Re: 수크로스(자당) 선호 장내세균이 분비하는 외부다당류 --＞ 항당뇨, 비만치료 효과 2025 네이처

[문형철]

단당류(포도당, 과당)은 박테리아 발효의 먹이가 안된다. 

설탕(이당류)이나 올리고당(다당류)를 먹어로 사용해야 한다!! 

이렇게 해석해야 할 듯!! 

근육검사 - YES

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Sucrose-preferring gut microbes prevent host obesity by producing exopolysaccharides

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• Published: 29 January 2025

Sucrose-preferring gut microbes prevent host obesity by producing exopolysaccharides

• Hidenori Shimizu, 
• Junki Miyamoto, 
• Keiko Hisa, 
• Ryuji Ohue-Kitano, 
• Hiromi Takada, 
• Mayu Yamano, 
• Akari Nishida, 
• Daiki Sasahara, 
• Yuki Masujima, 
• Keita Watanabe, 
• Shota Nishikawa, 
• Sakura Takahashi, 
• Takako Ikeda, 
• Yuya Nakajima, 
• Naofumi Yoshida, 
• Chiaki Matsuzaki, 
• Takuya Kageyama, 
• Ibuki Hayashi, 
• Akari Matsuki, 
• Ryo Akashi, 
• Seiichi Kitahama, 
• Masako Ueyama, 
• Takumi Murakami, 
• Shinsuke Inuki, 
• …
• Ikuo Kimura 

Show authors

Nature Communications volume 16, Article number: 1145 (2025) Cite this article

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Abstract

Commensal bacteria affect host health by producing various metabolites from dietary carbohydrates via bacterial glycometabolism; however, the underlying mechanism of action remains unclear. Here, we identified Streptococcus salivarius as a unique anti-obesity commensal bacterium. We found that S. salivarius may prevent host obesity caused by excess sucrose intake via the exopolysaccharide (EPS) –short-chain fatty acid (SCFA) –carbohydrate metabolic axis in male mice. Healthy human donor-derived S. salivarius produced high EPS levels from sucrose but not from other sugars. S. salivarius abundance was significantly decreased in human donors with obesity compared with that in healthy donors, and the EPS–SCFA bacterial carbohydrate metabolic process was attenuated. Our findings reveal an important mechanism by which host–commensal interactions in glycometabolism affect energy regulation, suggesting an approach for preventing lifestyle-related diseases via prebiotics and probiotics by targeting bacteria and EPS metabolites.

초록

공생 세균은

식이 탄수화물로부터 세균 당대사 과정을 통해

다양한 대사 산물을 생성함으로써 숙주 건강에 영향을 미치지만,

그 작용 기전은 아직 명확하지 않다.

본 연구에서는

Streptococcus salivarius가

독특한 항비만 공생 세균임을 확인하였다.

https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC7817278/

S. salivarius가 수컷 생쥐에서

과도한 자당 섭취로 인한 숙주 비만을

외부 다당류(EPS) –단쇄지방산(SCFA) –탄수화물 대사 축을 통해

예방할 수 있음을 발견했다.

건강한 인간 기증자 유래 S. salivarius는

자당으로부터 높은 수준의 EPS를 생성했으나

다른 당류에서는 생성하지 않았다.

비만 인간 기증자에서 S. salivarius의 풍부도는

건강한 기증자에 비해 현저히 감소했으며,

EPS –SCFA 세균 탄수화물 대사 과정이 약화되었습니다.

본 연구 결과는

당대사에서의 숙주-공생체 상호작용이 에너지 조절에 영향을 미치는

중요한 메커니즘을 밝히며,

박테리아와 EPS 대사 산물을 표적으로 하는

프리바이오틱스와 프로바이오틱스를 통한 생활습관병 예방 접근법을 제시합니다.

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Introduction

Although diet is the most important factor for daily nutrient acquisition, the dysregulation of energy homeostasis due to excessive dietary intake, particularly high fat and sugar intake, leads to obesity1,2. Sucrose (table sugar), glucose (dextrose), and fructose (fruit sugar) are simple saccharides. Of the sugars consumed daily3,4, sucrose and glucose are the most common. As sucrose intake increases in Western countries, sucrose-rich diets may be associated with rising health problems such as obesity and diabetes.

Although bacteria also utilise these sugars as an energy source, their metabolic pathway differs from that of humans5,6. After glycolysis, anaerobic bacteria convert pyruvate to lactate and other organic acids such as short-chain fatty acids (SCFAs; acetate, propionate, and butyrate). Gut microbes produce these end products through sugar metabolism in environments where oxygen is limited5,6. They produce SCFAs from fermentable fibres, which are indigestible polysaccharides that are not absorbed by the small intestine because host enzymes cannot digest them7,8. SCFAs act as energy sources for the host and as signalling factors via host G protein-coupled receptors GPR41 and GPR43, improving host homeostasis by acting on the endocrine systems9,10,11. GPR41 influences host metabolic functions, enhances sympathetic activity, and promotes gut hormone secretion11,12,13, whereas GPR43 suppresses fat accumulation and promotes gut hormone secretion11,12,14.

서론

식이 섭취는

일상적인 영양소 획득에 있어 가장 중요한 요소이지만,

특히 고지방 및 고당분 섭취로 인한 과도한 식이 섭취로 인한

에너지 항상성 조절 장애는 비만을 초래한다1,2.

자당(식탁용 설탕), 포도당(덱스트로스), 과당(과일당)은

단순 당류이다.

매일 섭취하는 당류 중3,4에서

자당과 포도당이 가장 흔하다.

서구 국가에서 자당 섭취량이 증가함에 따라

자당이 풍부한 식단은 비만 및 당뇨병과 같은 건강 문제 증가와 연관될 수 있다.

박테리아도

이러한 당류를 에너지원으로 이용하지만,

그들의 대사 경로는 인간과 다릅니다5,6.

당분해 후,

혐기성 박테리아는 피루브산을 젖산 및 단쇄 지방산(SCFAs;

아세테이트, 프로피오네이트, 부티레이트)과 같은 기타 유기산으로 전환합니다.

장내 미생물은

산소가 제한된 환경에서 당 대사 과정을 통해

이러한 최종 생성물을 생산합니다5,6.

그들은 발효성 섬유질로부터 SCFAs를 생산하는데,

외부다당류는 소장에서 흡수되지 않는 소화 불가능한 다당류로,

숙주 효소가 이를 분해할 수 없기 때문입니다7,8.

SCFA = 탄소사슬+수산기 형태의 지방산 구조
형태는 지방산 구조이고
박테리아가 생산하는 외부다당류를 가지고 단쇄지방산을 만들고
항비만 효과!!

SCFAs는 숙주의 에너지원으로 작용하며,

숙주의 G 단백질 결합 수용체인 GPR41 및 GPR43을 통한 신호 전달 인자로서

내분비계에 작용하여 숙주의 항상성을 개선합니다9,10,11.

GPR41은 숙주 대사 기능에 영향을 미치고

교감신경 활동을 증진시키며 장 호르몬 분비를 촉진하는 반면11,12,13,

GPR43은 지방 축적을 억제하고 장 호르몬 분비를 촉진한다11,12,14. 

Sugars are anabolized into polysaccharides during glycometabolism. Storage polysaccharides such as glycogen and starch are carbohydrates used to store and provide energy. In animals, glycogen is primarily stored in the liver and muscles3, resulting in sudden increases in energy requirements. Additionally, starch, found in grains, potatoes, and legumes, is the main form of sugar stored in plants5. These carbohydrates serve as energy sources and are broken down into glucose during digestion. Bacteria also produce different types of storage polysaccharides, such as levans and dextrans15,16,17, depending on the type of bacteria and environmental conditions. We recently reported that prebiotics associated with the exopolysaccharide (EPS) produced by Leuconostoc mesenteroides provide substantial metabolic benefits to the host18,19. This polysaccharide is indigestible because its glycosidic linkages cannot be cleaved by host amylase. Furthermore, fermented foods, such as pickles, kimchi, and sauerkraut, are produced by the fermentative action of L. mesenteroides, a lactic acid bacterium20,21.

These findings suggest that some gut microbes may produce indigestible polysaccharides from sugars and contribute to host metabolic benefits. Therefore, in this study, we sought high-EPS-producing gut microbes in humans and investigated the relationship between host sugar intake and the prebiotic effects of gut microbe-produced EPS, as well as the molecular mechanism underlying the effect of microbial metabolites on host health.

당류는 당대사 과정에서 다당류로 동화된다.

글리코겐과 전분과 같은 저장 다당류는

에너지를 저장하고 공급하는 데 사용되는 탄수화물이다.

동물에서 글리코겐은 주로 간과 근육에 저장되어3,

에너지 요구량이 급격히 증가할 때 사용된다.

또한 곡물, 감자, 콩류에 존재하는 전분은

식물에서 저장되는 주요 당 형태이다5.

이러한 탄수화물은 에너지원으로 작용하며

소화 과정에서 포도당으로 분해된다.

박테리아 또한 박테리아 종류와 환경 조건에 따라

레반(levan)과 덱스트란(dextran)15,16,17과 같은

다양한 저장 다당류를 생성합니다.

