]. 인간 APOE 유전자는 아포지단백 E(apoE)의 세 가지 이소폼을 암호화합니다: APOE ε2, APOE ε3, APOE ε4입니다. 단백질 apoE는 말초와 뇌에서 콜레스테롤 및 기타 지질의 수송에 관여합니다[93]. APOE4 대립 유전자를 보유한 인간과 동물 모델에서 과흥분성이 나타난다는 증거가 증가하고 있으며, 이는 이 표현형이 가족성 질환에만 국한되지 않음을 나타냅니다. 사람의 경우, APOE4 대립유전자를 보유한 젊고 건강한 사람은 비보유자에 비해 휴식 시와 기억 인코딩 작업 중에 해마 활성화가 더 컸습니다. 이는 뇌 관류량이나 전뇌, 회백질, 백질, 뇌척수액(CSF) 또는 해마 용적에 차이가 없는 것과 함께 관찰되었습니다 [19]. 인지적으로 온전한 고령의 APOE4 보인자의 전전두엽, 측두엽, 두정엽 피질에서도 뇌 활동 증가가 관찰되었습니다[18, 94-96].
인간 APOE4를 발현하는 마우스는 인간 APOE2 또는 APOE3를 발현하는 마우스에 없는(또는 덜 뚜렷한) 발작 표현형을 나타냈습니다. APOE4 마우스는 해마 및 피질 활동이 증가했으며 GABA 수용체 길항제인 펜틸레네테트라졸에 더 민감하게 반응하는 것으로 나타났습니다. 흥미롭게도 이러한 변화는 Aβ 플라크가 형성되지 않은 상태에서 관찰되었으며, Aβ42 수준에는 큰 변화가 없었지만 APOE4 동물에서 Aβ40이 증가했습니다 [97]. 흥분성이 강화된 것 외에도 APOE4 마우스는 단기 시냅스 가소성이 손상되었습니다 [98]. 또한, Apoe 녹아웃 마우스는 α- 아미노-3- 하이드 록시-5- 메틸-4- 이소 사졸 프로피온산 (AMPA)/NMDA 수용체 비율이 감소한 반면, 뇌에서만 Apoe 발현이 부족한 마우스는 APOE3 마우스와 유사한 NMDAR 및 AMPAR 전류를 나타 냈습니다. 이는 혈장 apoE가 시냅스 기능에 중요한 역할을 한다는 것을 시사합니다[99].
연구에 따르면 APOE4 마우스에서 수지상 길이, 가지 수, 척추 크기, 척추 밀도 감소 등 수지상 형태에 결함이 있는 것으로 나타났습니다 [98, 100, 101]. 이는 콜레스테롤과 같은 지질을 전달하는 apoE4 이소형의 능력 결핍으로 설명할 수 있습니다. 콜레스테롤 및 기타 지질은 신경세포의 형태, 시냅스 형성 및 이온 채널 기능에 중요하므로 그 수준의 변화는 신경세포의 흥분성에 극적인 영향을 미칠 수 있습니다 [33]. 배양에서 APOE4 인간 iPSC 유래 뉴런은 APOE3 동종 대조군보다 더 흥분성이 높으며, 이는 시냅토피신과 PSD-95를 포함한 시냅스 단백질의 발현 증가와 신경 분화에 관여하는 유전자의 상향 조절로 인한 것일 수 있습니다 [37]. APOE 유전자형은 Aβ 수치에도 영향을 미칩니다. APOE3 발현 세포에 비해 APOE4 대립 유전자를 가진 iPSC 유래 성상교세포와 미세아교세포는 각각 Aβ42의 제거율이 감소하고 흡수 속도가 느립니다 [37]. 그러나 콘티넨 등[102]은 APOE4 iPSC 미세아교세포에서 APOE3 동종 대조군과 비교하여 Aβ42 흡수에 큰 차이가 없음을 발견했습니다. 브룩하우저 등[103]은 APOE2와 APOE3 성상교세포의 차이와 관련하여 iPSC 유래 성상교세포에서 Aβ 흡수에 대한 APOE 유전자형의 영향은 세포가 보유한 AD 관련 돌연변이에 따라 다르다는 것을 관찰했습니다. 따라서 신경세포 흥분성 변화와 다양한 APOE 유전자형에 따른 미세아교세포, 성상교세포, 신경세포 간의 복잡한 상호작용을 이해하기 위한 추가 연구가 필요합니다. 이는 이러한 세포 유형을 다양한 APOE 대립유전자 조합으로 공배양함으로써 달성할 수 있습니다.
Neuroinflammation is a common feature of AD [104], and genome-wide association studies (GWAS) have identified several genes involved in the immune response to be associated with AD [105, 106]. Some of these genes are CR1, CD33, MS4A, TREM2, CLU, ABCA7, EPHA1, and BIN1. In the context of the immune response, BIN1 knock-out mice display a higher incidence of inflammation [107]; however, this gene is also involved in endocytosis, calcium homeostasis, and apoptosis [106]. BIN1 encodes the bridging integrator 1 (BIN1), myc box-dependent-interacting protein, which is expressed throughout the body with higher levels in muscle and brain tissue [108]. Little is known about BIN1 function in the nervous system, however, it has recently been implicated in neuronal hyperexcitability. In rat hippocampal neuronal cultures, overexpression of BIN1 increased calcium influx and action potential firing frequency due to an increase in the interaction between BIN1 and L-type voltage-gated calcium channels. The interaction between these proteins is tau dependent, since reducing tau expression inhibited their interaction and consequently, reversed this hyperexcitable phenotype [109].
신경 염증은
AD의 일반적인 특징이며[104],
게놈 전체 연관성 연구(GWAS)를 통해 면역 반응에 관여하는 여러 유전자가
AD와 연관성이 있는 것으로 확인되었습니다[105, 106].
이러한 유전자 중 일부는 CR1, CD33, MS4A, TREM2, CLU, ABCA7, EPHA1 및 BIN1입니다. 면역 반응의 맥락에서 BIN1 녹아웃 마우스는 염증 발생률이 더 높지만[107], 이 유전자는 내세포증, 칼슘 항상성, 세포 사멸에도 관여합니다[106]. BIN1은 근육과 뇌 조직에서 더 높은 수준으로 몸 전체에 발현되는 myc 박스 의존적 상호 작용 단백질인 브릿징 인테그레이터 1(BIN1)을 암호화합니다 [108]. 신경계에서의 BIN1 기능에 대해서는 알려진 바가 거의 없지만, 최근 신경세포의 과흥분성과 관련이 있는 것으로 밝혀졌습니다. 쥐 해마 신경세포 배양에서 BIN1의 과발현은 BIN1과 L형 전압-게이트 칼슘 채널 간의 상호 작용 증가로 인해 칼슘 유입 및 활동 전위 발화 빈도를 증가시켰습니다. 이러한 단백질 간의 상호작용은 타우 의존적이며, 타우 발현을 감소시키면 이들 단백질의 상호작용이 억제되어 결과적으로 이러한 과흥분성 표현형이 역전됩니다 [109].
In summary, numerous studies support the role of APOE4 in hyperexcitability and more recent data has revealed BIN1 to be another potential contributing factor to AD neuronal excitability changes. GWAS offers the first step in elucidating the genetic risk factors for developing AD. From there, candidate genes can be manipulated in laboratory models to clarify which pathways are involved in neuronal hyperexcitability.
요약하면,
수많은 연구가 과흥분성에서
APOE4의 역할을 뒷받침하고 있으며,
최근 데이터에 따르면 BIN1이 AD 신경세포 흥분성 변화에 기여하는 또 다른 잠재적 요인으로 밝혀졌습니다.
GWAS는 AD 발병의 유전적 위험 요인을 규명하는 첫 번째 단계를 제공합니다. 이를 바탕으로 실험실 모델에서 후보 유전자를 조작하여 신경세포 과흥분성에 관여하는 경로를 명확히 밝힐 수 있습니다.
Glial cells and neuroinflammation
Glia are non-neuronal cells of the central nervous system, including astrocytes, microglia, and oligodendrocytes. The latter are responsible for the formation of myelin sheaths around axons [110], and even though oligodendrocyte abnormalities have been reported in AD (see refs. [111, 112] for more on oligodendrocytes in AD), in this review we will focus on the role of astrocytes and microglia. Astrocytes and microglia are activated by, and respond to, pathogens and stressors by releasing pro-inflammatory molecules to promote repair; however, chronic activation of glial cells and inflammation can promote seizures [113], which are more prevalent in AD patients than in healthy elderly people [21]. Injection of the pro-inflammatory cytokine, interleukin-1 β (IL-1β), exacerbates seizures [114], while blockade of the IL-1β receptor reduces seizure susceptibility in mice [115, 116]. Inhibition of IL-1β synthesis also shows anticonvulsive effects [117]. The pro-convulsive effect of IL-1β is reversed by treatment with an NR2B receptor antagonist, indicating the involvement of the NMDAR in this pathway [118]. The pro-inflammatory cytokine, tumor necrosis factor-α (TNF-α), regulates glutamatergic signaling in both neurons and astrocytes. Exposure of cultured hippocampal neurons to TNF-α increased the expression of AMPA receptors in the plasma membrane, which resulted in a higher frequency of miniature excitatory postsynaptic currents [119]. In the dentate gyrus of mice, TNF-α is required for glutamate release from astrocytes, causing an increase in excitatory neuronal activity via activation of NMDA receptors [120]. Reduction of neuroinflammation, including anti-TNF-α therapy, has been shown to protect against epilepsy in patients and animals [121, 122]. Therefore, this approach to reduce neuroinflammation and consequently hyperexcitability could also be relevant in the context of AD.
신경교세포와 신경염증
신경교세포는
성상교세포, 미세아교세포, 희돌기아교세포를 포함한
중추신경계의 비신경세포입니다.
후자는
축삭 주위에 수초를 형성하는 역할을 하며[110],
AD에서 희소돌기아교세포 이상이 보고되었지만(AD의 희소돌기아교세포에 대한 자세한 내용은 [111, 112] 참조),
이 리뷰에서는 성상세포와 미세아교세포의 역할에 초점을 맞추고자 합니다.
성상교세포와 미세아교세포는
병원균과 스트레스 요인에 의해 활성화되고
이에 반응하여 전염증성 분자를 방출하여 회복을 촉진하지만,
만성적인 교세포 활성화와 염증은 발작을 촉진할 수 있으며[113],
이는 건강한 노인보다 AD 환자에서 더 흔하게 발생합니다[21].
전 염증성 사이토카인인 인터루킨-1β(IL-1β)를 주사하면
발작이 악화되고[114],
IL-1β 수용체를 차단하면 마우스에서 발작 감수성이 감소합니다[115, 116].
IL-1β 합성을 억제하면 항경련 효과도 나타납니다 [117]. IL-1β의 전 경련 효과는 NR2B 수용체 길항제로 치료하면 역전되어 이 경로에서 NMDAR의 관여를 나타냅니다 [118].
전 염증성 사이토카인인 종양괴사인자-α(TNF-α)는
뉴런과 성상교세포
모두에서 글루타메이트성 신호를 조절합니다.
배양된 해마 뉴런을 TNF-α에 노출시키면
원형질막에서 AMPA 수용체의 발현이 증가하여
소형 흥분성 시냅스 후 전류의 발생 빈도가 높아졌습니다[119].
생쥐의 상아교에서는 성상교세포에서 글루타메이트가 방출되는 데 TNF-α가 필요하며, 이는 NMDA 수용체의 활성화를 통해 흥분성 신경세포 활동을 증가시킵니다 [120]. 항-TNF-α 치료를 포함한 신경염증의 감소는 환자와 동물에서 간질을 예방하는 것으로 나타났습니다 [121, 122].
따라서
신경염증과 그에 따른 과흥분성을 줄이기 위한
이러한 접근 방식은 AD의 맥락에서도 관련성이 있을 수 있습니다.