우리는 최근 

Leuconostoc mesenteroides가 생성하는

외부 다당류(EPS)와 관련된 프리바이오틱스가

숙주에게 상당한 대사적 이점을 제공한다는 사실을 보고했습니다18,19.

이 다당류는

글리코시드 결합이 숙주의 아밀라아제에 의해 분해될 수 없기 때문에

소화되지 않습니다.

또한

피클, 김치, 사워크라우트와 같은 발효 식품은

유산균인 L. mesenteroides의 발효 작용에 의해 생산됩니다20,21.

이러한 결과는

일부 장내 미생물이 당으로부터 소화 불가능한 다당류를 생성하여

숙주의 대사적 이점에 기여할 수 있음을 시사한다.

따라서

본 연구에서는 인간에서 고(高) EPS 생성 장내 미생물을 탐색하고,

숙주의 당 섭취량과 장내 미생물이 생성한 EPS의 프리바이오틱 효과 간의 관계,

그리고 미생물 대사산물이 숙주 건강에 미치는 효과의 분자적 기전을 조사하였다.

Results

Isolation of EPS-producing human commensal bacteria S. salivarius

We first screened EPS-producing bacteria using ropy bacterial colonies as an indicator22 in human faeces (472 donors) (Supplementary Fig. 1). These samples were cultured on de Man, Rogosa, and Sharpe (MRS) agar with different sugar sources (Fig. 1a). Ropy bacterial colonies (47 donors) were then observed in the cultures of human faeces with sucrose alone, excluding other sugar sources. However, such colonies were absent from the cultures of mouse faeces with sucrose (Fig. 1a). The bacterial colonies were identified as Weissella cibaria (19 donors), L. mesenteroides (14 donors), Streptococcus salivarius (six donors), W. confusa (five donors), and L. lactis (three donors) (Fig. 1b). These are known as lactic acid bacteria commonly found in humans and fermented foods23,24. Furthermore, we investigated the relationship between the presence of bacteria in human faeces and the body mass index (BMI) of donors (Fig. 1c). Remarkably, only S. salivarius was sufficiently detected in all donors, and its occupancy showed an inverse correlation with obesity (BMI ≥ 30). Therefore, we focused on S. salivarius.

결과

인체 공생균인 S. salivarius의 다당류(EPS) 생성 균주 분리

먼저 인간 분변(472명 기증자)에서 끈적한 세균 군락을 지표로 삼아22

EPS 생성 세균을 선별하였다(보충 그림 1).

이 샘플들은 다양한 당원을 함유한 드 만, 로고사, 샤프(MRS)

한천 배지에서 배양되었다(그림 1a).

주목할 만한 점은, S. salivarius만이

모든 기증자에서 충분히 검출되었으며,

그 점유율은 비만(BMI ≥ 30)과 역상관 관계를 보였다.

따라서

우리는 S. salivarius에 주목하였다.

다른 당원을 배제한 순수 자당 배지에서만 인간 분변 배양물에서 끈적한 세균 군락(47명 기증자)이 관찰되었다. 그러나 설탕을 포함한 생쥐 분변 배양에서는 이러한 콜로니가 관찰되지 않았다(그림 1a). 식별된 박테리아 콜로니는 Weissella cibaria(19명), L. mesenteroides(14명), Streptococcus salivarius(6명), W. confusa(5명), L. lactis(3명)이었다(그림 1b). 이들은 인간과 발효 식품에서 흔히 발견되는 유산균으로 알려져 있다23,24. 또한, 우리는 인간 분변 내 세균 존재와 기증자의 체질량지수(BMI) 간의 관계를 조사했다(그림 1c).

주목할 만한 점은, S. salivarius만이

모든 기증자에서 충분히 검출되었으며,

그 점유율은 비만(BMI ≥ 30)과 역상관 관계를 보였다.

따라서

우리는 S. salivarius에 주목하였다.

Fig. 1: Isolation and characterisation of exopolysaccharide (EPS)-producing human commensal bacterium S. salivarius.

a High-EPS-producing bacteria using ropy bacterial colonies as an indicator in human and mouse faeces cultured in MRS medium containing 15% fructose, galactose, glucose, lactose, maltose, and sucrose. Red arrowheads indicate EPS production. b Types of EPS-producing bacteria isolated from 47 human faecal samples. c Correlation between high-EPS-producing bacterial abundance in human faeces and donor body mass index (BMI). (n = 132, 48 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. d Structural characterisation was performed using proton nuclear magnetic resonance (1H NMR) spectroscopy. e Growth curves of EPS biosynthesis and optical density at 600 nm (OD600) (n = 3 independent experiments). f, g The KEGG pathway enrichment of EPS synthesis pathways and expression‎ of putative levansucrase and glycosyltransferases mRNAs in MRS medium containing sucrose or glucose during bacterial culture for 10 h were determined using RNA-seq (n = 4 independent experiments). h Expression‎ of putative levansucrase and glycosyltransferases mRNAs in MRS medium containing sucrose or glucose during bacterial culture for 10 h was measured using RT-qPCR (n = 4 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. Results are presented as the mean ± standard error of the mean (SE). Source data are provided as a Source Data file.

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The isolated S. salivarius (a Gram-positive, spherical, facultative anaerobe) produced EPS on MRS agar with sucrose (Supplementary Fig. 2a). S. salivarius-produced EPS (SsEPS) was purified by ethanol precipitation/dialysis and analysed using 1H NMR spectroscopy. The purified SsEPS consisted of levan (fructan, with linear structures of fructose linked by β-2,6-glycosidic bonds) and dextran (α-glucan, with main-chain glucose monomers linked by α-1,6-glycosidic bonds and branched by α-1,3-glycosidic side chains) (Fig. 1d and Supplementary Fig. 2b–i). In MRS broth containing 15% sucrose, S. salivarius produced large amounts of EPS (13 mg/mL). However, when the MRS medium contained 15% glucose, 15% fructose, or 7.5% glucose +7.5% fructose, EPS production failed despite bacterial proliferation (Fig. 1e). Upon RNA sequencing, Kyoto Encyclopedia of Genes and Genome (KEGG) Orthology analysis showed that the EPS synthesis pathway was enriched in sucrose-supplemented S. salivarius cultures (Fig. 1f and Supplementary Fig. 3). Furthermore, 14 putative glycosyltransferase-encoding genes were extracted by comparing their mRNA expression‎ between sucrose- and glucose-supplemented cultures (Fig. 1g). The mRNA expression‎ of the five putative glycosyltransferase genes significantly increased along with the SsEPS yield in the medium containing 15% sucrose, but not in the medium containing glucose (Fig. 1h). Additionally, levansucrase and glycosyltransferase, RS02300 and RS07295, respectively were highly expressed after sucrose supplementation. Therefore, SsEPS may be synthesised by the putative levansucrase and glycosyltransferase genes. Thus, the human commensal bacterium S. salivarius produces large amounts of EPS in the form of levans and dextrans.

We investigated the gut microbial composition between donors with and without obesity (Supplementary Fig. 4). Besides the occupancy of S. salivarius, the levels of SCFAs and EPS in the faeces of lean donors were also significantly higher than those in donors with obesity (Fig. 2a). Shotgun metagenomic sequencing data showed that obesity was associated with the carbohydrate metabolic pathway. Correlation analysis revealed a strong correlation between EPS hydrolase, glycolysis, and SCFA production (Fig. 2b). Moreover, glycolytic pathway analysis showed that obesity attenuated EPS and glycolysis pathways (Fig. 2c). Therefore, human obesity is associated with a decrease in S. salivarius and the attenuation of EPS and SCFA synthesis cascades.

그림 1: 외부 다당류(EPS) 생성 인간 공생균 S. salivarius의 분리 및 특성 분석.

a 15% 과당, 갈락토오스, 포도당, 유당, 말토스, 자당을 함유한 MRS 배지에서 배양. 빨간색 화살표는 EPS 생산을 나타냄. b 47개 인간 분변 샘플에서 분리된 EPS 생산 세균 유형. c 인간 분변 내 고-EPS 생산 세균 풍부도와 기증자 체질량지수(BMI) 간의 상관관계. (n = 132, 48개의 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용함. d 구조 특성화는 양성자 핵자기 공명(1H NMR) 분광법을 사용하여 수행했다. e EPS 생합성 및 600nm 광학 밀도(OD600) 성장 곡선 (OD600) (n = 3개의 독립 실험). f, g 박테리아 배양 10시간 동안 설탕 또는 포도당이 포함된 MRS 배지에서 EPS 합성 경로의 KEGG 경로 농축도와 추정 레반수크라제 및 글리코실트랜스퍼라제 mRNA 발현은 RNA-seq을 사용하여 결정되었습니다 (n = 4개의 독립 실험) . h 10시간 배양 시 MRS 배지에 포함된 자당 또는 포도당 조건에서 추정 레반수크라제 및 글리코실트랜스퍼라제 mRNA 발현은 RT-qPCR로 측정함 (n = 4 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용함. 결과는 평균 ± 평균 표준 오차(SE)로 제시함. 원본 데이터는 Source Data 파일로 제공됨.

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분리된 S. salivarius(그람 양성, 구형, 조건부 혐기성균)는

설탕이 첨가된 MRS 한천 배지에서

다당류(EPS)를 생성하였다(보충 그림 2a).

S. salivarius가 생성한 다당류(SsEPS)는

에탄올 침전/투석법을 통해 정제되었으며,

1H NMR 분광법으로 분석되었다.

정제된 SsEPS는

레반 (프럭탄, β-2,6-글리코시드 결합으로 연결된 선형 구조의 프럭토스)와

덱스트란(α-글루칸, α-1,6-글리코시드 결합으로 연결된

주쇄 글루코스 단량체와 α-1,3-글리코시드 측쇄로 분지됨)으로 구성되었다(그림 1d 및 보충 그림 2b–i) .

15% 수크로스를 함유한 MRS 배지에서

S. salivarius는 다량의 EPS(13 mg/mL)를 생산했다.

그러나

MRS 배지에 15% 포도당, 15% 프럭토스 또는 7.5% 포도당 + 7.5% 프럭토스를 첨가했을 때는

세균 증식이 이루어졌음에도 EPS 생산이 실패했다(그림 1e) .

RNA 시퀀싱 후, KEGG(Kyoto Encyclopedia of Genes and Genome) 정형성 분석 결과, EPS 합성 경로는 자당을 첨가한 S. salivarius 배양액에서 풍부하게 나타났습니다(그림 1f 및 보충 그림 3). 또한, 자당 및 포도당을 첨가한 배양액 간의 mRNA 발현을 비교하여 14개의 추정 글리코실트랜스퍼라제 암호화한 유전자를 추출했습니다 (그림 1g). 5개의 추정 글리코실트랜스퍼라제 유전자의 mRNA 발현은 15% 자당 함유 배지에서 SsEPS 수율과 함께 유의미하게 증가했으나, 포도당 함유 배지에서는 그렇지 않았다(그림 1h). 또한 자당 첨가 후 레반수크라제(RS02300)와 글리코실트랜스퍼라제(RS07295)가 고도로 발현되었다. 따라서 SsEPS는 추정 레반수크라제 및 글리코실트랜스퍼레이스 유전자에 의해 합성될 수 있다. 이처럼 인간 공생균 S. salivarius는 레반 및 덱스트란 형태의 다량의 EPS를 생성한다.

비만 유무에 따른 기증자 간 장내 미생물 구성을 조사하였다(보충 그림 4).

S. salivarius의 점유율 외에도,

비만 기증자에 비해 정상 체중 기증자의 분변 내 SCFA 및 EPS 수준이 유의하게 높았다(그림 2a).

샷건 메타게놈 시퀀싱 데이터는 비만이 탄수화물 대사 경로와 연관되어 있음을 보여주었다. 상관 분석 결과, EPS 가수분해효소, 당분해, SCFA 생산 간 강한 상관관계가 확인되었다(그림 2b). 또한 당분해 경로 분석에서 비만이 EPS 및 당분해 경로를 약화시키는 것으로 나타났다(그림 2c). 따라서 인간 비만은 S. salivarius 감소와 EPS 및 SCFA 합성 연쇄 반응의 약화와 연관된다.

Fig. 2: Gut microbial analysis in human faeces.

a Spearman’s rank correlation between faecal levels of total short-chain fatty acids (SCFAs) such as acetate, propionate, and butyrate, exopolysaccharides (EPS) and donor body mass index (BMI) in human faeces (n = 132, 48 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. b Results of correlation analysis among EPS hydrolase, glycolysis, and SCFA production between lean donors and donors with obesity (n = 26 independent experiments). c Comparison of polysaccharide synthesis, polysaccharide decomposition, glycolytic pathway enrichment, and SCFA synthesis between lean donors and donors with obesity in shotgun metagenomic sequencing analysis (n = 26 independent experiments). ***P < 0.001, **P < 0.01, *P < 0.05 Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. Results are presented as the mean ± standard error of the mean (SE). Source data are provided as a Source Data file.

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Improvement of host metabolic functions by SsEPS

Subsequently, we investigated the bacteria associated with SCFA production from SsEPS using in vitro gut microbe monoculture screening25. Among the 47 gut microbial strains tested, the Bacteroides species, B. ovatus and B. thetaiotaomicron and the Bacteroidales S24-7 group members Muribaculum intestinale, Paramuribaculum intestinale, and Duncaniella muris efficiently produced SCFAs after 0.3% SsEPS addition. In contrast, other gut microbes did not produce SCFAs (Fig. 3a). To determine whether SsEPS is an indigestible polysaccharide, we examined intestinal SCFA levels after SsEPS intake. The levels of faecal and plasma SCFAs (acetate, propionate, and butyrate) were significantly higher in mice fed a high-fat diet (HFD) supplemented with SsEPS than in those fed an HFD supplemented with cellulose (Fig. 3b). Thus, in the host intestine, the consumption of SsEPS promotes the production of SCFAs by gut microbes.

그림 2: 인간 분변 내 장내 미생물 분석.

a 인간 분변에서 아세테이트, 프로피오네이트, 부티레이트 등 총 단쇄지방산(SCFA), 외부 다당류(EPS) 수준과 기증자 체질량지수(BMI) 간의 스피어먼 순위 상관관계(n = 132, 48개 독립 실험). 통계 분석에는 양측 맨 –휘트니 U 검정을 사용했습니다. b 정상 체중 기증자와 비만 기증자 간 EPS 가수분해효소, 당분해, SCFA 생산 간의 상관 분석 결과(n = 26 독립 실험). c 정상 체중 기증자와 비만 기증자 간 다당류 합성, 다당류 분해, 당분해 경로 풍부도 및 SCFA 합성의 비교(샷건 메타게놈 시퀀싱 분석, n = 26 독립 실험) . ***P<0.001, **P<0.01, *P<0.05 통계 분석에는 양측 검정 Mann–Whitney U 검정을 사용했습니다. 결과는 평균 ± 평균의 표준 오차(SE)로 제시됩니다. 원본 데이터는 Source Data 파일로 제공됩니다.

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SsEPS에 의한 숙주 대사 기능 개선

이어서, 우리는 SsEPS로부터 SCFA 생산과 관련된 박테리아를 in vitro 장내 미생물 단일 배양 스크리닝을 통해 조사하였다25. 시험된 47종의 장내 미생물 균주 중, Bacteroides 속의 B. ovatus 및 B. thetaiotaomicron, 그리고 Bacteroidales S24-7 군에 속하는 Muribaculum intestinale, Paramuribaculum intestinale, Duncaniella muris는 0.3% SsEPS 첨가 후 효율적으로 SCFA를 생산했다. 반면 다른 장내 미생물은 SCFA를 생산하지 않았다(그림 3a). SsEPS가 소화 불가능한 다당류인지 확인하기 위해 SsEPS 섭취 후 장내 SCFA 수준을 조사했다. 고지방식이(HFD)에 SsEPS를 보충한 마우스의 분변 및 혈장 내 SCFA(아세테이트, 프로피오네이트, 부티레이트) 농도는 셀룰로오스를 보충한 HFD를 섭취한 마우스보다 유의하게 높았다(그림 3b). 따라서 숙주 장내에서 SsEPS 섭취는 장내 미생물에 의한 SCFA 생성을 촉진한다.

Fig. 3: Metabolic improvement effect of SsEPS intake on high-fat diet (HFD)-induced obesity.

a Bacterial SCFA levels in the culture supernatants of each gut bacterium (n = 6 independent experiments). **P < 0.01. Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. b–e C57BL/6J and Gpr41Gpr43 double-deficient mice were fed an HFD supplemented with 10% cellulose or SsEPS for 12 weeks. Faecal and plasma SCFA levels were measured using GC-MS (b), changes in body and tissue weight (c) Epi, epididymal; peri, perirenal; sub, subcutaneous; WAT, white adipose tissue. (n = 9, 10 independent experiments). **P < 0.01, *P < 0.05. Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. Blood glucose, plasma non-esterified fatty acid (NEFAs) (d), GLP-1 (e), and PYY levels (f) were measured at the end of the experimental period (n = 9, 10 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. NS, not significant. g Daily food intake at 12 weeks of age (n = 5 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. h Expression‎ of Ucp 1 mRNA (n = 10 independent experiments) was measured by RT-qPCR in subcutaneous WAT. Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. i, j Following 24 h of fasting, the mice were fed 0.2 g AIN-93G, containing 50% cellulose or 50% SsEPS, and an intraperitoneal glucose tolerance test was performed 1 h after feeding. Wild-type (n = 10 independent experiments), Gpr41Gpr43 double-deficient (n = 7, 8 independent experiments), ICR (n = 8, 9 independent experiments), and GF-ICR (n = 8 independent experiments) mice were used. **P < 0.01, *P < 0.05 (Mann–Whitney U test). Plasma insulin levels were measured 15 min after intraperitoneal glucose administration. Wild-type (n = 8, 9 independent experiments), Gpr41Gpr43 double-deficient (n = 7, 8 independent experiments), ICR and GF-ICR (n = 8 independent experiments) mice were used. Dunn’s post-hoc test was used for the statistical analysis. Results are presented as means ± standard error of the mean (SE). Source data are provided as a Source Data file.