Microglia
Genes involved in the immune response have been linked to a higher risk of developing AD [106]. Many of these genes are highly expressed in microglia, such as ABCA7, CD33, and TREM2. TREM2 encodes triggering receptors expressed on myeloid cells 2 (TREM2), a protein that stimulates microglial phagocytosis [123]. Deletion of TREM2 enhances tau and amyloid-β pathology [124, 125], suggesting a direct role for microglia in containing the spread of abnormal protein aggregation in AD. Microglia are the brain’s resident macrophages, playing an important function in brain injury and inflammation, as well as synaptic pruning [126]. Apart from these functions, microglia can also sense and modulate neuronal activity [127]. Similar to neurons, microglia residing close to amyloid plaques show increased Ca2+ transients [128], which can occur as a response to neuronal hyperactivity [129]. In zebrafish, resting microglia sense neuronal activity and extend processes towards these neurons. This interaction, in turn, reduces both spontaneous and evoked neuronal activity [130]. A similar outcome is observed in mice, where the increased neuronal firing was followed by a greater number of microglial extensions contacting the active neurons, and pharmacological inhibition of microglia exacerbated neuronal responses to neurostimulants [131]. Microglial depletion also aggravated seizure severity in mice [132]. However, microglia-neuronal contact can also result in increased synaptic activity and network synchronization [133]. In mice, Ca2+ responses of motor cortical neurons were elevated in dendritic spines in close contact with microglia. This enhanced response was reduced after the retraction of microglial processes. Ablation of microglia reduced the synchronous firing of neurons located close to each other. These contrasting results probably highlight the function of microglia as a regulator of neuronal activity. Microglia can sense neuronal hypo- and hyperexcitability [127] and can promote either an increase or decrease in neuronal firing, which indicates these cells may be critical for maintaining homeostatic network activity in the brain. Interestingly, microglial activation with lipopolysaccharide (LPS) treatment abolished the regulation of neuronal activity, suggesting brain inflammation can have a detrimental effect in microglial modulation of neuronal circuits [133].
미세아교세포
면역 반응에 관여하는 유전자는
AD 발병 위험 증가와 관련이 있습니다[106].
이러한 유전자 중 다수는 ABCA7, CD33, TREM2와 같이 미세아교세포에서 많이 발현됩니다. TREM2는 미세아교세포 식균작용을 자극하는 단백질인 골수성 세포 2(TREM2)에서 발현되는 트리거링 수용체를 암호화합니다 [123]. TREM2의 결실은 타우와 아밀로이드-β 병리를 강화하여[124, 125], 알츠하이머병에서 비정상적인 단백질 응집의 확산을 억제하는 데 미세아교세포가 직접적인 역할을 한다는 것을 시사합니다.
미세아교세포는
뇌의 상주 대식세포로,
시냅스 가지치기는 물론 뇌 손상과 염증에 중요한 기능을 수행합니다 [126].
이러한 기능 외에도
미세아교세포는
신경세포 활동을 감지하고 조절할 수 있습니다[127].
뉴런과 마찬가지로 아밀로이드 플라크에 가까이 존재하는
미세아교세포는 신경세포의 과잉 활동에 대한 반응으로
이는 신경세포의 과잉 활동에 대한 반응으로 발생할 수 있습니다.
제브라피쉬에서 휴면 중인 미세아교세포는 신경세포의 활동을 감지하고 이러한 신경세포를 향해 프로세스를 확장합니다. 이러한 상호작용은 자발적인 뉴런 활동과 유발된 뉴런 활동을 모두 감소시킵니다 [130]. 생쥐에서도 비슷한 결과가 관찰되는데, 신경세포 발화 증가에 따라 활성 뉴런과 접촉하는 미세아교세포의 확장이 더 많아지고 미세아교세포의 약리학적인 억제가 신경자극제에 대한 신경세포 반응을 악화시키는 것으로 나타났습니다 [131]. 미세아교세포 고갈은 또한 생쥐의 발작 중증도를 악화시켰습니다 [132]. 그러나 미세아교세포와 신경세포의 접촉은 시냅스 활동과 네트워크 동기화를 증가시킬 수도 있습니다 [133]. 마우스에서 운동 피질 뉴런의 Ca2+ 반응은 미세아교세포와 밀접하게 접촉한 수지상 돌기에서 증가했습니다. 이 강화된 반응은 미세아교세포가 수축된 후에 감소했습니다. 미세아교세포를 제거하면 서로 가까이 위치한 뉴런의 동시 발화가 감소했습니다. 이러한 대조적인 결과는 아마도 신경세포 활동의 조절자로서 미세아교세포의 기능을 강조하는 것 같습니다. 미세아교세포는 신경세포의 저흥분성 및 과흥분성을 감지할 수 있고[127] 신경세포 발화의 증가 또는 감소를 촉진할 수 있으며, 이는 이러한 세포가 뇌의 항상성 네트워크 활동을 유지하는 데 중요할 수 있음을 나타냅니다. 흥미롭게도 지질다당류(LPS) 처리에 의한 미세아교세포 활성화는 신경세포 활동의 조절을 폐지하여 뇌 염증이 신경
Astrocytes
Astrocytes exert a range of functions in the brain, including nutrient supply to neurons, maintenance of the blood–brain barrier, and regulation of the extracellular ionic environment [134]. Astrocytes regulate ion homeostasis by clearing extracellular K+ during neuronal repolarization [135]. Defective K+ buffering by astrocytes increases extracellular K+ levels and is associated with the initiation of seizures [136]. Protein expression of the astrocytic potassium channel Kir4.1 is reduced in a mouse model of AD and in the brain of AD patients [137], which could impact the resting membrane potential and neuronal excitability. In addition to K+, astrocytes also regulate extracellular glutamate levels by taking up this neurotransmitter from the synapse via EAAT1 and EAAT2 receptors, which have reduced expression in the AD brain [49–51]. Elevated glutamate release by astrocytes was also found in a mouse model of AD [138]. Astrocytic dysregulation of glutamate levels contributes to neuronal hyperexcitability and therefore, represents a potential target in re-establishing physiological neuronal activity. Under pathological conditions, such as AD, astrocytes go through molecular and functional changes in a process known as astrogliosis or reactive astrogliosis [139]. The selective induction of astrogliosis in mice decreased synaptic inhibition of CA1 pyramidal neurons, as well as expression of glutamine synthetase [140]. At the cellular level, inhibitory postsynaptic currents were smaller in neurons neighboring reactive astrocytes, while excitatory postsynaptic currents were unaltered. These changes resulted in hyperexcitability of the neuronal network. The application of glutamine reversed these aberrant phenotypes, suggesting reactive astrocytes can impair network excitability by depleting glutamine available for neuronal uptake and reducing the availability of GABA for release by inhibitory neurons.
성상교세포
성상세포는
신경세포에 영양분을 공급하고,
혈액 뇌 장벽을 유지하며,
세포 외 이온 환경을 조절하는 등 뇌에서 다양한 기능을 수행합니다 [134].
성상교세포는
신경세포 재분극 중에
세포 외 K+를 제거하여 이온 항상성을 조절합니다 [135].
성상 세포에 의한 K + 완충 결함은
세포 외 K + 수준을 증가시키고
발작의 시작과 관련이 있습니다 [136].
성상세포 칼륨 채널 Kir4.1의 단백질 발현은 AD 마우스 모델과 AD 환자의 뇌에서 감소하며[137], 이는 휴지기 막 전위와 신경세포 흥분성에 영향을 미칠 수 있습니다. 성상교세포는 K+ 외에도 AD 뇌에서 발현이 감소한 EAAT1 및 EAAT2 수용체를 통해 시냅스에서 이 신경전달물질을 흡수하여 세포 외 글루타메이트 수치를 조절합니다 [49-51]. 성상교세포에 의한 글루타메이트 방출 증가는 AD의 마우스 모델에서도 발견되었습니다 [138].
성상교세포의 글루타메이트 수치 조절 장애는
신경세포의 과흥분성에 기여하므로 생리적 신경세포 활동을 회복하는 데 있어
잠재적인 표적이 될 수 있습니다. 알
츠하이머병과 같은 병리학적인 조건에서 성상교세포는 성상교증 또는 반응성 성상교증으로 알려진 과정에서 분자적 및 기능적 변화를 겪습니다[139]. 생쥐에서 성상아교증의 선택적 유도는 CA1 피라미드 뉴런의 시냅스 억제와 글루타민 합성 효소의 발현을 감소시켰습니다 [140]. 세포 수준에서 억제성 시냅스 후 전류는 반응성 성상교세포에 인접한 뉴런에서 더 작았지만 흥분성 시냅스 후 전류는 변경되지 않았습니다. 이러한 변화는 뉴런 네트워크의 과흥분성을 초래했습니다.
글루타민을 적용하면 이러한 비정상적인 표현형이 역전되어 반응성 성상교세포가 신경세포 흡수에 사용할 수 있는 글루타민을 고갈시키고 억제성 뉴런이 방출할 수 있는 GABA의 가용성을 감소시켜 네트워크 흥분성을 손상시킬 수 있음을 시사합니다.
Inhibitory interneurons
Inhibitory interneurons regulate neuronal network oscillations, such as gamma waves, which are required for cognitive functions [141]. Increased gamma oscillations during memory-encoding tasks are predictive of effective memory formation and are associated with reduced epileptiform discharges [142]. A loss of inhibitory neuron function has been associated with hyperexcitability in AD. Reduced inhibitory tone, probably due to decreased responsiveness to GABAergic stimuli, lower numbers of GABAergic interneurons, and reduced GABAergic signaling, has been reported in APOE4 mice [100, 143]. Neuronal cultures with either PSEN1M146V or APPswe mutation, which were hyperactive, presented reduced frequency of inhibitory postsynaptic currents, as well as decreased staining for GABA and the vesicular GABA transporter [14]. Inhibitory neuron deficiency has been reported in the cortex and hippocampus of animal models of AD. Treating APP23xPS45 mice with the GABAA receptor antagonist, gabazine increased the firing frequency of hyperactive, silent, and normal neurons of cortical layer 2/3 to a similar level. The increase was, however, significantly smaller for hyperactive neurons than for normal cells [11]. EEG recordings of hAPPFAD mice showed increased spontaneous epileptiform discharges during low-intensity gamma oscillations, which were reduced in hAPPFAD animals, compared to controls [144].
Since gamma waves are generated by the activity of parvalbumin (PV) positive GABAergic interneurons, the authors tested if abnormalities in PV cells could lead to network hypersynchrony [144]. Patch-clamp confirmed reduced inhibitory postsynaptic current frequency in hAPPFAD mice. These animals also had reduced expression of the voltage-gated sodium channel Nav1.1 in the parietal cortex and PV cells had reduced mRNA and protein expression of Nav1.1. Overexpressing Nav1.1 in PV cells prevented inhibitory postsynaptic current abnormalities and reduced epileptiform discharges by decreasing the number of spikes during low-intensity gamma oscillations. Impaired Nav1.1 appears to contribute to cognitive decline, as increasing its expression improved spatial learning and memory in mice [144]. Hamm et al. [145] found similar results in the hippocampus of TgCRND8 mice, transgenic mice containing human APP with both K670N/M671L (Swedish) and V717F (Indiana) mutations. The animals exhibited fewer PV interneurons in the CA1, as well as depressed gamma oscillations. A decreased expression of Nav1.6 and a tendency towards a reduction for Nav1.1 was also detected. These aberrations occurred concomitantly with impaired memory performance. Another study has further corroborated the role of Nav1.1 in impaired synaptic inhibition. Nav1.1 expressing interneuron transplant in the hippocampus and cortex of hAPPFAD mice reduced epileptic spike frequency and enhanced gamma oscillatory activity. Transplantation of Nav1.1 interneurons also reversed learning deficits [146].