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We investigated the effects of SsEPS on host energy homeostasis in HFD-induced obese mice. Four-week-old mice were fed an HFD supplemented with either SsEPS or cellulose as non-fermented fibre for 12 weeks. The body weight of the mice fed with SsEPS was markedly lower than that of control mice fed with cellulose during growth (Fig. 3c). Furthermore, the fat mass of the white adipose tissue (WAT) of SsEPS-fed mice was significantly lower than that of the control mice at 16 weeks of age (Fig. 3c). Blood glucose, plasma triglyceride (TG), non-esterified fatty acid (NEFA), and total cholesterol levels in SsEPS-fed mice were significantly lower than those in the cellulose-fed control mice (Fig. 3d and Supplementary Fig. 5a). HFD-induced insulin resistance and impaired glucose tolerance, as assessed by an insulin tolerance test and glucose tolerance test (GTT), respectively, were significantly attenuated in SsEPS-fed mice compared to those in the cellulose-fed control mice (Supplementary Fig. 5b). Additionally, plasma insulin levels were significantly lower, and plasma glucagon like peptide-1 (GLP-1) and peptide YY (PYY) levels, as orexigenic gut hormones11, were significantly higher in SsEPS-fed mice than in cellulose-fed control mice (Fig. 3e, f and Supplementary Fig. 5c). Moreover, the resulting food intake was significantly lower in SsEPS-fed mice than in cellulose-fed control mice (Fig. 3g). GLP-1 was reported to promote brown adipose tissue thermogenesis and the browning of white adipocytes26. The expression‎ of uncoupling protein 1 (UCP1), which is the main factor responsible for thermogenesis27, in subcutaneous WAT was significantly higher in SsEPS-fed mice than in cellulose-fed control mice (Fig. 3h). However, these SsEPS-induced effects, such as the suppression of body and fat weight gain (Fig. 3c), reduced hyperglycemia and hyperlipidemia (Fig. 3d and Supplementary Fig. 5a), increased plasma GLP-1 levels (Fig. 3e), and improved insulin sensitivity (Supplementary Fig. 5b), were sufficiently attenuated in Gpr41Gpr43 double-deficient mice. Dietary fibre-derived gut microbial SCFAs promote the secretion of gut hormone such as GLP-1 through GPR41 and GPR43, thereby maintaining energy homeostasis and glucose metabolism11. Therefore, continuous SsEPS intake improves energy homeostasis.

Additionally, we examined the effects of SsEPS-derived gut microbial SCFAs on glucose homeostasis in the host using the GTT. The administration of SsEPS significantly attenuated the increase in blood glucose levels after glucose administration compared to that in control mice; this effect was abolished in Gpr41Gpr43 double-deficient mice (Fig. 3i). Moreover, the plasma levels of insulin and incretin GLP-1 were higher in SsEPS-administered mice than in control mice after glucose administration. These effects were abolished in Gpr41Gpr43 double-deficient mice (Fig. 3i and Supplementary Fig. 5d). Furthermore, under germ-free (GF) conditions, the SsEPS-induced inhibition of blood glucose elevation and the increase in plasma insulin and GLP-1 levels were abolished (Fig. 3j and Supplementary Fig. 5d). Therefore, SsEPS supplementation improves glucose homeostasis in the host by producing gut microbial SCFAs.

그림 3: 고지방식이(HFD) 유발 비만에 대한 SsEPS 섭취의 대사 개선 효과.

a 각 장내 세균 배양 상청액의 세균성 SCFA 수준 (n = 6 독립 실험). **P < 0.01. 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용함. b–e C57BL/6J 및 Gpr41Gpr43 이중 결핍 마우스에 10% 셀룰로오스 또는 SsEPS를 첨가한 고지방식이(HFD)를 12주간 급여하였다. 분변 및 혈장 내 SCFA 농도는 GC-MS로 측정하였다(b), 체중 및 조직 무게 변화(c) Epi, 부고환; peri, 신장 주위; sub, 피하; WAT, 백색 지방 조직. (n = 9, 10개의 독립 실험) . **P＜0.01, *P＜0.05. 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용함. 혈당, 혈장 비에스테르화 지방산(NEFAs)(d), GLP-1(e), PYY 수준(f)은 실험 기간 종료 시 측정함(n=9, 10개의 독립 실험) . 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용했습니다. NS, 유의하지 않음. g 12주령 시점의 일일 사료 섭취량 (n = 5 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용하였다. h Ucp 1 mRNA 발현량(n = 10 독립 실험)은 피하 백색 지방 조직(WAT)에서 RT-qPCR로 측정하였다. 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용하였다. i, j 24시간 금식 후, 마우스에게 50% 셀룰로오스 또는 50% SsEPS를 함유한 0.2g AIN-93G를 급여하고, 급여 1시간 후 복강 내 포도당 내성 검사를 실시했다. 야생형 (n = 10 독립 실험), Gpr41Gpr43 이중결핍 (n = 7, 8개의 독립 실험), ICR (n = 8, 9개의 독립 실험), GF-ICR (n = 8개의 독립 실험) 마우스를 사용하였다. **P < 0.01, *P < 0.05 (Mann–Whitney U 검정). 복강 내 포도당 투여 15분 후 혈장 인슐린 농도를 측정하였다. 야생형 (n = 8, 9개의 독립 실험), Gpr41Gpr43 이중 결핍 (n = 7, 8개의 독립 실험), ICR 및 GF-ICR (n = 8개의 독립 실험) 마우스를 사용하였다. 통계 분석에는 던(Dunn) 사후 검정을 사용하였다. 결과는 평균 ± 평균의 표준 오차(SE)로 제시된다. 원본 데이터는 Source Data 파일로 제공된다.

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우리는 고지방식이(HFD)로 유발된 비만 마우스에서 SsEPS가 숙주 에너지 항상성에 미치는 영향을 조사했다. 4주령 마우스에게 SsEPS 또는 비발효 섬유질인 셀룰로스를 보충한 HFD를 12주간 급여했다. 성장기 동안 SsEPS를 섭취한 쥐의 체중은 셀룰로오스를 섭취한 대조군 쥐보다 현저히 낮았다(그림 3c). 또한, SsEPS를 섭취한 쥐의 백색 지방 조직(WAT) 지방량은 16주령 시점에서 대조군 쥐보다 유의하게 낮았다(그림 3c). SsEPS를 섭취한 쥐의 혈당, 혈장 트리글리세라이드(TG), 비에스테르화 지방산(NEFA), 총 콜레스테롤 수치는 셀룰로오스를 섭취한 대조군 쥐보다 유의하게 낮았다(그림 3d 및 보충 그림 5a). 인슐린 내성 검사 및 포도당 내성 검사(GTT)로 평가한 고지방식이 유발 인슐린 저항성과 포도당 내성 장애는 각각 셀룰로오스 급여 대조군 마우스에 비해 SsEPS 급여 마우스에서 현저히 완화되었다(보충 그림 5b). 또한, 혈장 인슐린 수치는 현저히 낮았으며, 식욕 촉진성 장 호르몬11로서의 혈장 글루카곤 유사 펩타이드-1(GLP-1) 및 펩타이드 YY (PYY) 수치는 식욕 촉진 장 호르몬11으로서, 셀룰로오스 급여 대조군 마우스보다 SsEPS 급여 마우스에서 유의하게 높았다(그림 3e, f 및 보충 그림 5c). 또한, 결과적으로 SsEPS 급여 마우스의 사료 섭취량은 셀룰로오스 급여 대조군 마우스보다 유의하게 낮았다(그림 3g). GLP-1은 갈색 지방 조직의 열생성과 백색 지방세포의 갈색화를 촉진하는 것으로 보고되었다26. 열생성의 주요 인자인 탈결합 단백질 1(UCP1)의 발현은27, 피하 백색 지방 조직(WAT)에서 셀룰로오스 급여 대조군 마우스에 비해 SsEPS 급여 마우스에서 유의하게 높았다(그림 3h). 그러나 체중 및 지방량 증가 억제(그림 3c), 고혈당 및 고지혈증 감소(그림 3d 및 보충 그림 5a), 혈장 GLP-1 수준 증가(그림 3e), 인슐린 감수성 개선(보충 그림 5b)과 같은 SsEPS에 의한 이러한 효과는 Gpr41Gpr43 이중 결핍 마우스에서 충분히 약화되었습니다. 식이섬유 유래 장내 미생물 단쇄지방산(SCFAs)은 GPR41 및 GPR43을 통해 GLP-1과 같은 장 호르몬 분비를 촉진하여 에너지 항상성과 포도당 대사를 유지한다11. 따라서 지속적인 SsEPS 섭취는 에너지 항상성을 개선한다.