To sum up, these studies show a clear contribution of Nav1.1 and impaired synaptic inhibition to elevated neuronal excitability in AD. Targeting this channel in future studies has the potential for developing new treatments for AD. Even though transplantation studies have shown beneficial effects, it could still take years for this approach to be translated into the clinic. A potentially easier solution would be enhancing Nav1.1 activity with selective drugs, a strategy that has been shown effective in reducing seizure activity in animal models of Dravet syndrome epilepsy [147, 148]. The effect of these compounds in reducing hyperexcitability in AD has yet to be investigated.
억제성 인터뉴런
억제성 뉴런은
인지 기능에 필요한 감마파와 같은 신경망 진동을 조절합니다 [141].
기억 인코딩 작업 중 감마 진동의 증가는
효과적인 기억 형성을 예측할 수 있으며
간질 방전 감소와 관련이 있습니다 [142].
억제 뉴런 기능의 상실은
알츠하이머병의 과흥분성과 관련이 있습니다.
억제성 톤의 감소는 아마도
가바성 자극에 대한 반응성 감소,
가바성 뉴런의 수 감소,
가바성 신호 감소로 인한 것으로,
APOE4 마우스에서 보고되었습니다 [100, 143].
과활성인 PSEN1M146V 또는 APPswe 돌연변이가 있는 신경세포 배양에서는 억제성 시냅스 후 전류의 빈도가 감소하고 GABA 및 소포성 GABA 수송체에 대한 염색이 감소하는 것으로 나타났습니다 [14]. 알츠하이머병 동물 모델의 피질과 해마에서 억제성 뉴런 결핍이 보고되었습니다. APP23xPS45 마우스를 GABAA 수용체 길항제인 가바진으로 치료한 결과, 피질층 2/3의 과잉 활동, 침묵 및 정상 뉴런의 발화 빈도가 비슷한 수준으로 증가했습니다. 그러나 과잉 활동성 뉴런의 경우 정상 세포보다 증가폭이 훨씬 작았습니다 [11]. hAPPFAD 마우스의 뇌파 기록은 저강도 감마 진동 동안 자발적인 간질 방전이 증가했으며, 이는 대조군에 비해 hAPPFAD 동물에서 감소한 것으로 나타났습니다 [144].
감마파는 파발부민(PV) 양성 GABAergic 인터뉴런의 활성에 의해 생성되므로, 저자들은 PV 세포의 이상이 네트워크 과동기화를 유발할 수 있는지 테스트했습니다[144]. 패치 클램프를 통해 hAPPFAD 마우스에서 억제성 시냅스 후 전류 주파수가 감소한 것을 확인했습니다. 이 동물들은 또한 두정엽 피질에서 전압-게이티드 나트륨 채널 Nav1.1의 발현이 감소했으며 PV 세포는 Nav1.1의 mRNA 및 단백질 발현이 감소했습니다. PV 세포에서 Nav1.1을 과발현하면 억제성 시냅스 후 전류 이상을 방지하고 저강도 감마 진동 동안 스파이크 수를 줄임으로써 간질 방전을 감소시켰습니다. Nav1.1의 발현을 증가시키면 생쥐의 공간 학습과 기억력이 개선되는 것으로 보아 Nav1.1의 손상도 인지 기능 저하에 기여하는 것으로 보입니다 [144]. Hamm 등[145]은 K670N/M671L(스웨덴) 및 V717F(인디애나) 돌연변이를 모두 가진 인간 APP를 포함하는 형질전환 마우스인 TgCRND8 마우스의 해마에서 유사한 결과를 발견했습니다. 이 동물들은 CA1의 PV 인터뉴런 수가 줄어들고 감마 진동이 감소했습니다. Nav1.6의 발현이 감소하고 Nav1.1의 발현이 감소하는 경향도 발견되었습니다. 이러한 이상은 기억력 장애와 함께 발생했습니다. 또 다른 연구에서는 시냅스 억제 장애에서 Nav1.1의 역할이 더욱 확증되었습니다. 해마와 피질에 Nav1.1을 발현하는 인터뉴런을 이식한 hAPPFAD 마우스는 간질 스파이크 빈도가 감소하고 감마 발진 활동이 강화되었습니다. Nav1.1 인터뉴런의 이식은 또한 학습 결손을 역전시켰습니다 [146].
요약하면, 이러한 연구는 Nav1.1과 시냅스 억제 장애가 AD의 신경세포 흥분성 증가에 분명하게 기여한다는 것을 보여줍니다. 향후 연구에서 이 채널을 표적으로 삼으면 새로운 알츠하이머병 치료법을 개발할 수 있는 잠재력이 있습니다. 이식 연구에서 유익한 효과가 입증되었지만, 이 접근법이 임상에 적용되려면 아직 몇 년이 걸릴 수 있습니다. 잠재적으로 더 쉬운 해결책은 드라베 증후군 뇌전증 동물 모델에서 발작 활동을 줄이는 데 효과적인 것으로 입증된 전략인 선택적 약물로 Nav1.1 활동을 강화하는 것입니다 [147, 148]. 이러한 화합물이 AD의 과흥분성을 감소시키는 데 미치는 영향은 아직 조사되지 않았습니다.
Is hyperexcitability neuroprotective or neurodegenerative?
Synaptic deficits, neurodegeneration, and brain atrophy are common features of AD [149]. Because of this, it has been suggested that neuronal hyperexcitability could be an attempt to compensate for the neuronal loss or synaptic deficits by recruiting greater neuronal resources, to maintain the same level of performance. However, neuronal hyperactivation has been documented in individuals with MCI who still present poorer memory performance compared to controls [10]. Also, previous studies have found enhanced brain activity in individuals at risk for developing AD, even with unchanged hippocampal volume [19]. This hypothesis is further refuted by evidence that antiepileptic drugs decrease hippocampal activation and improve memory performance in individuals with MCI, as well as in animal models of AD [150, 151].
Thus, increased brain activity is more likely a driver of AD pathogenesis rather than a compensatory effect. In fact, augmented brain activity can promote AD pathology. Increased neuronal activity not only causes increases in Aβ levels [72, 73] but also stimulates the release of tau in vivo and in vitro, leading to the spread of tau pathology, which contributes to cognitive deficits [84, 85]. Besides, reducing neuronal excitability decreases Aβ deposition and synaptic loss and prevents the spread of Aβ plaques in mice [16, 152].
A longitudinal study recording hippocampal activity in older individuals without dementia found people with the most pronounced hyperactivation at the first assessment suffered the greatest hypoactivation two years later and the fastest cognitive decline [39]. AD patients with subclinical epileptiform activity had faster cognitive decline than those who did not present such abnormalities [153]. Therefore, network hyperexcitability may be predictive of imminent hypoactivity and cognitive impairment [39]. A similar pattern of neuronal excitability dysregulation is observed in another neurodegenerative disease, amyotrophic lateral sclerosis (ALS; reviewed in ref. [154]). Motor neuron hyperexcitability is a common pathology observed in both sporadic and familial cases of ALS. Hyperexcitability occurs in the early stages of ALS, even prior to motor symptom onset, and then progresses to hypoactivity [154]. It has been shown that the neurons most vulnerable to degeneration in ALS are also the ones that receive greater excitatory input, compared to the resistant neuronal subtypes, and eliminating this input protects against degeneration [155]. Whether the same process occurs in AD has yet to be identified.
Together, current evidence suggests that hyperactivation occurs in the early stages of AD, even before there is significant neuronal loss, contradicting the hypothesis that overexcitation is a compensatory effect. On the contrary, neuronal hyperactivity appears to be detrimental by promoting AD pathology and possibly, cognitive decline. Thus, excessive neuronal excitability could be a potential target for therapeutic intervention.
과흥분성은 신경 보호적일까요, 아니면 신경 퇴행적일까요?
시냅스 결핍, 신경 퇴화, 뇌 위축은
알츠하이머병의 일반적인 특징입니다 [149].
이 때문에 신경세포 과흥분성은
동일한 수준의 성능을 유지하기 위해
더 많은 신경세포 자원을 모집하여
신경세포 손실이나 시냅스 결손을 보상하려는 시도일 수 있다고 제안되어 왔습니다.
그러나
신경세포 과활성화는
대조군에 비해 여전히 기억력이 떨어지는
MCI 환자들에게서 관찰되었습니다 [10].
또한, 이전 연구에서는 해마 용적이 변하지 않았음에도 불구하고 알츠하이머병 발병 위험이 있는 사람의 뇌 활동이 강화된 것으로 나타났습니다 [19]. 이 가설은 항전간제가 MCI 환자뿐만 아니라 AD 동물 모델에서도 해마 활성화를 감소시키고 기억력을 향상시킨다는 증거에 의해 더욱 반박됩니다 [150, 151].
따라서
뇌 활동의 증가는
보상 효과라기보다는
AD 발병의 원인이 될 가능성이 더 높습니다.
실제로 증강된 뇌 활동은 AD 병리를 촉진할 수 있습니다. 증가된 신경세포 활동은 Aβ 수치를 증가시킬 뿐만 아니라[72, 73] 생체 내 및 시험관 내에서 타우의 방출을 자극하여 타우 병리를 확산시켜 인지 결손을 유발합니다[84, 85]. 또한 신경세포 흥분성을 줄이면 Aβ 침착과 시냅스 손실이 감소하고 생쥐에서 Aβ 플라크의 확산을 방지할 수 있습니다 [16, 152].
치매가 없는 노인의 해마 활동을 기록한 종단 연구에 따르면 첫 번째 평가에서 가장 두드러진 과활성화를 보인 사람들이 2년 후 가장 큰 저활성화와 가장 빠른 인지 저하를 겪은 것으로 나타났습니다 [39]. 무증상 간질 활동이 있는 알츠하이머병 환자는 그러한 이상이 없는 환자보다 인지 기능 저하가 더 빨랐습니다 [153]. 따라서 네트워크 과흥분성은 임박한 저활동성 및 인지 장애를 예측할 수 있습니다 [39]. 또 다른 신경 퇴행성 질환인 근위축성 측삭 경화증(ALS, 참고 [154] 참조)에서도 유사한 패턴의 신경세포 흥분성 조절 장애가 관찰됩니다. 운동 신경세포 과흥분성은 산발성 및 가족성 루게릭병 모두에서 관찰되는 흔한 병리 현상입니다. 과흥분성은 루게릭병의 초기 단계, 심지어 운동 증상이 시작되기 전에도 발생하며, 이후 활동 저하로 진행됩니다 [154]. 루게릭병에서 퇴행에 가장 취약한 뉴런은 저항성 뉴런 아형에 비해 더 큰 흥분성 입력을 받는 뉴런이며, 이러한 입력을 제거하면 퇴행을 방지할 수 있다는 것이 밝혀졌습니다 [155]. 알츠하이머병에서도 동일한 과정이 일어나는지는 아직 밝혀지지 않았습니다.
현재의 증거를 종합해 볼 때, 알츠하이머병의 초기 단계, 즉 상당한 신경세포 손실이 일어나기 전에도 과활성화가 발생한다는 사실은 과잉 흥분이 보상 효과라는 가설과 모순됩니다. 반대로, 신경세포의 과잉 활동은 AD 병리와 인지 기능 저하를 촉진하여 해로운 것으로 보입니다. 따라서 과도한 신경세포 흥분성은 치료적 개입의 잠재적 표적이 될 수 있습니다.
Conclusions and future directions
Emerging evidence shows that abnormally elevated neuronal activity is a common functional feature of AD that is associated with greater cognitive decline. There are probably a few reasons for this: increased neuronal activity stimulates the spread of amyloid and tau pathology [72, 73, 84, 85], and in the long term it can lead to excitotoxicity and cell death [48]. A more sophisticated explanation may be that neuronal networks require fine regulation to function appropriately, as changes in the firing properties of a single cortical neuron are sufficient to elicit changes in behavior [156, 157]. Neuronal hyperactivity can also render neurons unable to encode spatial information or discriminate visual stimuli [158, 159].
Considering AD is a multifactorial disease, it is likely that several factors, rather than a single cause, act in conjunction to disrupt neuronal excitability regulation. In this review, we discussed some of these factors: excessive levels of cytoplasmic Ca2+ and glutamate; proteins commonly associated with AD, such as Aβ, apoE4, and tau; and the dysregulation of inhibitory interneuron and glial cell function.