또한, GTT를 통해 SsEPS 유래 장내 미생물 SCFAs가 숙주의 포도당 항상성에 미치는 영향을 조사하였다. SsEPS 투여는 대조군 마우스에 비해 포도당 투여 후 혈당 상승을 현저히 완화시켰으며, 이 효과는 Gpr41Gpr43 이중 결핍 마우스에서는 소멸되었다(그림 3i). 또한 포도당 투여 후 SsEPS 투여 마우스의 혈장 인슐린 및 인크레틴 GLP-1 수치는 대조군보다 높았다. 이러한 효과는 Gpr41Gpr43 이중 결핍 마우스에서는 사라졌다(그림 3i 및 보충 그림 5d). 또한 무균(GF) 조건에서는 SsEPS에 의한 혈당 상승 억제 및 혈장 인슐린과 GLP-1 수치 증가 효과가 사라졌다(그림 3j 및 보충 그림 5d). 따라서 SsEPS 보충은 장내 미생물 SCFA를 생성하여 숙주의 포도당 항상성을 개선한다.

Change in host gut microbiota by SsEPS

Continuous SsEPS intake markedly increased SCFA levels in the faeces and plasma (Fig. 3b). Given the pivotal role of SCFAs in the beneficial effects of SsEPS on the host, we investigated the changes in the gut microbial composition mediated by SsEPS and identified the gut microbes related to SCFA production. 16S rRNA amplicon sequencing showed that SsEPS supplementation altered the relative abundances of the major phyla in the gut microbiota (Fig. 4a). Notably, the abundances of Bacteroidota and Verrucomicrobiota were significantly increased, while that of Firmicutes was significantly decreased in SsEPS-fed mice (Fig. 4a). The effect of SsEPS on the gut microbiome was confirmed by the hierarchical clustering of individual families (Fig. 4b). These changes in the gut microbiota after SsEPS intake were associated with the abundance of several families of gut microbes (Fig. 4b). Subsequently, a correlation analysis between gut microbes and SCFAs performed by comparing these gut microbes at the genus level (Fig. 4c) showed high correlation coefficients for Bacteroidales S24-7, including Muribaculum, Paramuribaculum, Duncaniella, and Bacteroides (Fig. 4d). In addition, the abundance of five species that efficiently produced SCFAs during in vitro gut microbe monoculture (Fig. 3a) significantly increased after SsEPS supplementation (Fig. 4e). As shown by the shotgun metagenomic sequencing data, SsEPS uptake was associated with the carbohydrate metabolic pathway according to Gene Ontology (GO) enrichment analysis (Supplementary Fig. 6). Furthermore, glycolytic pathway analysis showed that SsEPS intake increased levan and glucan degradation and SCFA synthesis (Fig. 4f). Thus, SsEPS intake contributes to the production of SCFAs via the polysaccharide catabolic cascade of members of the Bacteroidales S24-7 group and the genus Bacteroides.

SsEPS에 의한 숙주 장내 미생물군 변화

지속적인 SsEPS 섭취는 분변 및 혈장 내 SCFA 수준을 현저히 증가시켰다(그림 3b). SsEPS의 숙주에 대한 유익한 효과에서 SCFA의 핵심적 역할을 고려하여, 우리는 SsEPS에 의해 매개되는 장내 미생물 구성 변화를 조사하고 SCFA 생산과 관련된 장내 미생물을 확인하였다. 16S rRNA 앰플리콘 시퀀싱 결과, SsEPS 보충은 장내 미생물 군집의 주요 문(門)의 상대적 풍부도를 변화시켰다(그림 4a). 특히, SsEPS를 섭취한 마우스에서는 Bacteroidota와 Verrucomicrobiota의 풍부도가 유의하게 증가한 반면, Firmicutes의 풍부도는 유의하게 감소했다(그림 4a). 개별 과(科)에 대한 계층적 클러스터링을 통해 SsEPS가 장내 미생물군집에 미치는 영향이 확인되었다(그림 4b). SsEPS 섭취 후 장내 미생물군집의 이러한 변화는 여러 장내 미생물 과(科)의 풍부도와 연관되었다(그림 4b) . 이후 속 수준에서 비교한 장내 미생물과 SCFA 간의 상관 분석(그림 4c)에서 Muribaculum, Paramuribaculum, Duncaniella, Bacteroides를 포함한 Bacteroidales S24-7과 높은 상관 계수를 보였다 (그림 4d). 또한, 시험관 내 장내 미생물 단일 배양 시 SCFA를 효율적으로 생산한 5종(그림 3a)의 풍부도가 SsEPS 보충 후 유의하게 증가하였다(그림 4e). 샷건 메타게놈 시퀀싱 데이터에 따르면, SsEPS 섭취는 유전자 온톨로지(GO) 농축 분석에 따라 탄수화물 대사 경로와 연관성이 있었다(보충 그림 6). 또한, 당분해 경로 분석 결과 SsEPS 섭취는 레반 및 글루칸 분해와 SCFA 합성을 증가시켰다(그림 4f). 따라서 SsEPS 섭취는 Bacteroidales S24-7 군 및 Bacteroides 속 구성원의 다당류 분해 연쇄를 통해 SCFA 생산에 기여한다.

Fig. 4: Identification of gut bacterial SCFAs production pathway by SsEPS intake.

Gut microbial composition was eval‎uated to perform principal coordinate analysis and determine the relative abundance at the phylum level (a), with a heatmap of the bacterial domain at the family level (b) and genus level (c) (n = 10 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. d Spearman’s rank correlation between the levels of the main contributing bacterial genera and faecal short-chain fatty acids (SCFAs) in high-fat diet (HFD)-fed mice supplemented with cellulose versus HFD-fed mice supplemented with SsEPS. e SsEPS-utilising Bacteroides and Bacteroidales S24-7 group species were detected by qPCR (n = 10 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. f EPS degradation, SCFA synthesis, and glycolysis pathways were compared between cellulose- and SsEPS-fed mice in shotgun metagenomic sequencing analysis (n = 5 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. Results are presented as means ± standard error of the mean (SE). Source data are provided as a Source Data file.

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Amelioration of sucrose-induced metabolic dysfunction by S. salivarius

S. salivarius and SsEPS were detected in human faeces but not in mouse faeces (Fig. 1a). While Bacteroides and Bacteroidales S24-7 groups are SCFA producers upon SsEPS intake in mice, the Bacteroidales S24-7 group is not dominant in humans28. Therefore, we generated an EPS-non-producing S. salivarius strain (Supplementary Fig 7a–f) and performed a co-transfer experiment with B. ovatus and B. thetaiotaomicron, confirm‎ing their intestinal colonisation (Supplementary Fig. 8a–c). We found that faecal EPS levels were sufficiently higher in S. salivarius-colonised and S. salivarius- and Bacteroides-co-colonised mice but not in Bacteroides-colonised mice after drinking 20% sucrose than in EPS-non-producing S. salivarius-colonised and GF mice (Fig. 5a and Supplementary Fig. 8d). Faecal acetate and propionate levels were markedly higher only in S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice. Conversely, butyrate levels were similar between these groups (Fig. 5b). Butyrate production by SsEPS intake (Fig. 3b) was hardly reflected in gnotobiotic experiments, possibly because of the interaction of other gut microbes besides Bacteroides. In contrast, these changes were not exhibited in mice colonised by EPS-non-producing S. salivarius (Supplementary Fig. 8d). Thus, S. salivarius produces EPS, and Bacteroides produces SCFAs from SsEPS in the gut.

그림 4: SsEPS 섭취에 의한 장내 세균 SCFA 생산 경로 규명.

장내 미생물 구성을 평가하여 주좌표 분석을 수행하고 문(門) 수준에서의 상대적 풍부도를 확인하였으며(a), 가족(科) 수준(b) 및 속(屬) 수준(c)에서의 세균 도메인 히트맵을 제시하였다(n = 10개의 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용하였다. d 셀룰로오스 보충 고지방식이(HFD) 마우스와 SsEPS 보충 HFD 마우스에서 주요 기여 세균 속과 분변 단쇄지방산(SCFA) 농도 간 스피어먼 순위 상관관계. e qPCR로 검출된 SsEPS 이용 Bacteroides 및 Bacteroidales S24-7 군 종 (n = 10 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용했습니다. f EPS 분해, SCFA 합성 및 당분해 경로는 셀룰로오스 및 SsEPS를 섭취한 마우스 간에 샷건 메타게놈 시퀀싱 분석을 통해 비교했습니다 (n = 5 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용했다. 결과는 평균 ± 평균의 표준 오차(SE)로 제시한다. 원본 데이터는 Source Data 파일로 제공된다.