Many questions remain to be answered about hyperexcitability in AD. Clinical fMRI studies demonstrate specific brain areas are hyperactive in patients with MCI, as well as asymptomatic offspring of AD patients and at-risk individuals, while AD patients show brain hypoactivity. However, the exact timeline for these events is unclear. When does hyperactivity start, and at which point does it begin to decrease? Would medical intervention be beneficial and if so at what point of disease progression or when would it be too late? Other studies highlight neuronal hyperexcitability as a predictor of subsequent hypoexcitability, but the mechanisms causing this shift in neuronal activity are not fully characterized. How does hyperexcitability eventually lead to reduced neuronal activity? To answer these questions we need to consider which models should be used to investigate this phenotype. Ideally, we want a model that is able to recapitulate what we see in human studies: a shift from hyper- to hypoexcitability in specific brain areas. Since all models have advantages and disadvantages, there is strength in combining information from human studies with animal and cell models of AD.
Human studies have been crucial to confirm that hyperactivity is not an artifact of laboratory models but also occurs in patients. Yet, clinical studies are observational and limited in the mechanistic information that can be tested in living patients. A vast amount of information has come from animal studies, which permit the manipulation of variables and the investigation of effects on an entire organism. This model, however, is disadvantaged by species differences. Recent data has been provided via human iPSCs, which give us the opportunity to study cells from AD patients, and to understand how specific mutations or allele variants affect cellular function. The downside is that neuronal cultures do not recapitulate the entire brain and its complex networks. Compared to organoids, 2D culture systems are an easier and faster method to study the mechanisms governing hyperexcitability. They are also well-established, meaning there is more data available for comparison. However, they lack the cytoarchitecture of the brain, and studies have shown that cells isolated from the brain exhibit significant changes in gene expression when in two-dimensional cell cultures [160, 161]. This disadvantage can be overcome with 3D cultures/organoids [162], which allow more complex interactions between cells and the interaction between cells and the extracellular matrix. They also provide a better spatial organization of the cells [105, 163]. Nonetheless, this model still presents drawbacks. The cultures are labor-intensive, more costly, and can show high variability between batches. It can also take months for the neurons within the organoids to mature [164]. Overcoming these difficulties is therefore critical for future studies to continue providing reliable data on neuronal hyperexcitability.
The use of fMRI to detect elevated brain activity may help to identify individuals at risk before symptom onset. However, because hyperexcitability is not exclusive to AD, but observed in other neurodegenerative diseases, such as ALS [154], its use as a biomarker for AD should be done in combination with other diagnostic methods currently available. As we discussed in this review, other cell types, such as inhibitory neurons and glial cells, influence neuronal excitability. Coculture systems of iPSC-derived neurons and glia combining healthy and diseased cells can give us more information on the role of each cell type [165]. In both cells and animals, gene-editing techniques, such as CRISPR-Cas9, can be used to study the role of specific cell subtypes or specific proteins and receptors. Another approach to investigate which channels are dysfunctional in the AD brain is microtransplanting native receptors from human postmortem tissue into frog oocytes [166–168]. This technique enables the study of the electrophysiological properties of disease-related receptors and can be used to validate the efficiency of novel drugs in human receptors. A deeper understanding of the specific cell subtypes and channels altered in AD will permit the development of drugs with minimal off-target effects.
Ultimately, understanding the circuits that are affected in AD, as well as their composite cell types, will be important for pinpointing the changes in neuronal excitability and how they drive or interact with pathology. To achieve this, the continuation of clinical and preclinical studies is essential to gather the information that can be translated into novel diagnostic and/or treatment strategies for AD.
결론 및 향후 방향
새로운 증거에 따르면 비정상적으로 높아진 신경세포 활동은 더 큰 인지 기능 저하와 관련된 알츠하이머병의 일반적인 기능적 특징입니다. 신경세포 활동의 증가는 아밀로이드와 타우 병리의 확산을 자극하고[72, 73, 84, 85], 장기적으로는 흥분성 독성과 세포 사멸로 이어질 수 있기 때문일 수 있습니다[48]. 보다 정교한 설명은 단일 피질 뉴런의 발화 특성의 변화가 행동의 변화를 유도하기에 충분하기 때문에 신경 네트워크가 적절하게 기능하기 위해서는 미세한 조절이 필요하다는 것입니다 [156, 157]. 또한 뉴런의 과잉 활동은 뉴런이 공간 정보를 인코딩하지 못하거나 시각적 자극을 구별하지 못하게 만들 수 있습니다[158, 159].
AD가 다인성 질환이라는 점을 고려할 때, 단일 원인이 아닌 여러 요인이 복합적으로 작용하여 신경세포 흥분성 조절을 방해할 가능성이 높습니다. 이 리뷰에서는 이러한 요인 중 일부인 세포질 Ca2+ 및 글루타메이트의 과도한 수준, Aβ, apoE4 및 타우와 같이 AD와 일반적으로 연관된 단백질, 억제성 신경세포 및 신경교세포 기능의 조절 장애에 대해 논의했습니다.
알츠하이머병의 과흥분성에 대해서는 아직 밝혀지지 않은 많은 의문이 남아 있습니다. 임상 fMRI 연구에 따르면 MCI 환자뿐만 아니라 AD 환자의 무증상 자손과 위험군에 속하는 사람에서 특정 뇌 영역이 과잉 활동성을 보이는 반면, AD 환자는 뇌 저활동성을 보이는 것으로 나타났습니다. 그러나 이러한 현상이 나타나는 정확한 시기는 불분명합니다. 과잉행동은 언제 시작되며 어느 시점에 감소하기 시작할까요? 의학적 개입이 도움이 될 수 있으며, 도움이 된다면 질병 진행의 어느 시점에, 또는 너무 늦은 시점은 언제일까요? 다른 연구에서는 신경세포의 과흥분성을 후속 저흥분성의 예측 인자로 강조하지만, 신경세포 활동의 이러한 변화를 일으키는 메커니즘은 완전히 규명되지 않았습니다. 과흥분성은 결국 어떻게 신경세포 활동 감소로 이어질까요? 이러한 질문에 답하려면 이 표현형을 조사하기 위해 어떤 모델을 사용해야 하는지 고려해야 합니다. 이상적으로는 특정 뇌 영역에서 과흥분성에서 저흥분성으로의 전환이라는 인간 연구에서 관찰되는 것을 요약할 수 있는 모델을 원합니다. 모든 모델에는 장단점이 있기 때문에 인간 연구에서 얻은 정보를 동물 및 세포 AD 모델과 결합하면 강점이 있습니다.