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S. salivarius에 의한 자당 유발 대사 기능 장애 개선

S. salivarius 및 SsEPS는 인간 분변에서 검출되었으나 쥐 분변에서는 검출되지 않았다(그림 1a). 쥐에서 SsEPS 섭취 시 Bacteroides 및 Bacteroidales S24-7 군이 SCFA 생산자이지만, 인간에서는 Bacteroidales S24-7 군이 우세하지 않다28. 따라서 우리는 EPS를 생성하지 않는 S. salivarius 균주(보충 그림 7a–f)를 생성하고, B. ovatus 및 B. thetaiotaomicron과의 공동 이식 실험을 수행하여 이들 균주의 장내 정착을 확인했습니다(보충 그림 8a–c). 우리는 20% 수크로스를 섭취한 후, 분변 EPS 수준이 EPS 비생산성 S. salivarius 식민화 및 GF 마우스에 비해 S. salivarius 식민화 및 Bacteroides 공동 식민화 마우스에서 충분히 높았지만, Bacteroides 식민화 마우스에서는 그렇지 않다는 것을 발견했습니다(그림 5a 및 보충 그림 8d). 분변 아세테이트 및 프로피오네이트 수준은 S. salivarius와 Bacteroides가 공생한 마우스에서만 현저히 높았다. 반면 부티레이트 수준은 이들 그룹 간 유사했다(그림 5b). SsEPS 섭취에 의한 부티레이트 생성(그림 3b)은 무균생물 실험에서 거의 반영되지 않았는데, 이는 Bacteroides 외 다른 장내 미생물과의 상호작용 때문일 수 있다. 반면, EPS를 생성하지 않는 S. salivarius로 식민화된 마우스에서는 이러한 변화가 나타나지 않았다(보충 그림 8d). 따라서 S. salivarius는 EPS를 생성하며, Bacteroides는 장내에서 SsEPS로부터 SCFA를 생성한다.

Fig. 5: Improvement of sucrose-induced metabolic function in S. salivarius colonised mice.

Germ-free (GF) and colonised mice were generated and consumed sterilised water containing 20% sucrose. a Faecal EPS was measured by HPLC (n = 10, 10, 8, 10, 10, 8 independent experiments). Dunn’s post-hoc test was used statistical analysis. b Faecal SCFA levels were measured by GC/MS (n = 10, 9, 8, 10, 10, 8 independent experiments). Dunn’s post-hoc test was used for the statistical analysis. c After colonisation, an intraperitoneal GTT was performed (n = 8, 7, 10, 9, 6, 6 independent experiments). Dunn’s post-hoc test was used for the statistical analysis. d Plasma insulin (left; n = 8, 9, 10, 7, 9, 7, 7 independent experiments) and GLP-1 (right; n = 7, 8, 8, 7, 9, 7, 7 independent experiments) levels were measured 15 min after intraperitoneal glucose administration Dunn’s post-hoc test was used for the statistical analysis. e–k After colonisation, the mice were fed an AIN-93G diet or high-fat diet (HFD) for 9 weeks. e Experimental scheme for the gnotobiotic analysis. Changes in body and tissue weights (f) and blood glucose (g) (n = 10, 10, 8, 8, 8, 8 independent experiments) under an AIN-93G diet feeding with 20% sucrose drinking water. **P < 0.01, * P < 0.05, compared between Bo+Bt and Ss+Bo+Bt mice. ## P < 0.01, # P < 0.05, compared between Ss+Bo+Bt and Ss (Mut)+Bo+Bt mice. Dunn’s post-hoc test was used for the statistical analysis. h Plasma GLP-1 (n = 7, 7, 8, 8, 8, 8 independent experiments) levels were measured at the end of the experimental period. Dunn’s post-hoc test was used for the statistical analysis. Changes in body and tissue weights under HFD feeding (i), blood glucose ( j ) and plasma GLP-1 and insulin (k) levels were measured at the end of the experimental period (n = 5, 8, 8, 9, 9 independent experiments). Dunn’s post-hoc test was used for the statistical analysis. Results are presented as means ± standard error of the mean (SE). Source data are provided as a Source Data file.

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Two weeks after colonisation, glucose clearance, as assessed using an intraperitoneal GTT (ipGTT) in S. salivarius- and Bacteroides-co-colonised mice, notably improved between co-colonised groups (Fig. 5c). Plasma insulin and GLP-1 levels after glucose administration were significantly higher in S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice than in S. salivarius or Bacteroides-colonised mice (Fig. 5d). Although plasma GLP-1 levels in GF mice (~10 pM)29,30 were elevated, GLP-1 levels under this GF condition (Fig. 5d) were even higher (~20 pM) than those in the general GF condition. Prolonged sucrose consumption may influence basal GLP-1 levels, and this may mean that differences in host sugar sensitivity also influence GLP-1 secretion independently from commensal bacteria, although the precise mechanism is still unclear. On the other hand, these effects were not observed in mice colonised by EPS-non-producing S. salivarius and Bacteroides-colonised mice (Fig. 5c, d). Moreover, we examined the effects of S. salivarius and Bacteroides co-colonisation on host energy homeostasis in a sucrose-treated or HFD-induced obese mouse model (Fig. 5e). The body weight of S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice was markedly lower than that of other colonised mice during growth (Fig. 5f). Additionally, the WAT fat mass was notably lower in S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice than in the EPS-non-producing S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice at 16 weeks of age (Fig. 5f). The blood glucose, plasma TG, and NEFA levels of S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice were markedly lower than those of EPS-non-producing S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice (Fig. 5g and Supplementary Fig. 8e). Furthermore, plasma GLP-1 and insulin levels were significantly higher in S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice than in EPS-non-producing S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice (Fig. 5h and Supplementary Fig. 8f). Additionally, under HFD treatment, both body weight and WAT fat mass, blood glucose levels, and plasma insulin levels were significantly lower, and plasma GLP-1 levels were significantly higher, in S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice than in EPS-non-producing S. salivarius and Bacteroides-co-colonised mice (Fig. 5i–k, and Supplementary Fig. 8g, h). Conversely, among the glucose- or fructose-treated mice, S. salivarius-colonised mice did not show an increase in faecal EPS levels (Supplementary Fig. 8i). Therefore, S. salivarius and Bacteroides-co-colonisation improved the metabolic state of the host upon sucrose intake.

Finally, we investigated the effects of S. salivarius on host energy homeostasis using a mouse model with a gut microbiome culture-collection from human faeces. In this experiment, 7-week-old mice colonised with S. salivarius-dominant [Ss (+)] or S. salivarius-non-dominant human gut microbiota [Ss (-)] were fed HFDs containing a sugar type (sucrose, glucose, or fructose) for 9 weeks (Fig. 6a and Supplementary Fig. 9a–c). In cultured faecal microbiota transplantation (FMT) experiments, faecal SCFAs and EPS levels of [Ss (+)]-colonised mice with sucrose replacement were significantly higher than those of [Ss (-)]-colonised mice with sucrose replacement, and also higher than those of mice with glucose or fructose replacement (Fig. 6b, c). The number of S. salivarius, B. ovatus and B. thetaiotaomicron was also sufficiently increased in [Ss (+)]-colonised mice with sucrose replacement than in [Ss (-)]-colonised mice with sucrose, glucose, or fructose replacement (Fig. 6d). The body weight of [Ss (+)]-colonised mice treated with sucrose was markedly lower than that of [Ss (-)]-colonised mice treated with sucrose during growth, whereas it was similar between [Ss (+)]- and [Ss (-)]-colonised mice replaced with glucose or fructose (Fig. 6e). Additionally, WAT fat mass was significantly lower in [Ss (+)]-colonised mice with sucrose replacement than in [Ss (-)]-colonised mice with sucrose replacement, but not in those with glucose or fructose replacement, at 16 weeks of age (Fig. 6f). The blood glucose levels of [Ss (+)]-colonised mice with sucrose replacement were significantly lower than those of [Ss (-)]-colonised mice with sucrose replacement but not those of glucose- or fructose-treated colonised mice (Fig. 6g). Furthermore, plasma GLP-1 levels were significantly higher in [Ss (+)]-colonised mice treated with sucrose replacement than in [Ss (-)]-colonised mice treated with sucrose (Fig. 6h). Thus, S. salivarius-dominant human gut microbiota efficiently ameliorated sucrose-induced metabolic dysfunction.

그림 5: S. salivarius 식민화 마우스에서 자당 유발 대사 기능 개선.

무균(GF) 및 식민지화 마우스를 생성하고 20% 수크로오스가 포함된 살균수를 섭취하게 했다. a 분변 내 EPS는 HPLC로 측정하였다(n = 10, 10, 8, 10, 10, 8 독립 실험). 통계 분석에는 던(Dunn) 사후 검정을 사용하였다. b 분변 내 SCFA 수준은 GC/MS로 측정하였다(n = 10, 9, 8, 10, 10, 8 독립 실험) 통계 분석에는 던(Dunn) 사후 검정을 사용하였다. c 식민화 후 복강 내 GTT를 수행하였다(n = 8, 7, 10, 9, 6, 6 독립 실험). 통계 분석에는 던(Dunn) 사후 검정을 사용하였다. d 복강 내 포도당 투여 15분 후 혈장 인슐린(왼쪽; n = 8, 9, 10, 7, 9, 7, 7 독립 실험) 및 GLP-1(오른쪽; n = 7, 8, 8, 7, 9, 7, 7 독립 실험) 농도를 측정하였다. 통계 분석에는 Dunn의 사후 검정을 사용하였다. e–k 정착 후, 마우스들은 9주간 AIN-93G 식이 또는 고지방 식이(HFD)를 공급받았다. e 무균생물 분석을 위한 실험 설계. AIN-93G 사료 공급 및 20% 자당 음용수 조건 하에서 체중 및 조직 무게 변화(f)와 혈당 변화(g) (n = 10, 10, 8, 8, 8, 8 독립 실험). **P＜0.01, * P＜0.05, Bo+Bt 마우스와 Ss+Bo+Bt 마우스 간 비교. ## P＜0.01, # P＜0.05, Ss+Bo+Bt 마우스와 Ss (Mut)+Bo+Bt 마우스 간 비교. 통계 분석에는 던(Dunn) 사후 검정을 사용함. h 혈장 GLP-1 (n = 7, 7, 8, 8, 8, 8 독립 실험) 수치는 실험 기간 종료 시점에 측정되었습니다. 통계 분석에는 던(Dunn) 사후 검정을 사용했습니다. 고지방식(HFD) 급여 하에서의 체중 및 조직 무게 변화(i), 혈당( j ) 및 혈장 GLP-1 및 인슐린(k) 수치는 실험 기간 종료 시점에 측정했습니다(n = 5, 8, 8, 9, 9 독립 실험). 통계 분석에는 던(Dunn) 사후 검정을 사용했습니다. 결과는 평균 ± 평균 표준 오차(SE)로 제시된다. 원본 데이터는 Source Data 파일로 제공된다.

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정착 2주 후,

S. salivarius 및 Bacteroides 공동 정착 마우스에서

복강 내 포도당 내성 검사(ipGTT)를 통해 평가한 포도당 제거율은

공동 정착 그룹 간에 현저히 개선되었다(그림 5c).

포도당 투여 후 혈장 인슐린 및 GLP-1 수치는

S. salivarius 또는 Bacteroides 단독 식민화 마우스보다

S. salivarius 및 Bacteroides 공동 식민화 마우스에서 유의하게 높았다(그림 5d).

무균(GF) 마우스의 혈장 GLP-1 수준(~10 pM)29,30은 상승했지만,

이 무균 조건(GF) 하에서의 GLP-1 수준(그림 5d)은 일반 무균 조건보다 더 높았습니다(~20 pM).

장기간의 자당 섭취는 기초 GLP-1 수치에 영향을 미칠 수 있으며,

이는 숙주의 당 민감도 차이가 공생 세균과 무관하게 GLP-1 분비에도 영향을 미칠 수 있음을 시사하나,

정확한 기전은 아직 불분명하다.

반면, 이러한 효과는 EPS 비생성 S. salivarius가 정착한 마우스와 Bacteroides가 단독 정착한 마우스에서는 관찰되지 않았다(그림 5c, d). 또한, 당분 처리 또는 고지방식(HFD)으로 유발된 비만 마우스 모델에서 S. salivarius와 Bacteroides의 공동 정착이 숙주의 에너지 항상성에 미치는 영향을 조사했습니다(그림 5e). 성장 기간 동안 S. salivarius와 Bacteroides가 공동 정착된 마우스의 체중은 다른 미생물 군집을 가진 마우스보다 현저히 낮았습니다(그림 5f) . 또한, 16주령 시점에서 S. salivarius 및 Bacteroides 공동 정착 마우스의 WAT 지방량은 EPS 비생산성 S. salivarius 및 Bacteroides 공동 정착 마우스에 비해 현저히 낮았다(그림 5f). S. salivarius 및 Bacteroides 공동 정착 마우스의 혈당, 혈장 TG, 및 NEFA 수치는 EPS 비생성 S. salivarius 및 Bacteroides 공공생 마우스보다 현저히 낮았다(그림 5g 및 보충 그림 8e). 또한, S. salivarius 및 Bacteroides가 공생한 생쥐의 혈장 GLP-1 및 인슐린 수치는 EPS 비생성 S. salivarius 및 Bacteroides가 공생한 생쥐보다 유의하게 높았다(그림 5h 및 보충 그림 8f). 더불어, 고지방식이(HFD) 처리 하에서 체중과 백색 지방 조직(WAT) 지방량, 혈당 수치, 혈장 인슐린 수치가 유의하게 낮았으며, 혈장 GLP-1 수치는 유의하게 높았다(그림 5i–k 및 보충 그림 8g, h). 반대로, 포도당 또는 과당 처리 마우스 중 S. salivarius가 공생한 마우스는 분변 EPS 수준 증가를 보이지 않았다(보충 그림 8i). 따라서 S. salivarius와 Bacteroides의 공생은 자당 섭취 시 숙주의 대사 상태를 개선했다.

마지막으로,

인간 분변에서 배양-수집한 장내 미생물군집을 가진 마우스 모델을 사용하여

S. salivarius가 숙주의 에너지 항상성에 미치는 영향을 조사하였다.

이 실험에서,

S. salivarius 우점군 [Ss (+)] 또는 S. salivarius -비우세 인간 장내 미생물군집 [Ss (-)]을 공생시킨 생쥐에게

9주간 설탕 유형(자당, 포도당 또는 과당)이 포함된 고지방식이(HFD)를 급여하였다(그림 6a 및 보충그림 9a–c).

배양된 분변 미생물군 이식(FMT) 실험에서, 자당 대체를 받은 [Ss (+)] 식민지 마우스의 분변 SCFA 및 EPS 수준은 자당 대체를 받은 [Ss (-)] 식민지 마우스보다 현저히 높았으며, 포도당 또는 과당 대체를 받은 마우스보다도 높았다(그림 6b, c). S. salivarius, B. ovatus 및 B. thetaiotaomicron의 개체 수도 자당 대체를 받은 [Ss (+)] 식민지 마우스에서 자당, 포도당 또는 과당 대체를 받은 [Ss (-)] 식민지 마우스보다 충분히 증가했습니다(그림 6d). 자당을 투여받은 [Ss (+)] 식민지 마우스의 체중은 성장기 동안 자당을 투여받은 [Ss (-)] 식민지 마우스보다 현저히 낮았으나, 포도당 또는 과당을 대체한 [Ss (+)] 및 [Ss (-)] 식민지 마우스 간에는 유사했습니다(그림 6e). 또한, 16주령 시점에서 [Ss (+)]-식민지화 마우스의 백색 지방 조직(WAT) 지방량은 자당 대체군에서 [Ss (-)]-식민지화 마우스의 자당 대체군보다 유의하게 낮았으나, 포도당 또는 과당 대체군에서는 그러하지 않았다(그림 6f). 자당 대체를 받은 [Ss (+)]-식민지화 마우스의 혈당 수치는 [Ss (-)] 식민지화 마우스보다 유의하게 낮았으나, 포도당 또는 과당 처리 식민지화 마우스의 혈당 수치와는 차이가 없었다(그림 6g). 또한, [Ss (+)] 식민지화 마우스에서 자당 대체 처리를 한 경우 혈장 GLP-1 수치가 [Ss (-)] 식민지화 마우스에서 자당 대체 처리를 한 경우보다 유의하게 높았다(그림 6h).

따라서

S. salivarius 우점 인간 장내 미생물 군집은

자당 유발 대사 기능 장애를 효과적으로 개선하였다.

Fig. 6: Improvement of sucrose-induced metabolic function in S. salivarius dominant human gut microbiota culture-colonised mice.

a–h S. salivarius-dominant [Ss (+)] or -nondominant human gut microbiota culture colonised [Ss (-)] mice were generated from GF mice through transplantation with human faecal culture solution and fed a high-fat diet supplemented with sugars (sucrose, glucose, or fructose). a Experimental scheme for faecal microbiota transplantation experiment. Faecal total SCFAs (b) and EPS (c) were measured by GC/MS and HPLC. (n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. d Faecal S. salivarius, B. ovatus, and B. thetaiotaomicron were detected by qPCR (n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. e, f Changes in body and tissue weight (n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. Blood glucose (g) and plasma GLP-1 (h) levels were measured at the end of the experimental period (n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 independent experiments). Two-tailed Mann–Whitney U test was used for the statistical analysis. Results are presented as means ± standard error of the mean (SE). Source data are provided as a Source Data file.

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Discussion

Commensal bacteria affect host energy homeostasis by producing various metabolites from host carbohydrate intake via glycometabolism. However, its exact mechanism of action remains unclear. In this study, we found that gut microbes prevent host obesity through excess dietary sucrose intake via the exopolysaccharide (EPS)–SCFA–carbohydrate metabolism axis and identified S. salivarius as a unique anti-obesity commensal bacterium (Fig. 7).

그림 6: S. salivarius 우점 인간 장내 미생물 군집 배양으로 식민화된 마우스에서 자당 유발 대사 기능 개선.

a –h S. salivarius 우점 [Ss (+)] 또는 비우점 인간 장내 미생물군 배양 [Ss (-)] 마우스는 무균 마우스에 인간 분변 배양액을 이식하여 생성되었으며, 설탕(자당, 포도당 또는 과당)이 첨가된 고지방 식이를 공급받았다 . a 분변 미생물군집 이식 실험 설계도. 분변 내 총 SCFA(b) 및 EPS(c)는 GC/MS 및 HPLC로 측정함. (n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용했다. d 분변 내 S. salivarius, B. ovatus 및 B. thetaiotaomicron은 qPCR로 검출했다(n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용했다. e, f 체중 및 조직 무게 변화 (n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 독립 실험). 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용했습니다. 혈당 (g) 및 혈장 GLP-1 (h) 수치는 실험 기간 종료 시 측정했습니다 (n = 7, 7, 5, 7, 5, 7 독립 실험) . 통계 분석에는 양측 Mann–Whitney U 검정을 사용했습니다. 결과는 평균 ± 평균의 표준 오차(SE)로 제시됩니다. 원본 데이터는 Source Data 파일로 제공됩니다.