인간 연구는 과잉행동이 실험실 모델의 인공물이 아니라 환자에게도 발생한다는 사실을 확인하는 데 중요한 역할을 했습니다. 그러나 임상 연구는 관찰 연구이며 살아있는 환자를 대상으로 테스트할 수 있는 기계적인 정보에는 한계가 있습니다. 변수를 조작하고 전체 유기체에 미치는 영향을 조사할 수 있는 동물 연구를 통해 방대한 양의 정보를 얻을 수 있습니다. 그러나 이 모델은 종의 차이로 인해 단점이 있습니다. 최근 인간 iPSC를 통해 AD 환자의 세포를 연구하고 특정 돌연변이 또는 대립유전자 변이가 세포 기능에 미치는 영향을 이해할 수 있는 데이터가 제공되고 있습니다. 단점은 신경세포 배양은 전체 뇌와 그 복잡한 네트워크를 요약하지 못한다는 것입니다. 오가노이드에 비해 2D 배양 시스템은 과흥분성을 지배하는 메커니즘을 연구하는 데 더 쉽고 빠른 방법입니다. 또한 잘 정립되어 있어 비교할 수 있는 데이터가 더 많습니다. 그러나 뇌의 세포 구조가 부족하고 뇌에서 분리된 세포는 2차원 세포 배양 시 유전자 발현에 상당한 변화를 보인다는 연구 결과가 있습니다[160, 161]. 이러한 단점은 3D 배양/오가노이드[162]를 통해 극복할 수 있는데, 이는 세포 간의 보다 복잡한 상호작용과 세포와 세포 외 기질 간의 상호작용을 허용합니다. 또한 세포의 더 나은 공간적 조직을 제공합니다 [105, 163]. 그럼에도 불구하고 이 모델에는 여전히 단점이 있습니다. 배양은 노동 집약적이고 비용이 많이 들며 배치 간에 높은 변동성을 보일 수 있습니다. 또한 오가노이드 내의 뉴런이 성숙하는 데 수개월이 걸릴 수도 있습니다[164]. 따라서 이러한 어려움을 극복하는 것은 향후 연구에서 신경세포의 과흥분성에 대한 신뢰할 수 있는 데이터를 지속적으로 제공하는 데 매우 중요합니다.
뇌 활동의 증가를 감지하기 위해 fMRI를 사용하면 증상이 나타나기 전에 위험에 처한 개인을 식별하는 데 도움이 될 수 있습니다. 그러나 과흥분성은 AD에만 국한된 것이 아니라 루게릭병과 같은 다른 신경 퇴행성 질환에서도 관찰되기 때문에[154], AD의 바이오마커로 사용하려면 현재 사용 가능한 다른 진단 방법과 함께 사용해야 합니다. 이 리뷰에서 논의했듯이 억제성 뉴런과 신경교세포와 같은 다른 세포 유형이 신경세포 흥분성에 영향을 미칩니다. 건강한 세포와 병든 세포를 결합한 iPSC 유래 뉴런과 아교세포의 배양 시스템은 각 세포 유형의 역할에 대한 더 많은 정보를 제공할 수 있습니다 [165]. 세포와 동물 모두에서 CRISPR-Cas9과 같은 유전자 편집 기술을 사용하여 특정 세포 아형 또는 특정 단백질과 수용체의 역할을 연구할 수 있습니다. AD 뇌에서 어떤 채널이 기능 장애를 일으키는지 조사하는 또 다른 접근 방식은 인간의 사후 조직에서 개구리 난모세포로 네이티브 수용체를 미세 이식하는 것입니다[166-168]. 이 기술을 통해 질병 관련 수용체의 전기생리학적 특성을 연구할 수 있으며, 인간 수용체에 대한 신약의 효율성을 검증하는 데 사용할 수 있습니다. 알츠하이머병에서 변화하는 특정 세포 아형과 채널을 더 깊이 이해하면 표적 외 효과를 최소화하는 약물을 개발할 수 있습니다.
궁극적으로 AD에서 영향을 받는 회로와 그 복합적인 세포 유형을 이해하는 것은 신경세포 흥분성의 변화와 그것이 어떻게 병리를 유발하거나 상호 작용하는지 정확히 파악하는 데 중요할 것입니다. 이를 위해서는 임상 및 전임상 연구를 지속적으로 수행하여 새로운 진단 및/또는 치료 전략으로 전환할 수 있는 정보를 수집하는 것이 필수적입니다.
Acknowledgements
HTDA is supported by the International Postgraduate Tuition Award from the University of Wollongong. LO is supported by a National Health and Medical Research Council (NHMRC) of Australia Boosting Dementia Research Leadership Fellowship (APP1135720). NM was supported by the Al and Val Rosenstrauss Fellowship from the Rebecca L. Cooper Medical Research Foundation (#F2021971), an NHMRC Early Career Fellowship (APP1105445), and grants from the Brain Behavior Research Foundation (NARSAD Young Investigator Grant, #26486) and the Rebecca L. Cooper Medical Research Foundation (#PG2020645).
Author contributions
HTDA: initial draft manuscript writing, Figure and Table construction, manuscript editing, and final approval of the manuscript; NM: manuscript editing, supervision and final approval of the manuscript; LO: study conception, funding, manuscript editing, supervision and final approval of the manuscript.
Competing interests
The authors declare no competing interests.
Footnotes
Publisher’s note Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.
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