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토론

공생 세균은

당대사 과정을 통해 숙주의 탄수화물 섭취로부터

다양한 대사 산물을 생성함으로써 숙주의 에너지 항상성에 영향을 미칩니다.

그러나

그 정확한 작용 기전은 아직 명확하지 않습니다.

본 연구에서는 장내 미생물이

과도한 식이 자당 섭취를 통해

외부 다당류(EPS)-단쇄지방산(SCFA)-탄수화물 대사 축을 통해

숙주 비만을 예방한다는 사실을 발견했으며,

S. salivarius를 독특한 항비만 공생균으로

확인하였다(그림 7).

Fig. 7: Schematic representation. Sucrose-preferring gut microbes prevent host obesity by producing exopolysaccharides.

Gut microbes prevent host obesity through excess dietary sucrose intake via the exopolysaccharide (EPS)–short-chain fatty acid (SCFA)–carbohydrate metabolism axis and identified S. salivarius as a unique anti-obesity commensal bacterium.

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In the first screening, we identified commensal S. salivarius as a high-EPS-producing bacterium in human donors, as all other high-EPS-producing bacteria were mainly detected in fermented foods23,24. Additionally, while other human gut microbes may produce different EPS, S. salivarius, being the dominant EPS-producing bacterium in the gut microbiota, can produce large amounts of EPS from sucrose, suggesting that host sucrose intake affects the production of SCFAs via SsEPS. Although our study demonstrated that SsEPS was metabolised to SCFAs by gut microbes, thereby affecting host metabolic conditions, it is possible that EPS itself directly affects host physiological functions or that SCFAs affect the host in a receptor-independent manner, such as through de novo metabolic function via SCFA transporters and histone deacetylase inhibition31,32. Moreover, differences in S. salivarius strains may affect the EPS structure and production. Our findings indicate an inverse correlation between S. salivarius occupancy and obesity in a Japanese population. However, further research is necessary to clarify the contribution of S. salivarius to the human gut microbiota, considering that race, region, dietary habits, and lifestyle remarkably influence microbial composition. Continued investigation is required to clarify the relationship between human homeostasis and microbial EPS production, particularly the role of S. salivarius, which uniquely synthesises EPS from sucrose but not from glucose or fructose.

As a facultatively anaerobic lactic acid bacterium, S. salivarius preferentially inhabits the small intestine, in contrary to most other gut microbes, which inhabit the colon. This preference is because sucrose, a disaccharide composed of glucose and fructose, is digested by host sucrase into its constituent monosaccharides, which are absorbed in the small intestine. Therefore, S. salivarius competes with host sucrose digestion in the small intestine and inhibits the absorption of monosaccharides by the host. Furthermore, SsEPS, an indigestible polysaccharide produced from sucrose by S. salivarius, is not digested by host enzymes; Bacteroides species utilise it to produce SCFAs in the gut. The produced SCFAs contribute to the metabolic health of the host. Therefore, S. salivarius and EPS may partly contribute to metabolic improvement and high SCFA production by α-glucosidase inhibitors33,34. On the other hand, S. salivarius is also a commensal bacterium abundantly found in the oral cavity. Some reports indicate that the use of proton pump inhibitors may promote the intestinal colonisation of oral bacteria, including S. salivarius35, and this is associated with gut dysbiosis and metabolic disorders, particularly liver-related disease36,37 rather than leading to metabolic improvements. However, it is important to note that despite this finding, the presence of S. salivarius itself has not been definitively identified as the risk factor for liver disease. Additionally, it remains unclear whether the presence of S. salivarius is a cause or effect of such conditions. Thus, the metabolic benefits observed in our studies attributed to S. salivarius may still occur in this context. Nevertheless, regarding the use of S. salivarius as a probiotic, further investigation into its potential adverse effects, beyond EPS-mediated beneficial actions, is warranted.

S. salivarius may serve as a useful biomarker for resistance to obesity induced by high sugar (sucrose) intake, based on our findings, which have identified this commensal bacterium as possessing anti-obesity properties through the analysis of human donor samples. Our experimental results indicated a trend toward lower S. salivarius preval‎ence in donors with obesity. This finding suggests that individuals with lower levels of S. salivarius may be less resistant to sucrose-induced obesity. Alternatively, it is possible that environmental factors disrupt gut microbiota homeostasis, inhibiting the growth of S. salivarius and thereby contributing to obesity. Consequently, strategies to increase the proportion of S. salivarius in the gut—such as those using probiotics or prebiotics—may offer a new therapeutic approach to prevent sucrose-induced obesity.

Additionally, S. salivarius produces substantial amounts of EPS under high-sucrose conditions. This EPS production mediates the beneficial effects observed in obese mice fed a sucrose-replaced HFD and under sucrose imbibement, suggesting that S. salivarius acts as a probiotic indirectly through its prebiotic EPS production. However, our FMT experiments used a gut microbiome culture from human faeces that may not completely reflect the human gut microbiome. Additionally, our gnotobiotic experiments cannot partially deny the species-unspecified effect of host body weight gain reduction. Therefore, further studies are needed to clarify the relationship between EPS production and host metabolic contribution by gut microbiota. Although some reports demonstrate metabolic detriments of fructose intake38,39, such effects were not clearly observed in our sugar replacement experiments when compared with those of glucose and sucrose replacement. However, studies investigating fructose-induced metabolic dysregulation generally use high-sugar intake models. Some studies using normal fructose levels, including the present study report minimal effects of fructose40,41, suggesting that the moderate amount of this sugar used in our experiments, as opposed to the high levels used in other studies, might explain the lack of observed detriment effects of fructose intake on host metabolism. Additionally, under induced metabolic abnormalities through a high-sucrose diet, the metabolic dysfunctions typically observed with fructose might be mitigated. In particular, because the fructose component of sucrose is converted into indigestible polysaccharides, such as fructan, by S. salivarius, the detrimental metabolic effects of fructose produced from sucrose by host digestion may be bypassed. Consequently, S. salivarius may represent a novel synbiotic that combines both its probiotic and prebiotic properties, particularly in the context of typical human sucrose consumption. However, our research on the benefits of EPS has mainly been conducted in murine models, and further studies are needed to establish their relevance to human physiology.

In the present study, we demonstrated that commensal bacteria selectively confer obesity tolerance to their hosts through bacterial glycometabolism. Indigestible polysaccharides play a critical role in regulating the host gut environment and homeostasis by modulating gut microbiota5,7,10. These findings suggest a fundamental mechanism underlying the interplay among diet, host, and commensal bacteria for energy homeostasis via host and commensal glycometabolism and gut microbial EPS production. Additionally, they contribute to the development of breakthrough approaches to combat the effects of high-sugar intake in modern dietary habits and prevent lifestyle diseases such as obesity by promoting S. salivarius colonisation via probiotic functional foods or dietary supplements and tailoring the prebiotic use of EPS as a dietary fibre. EPS has diverse polysaccharide structures, monosaccharide components, main-chain lengths, and branching22,42. Moreover, constructing a whole-gut-microbiota metabolic pathway map to identify and analyse polysaccharide-synthesising enzymes beyond SsEPS, such as glycosyltransferases and levansucrase, may elucidate bacterial groups capable of producing several EPS species, which could serve as more robust biomarkers than S. salivarius alone. Furthermore, using metagenomic analysis to identify these groups under similar environmental conditions, we could pinpoint microbial clusters with specific co-occurring genes for specific EPS production. Analysing the association between the expression‎ of these genes and EPS production would enable us to derive novel and robust biomarkers for myriad host disorders, promoting tailored approaches to lifestyle diseases.

장내 미생물은 과도한 식이 자당 섭취를 통해 외부 다당류(EPS)-단쇄지방산(SCFA)-탄수화물 대사 축을 통해 숙주의 비만을 예방하며, S. salivarius를 독특한 항비만 공생균으로 확인하였다.

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첫 번째 선별 과정에서,

우리는 공생균 S. salivarius를 인간 기증자에서 고(高) EPS 생산 세균으로 확인했는데,

다른 모든 고(高) EPS 생산 세균은 주로 발효 식품에서 검출되었기 때문이다23,24.

또한, 다른 인간 장내 미생물들은 서로 다른 EPS를 생산할 수 있지만,

S. salivarius는

장내 미생물군집에서 우세한 EPS 생산균으로서,

자당으로부터 다량의 EPS를 생산할 수 있어

숙주의 자당 섭취가 SsEPS를 통한 SCFA 생산에 영향을 미칠 수 있음을 시사한다.

본 연구는

SsEPS가 장내 미생물에 의해 SCFA로 대사되어

숙주의 대사 상태에 영향을 미친다는 점을 입증했으나,

EPS 자체가 숙주의 생리 기능에 직접 영향을 미치거나

SCFA가 SCFA 수송체 및 히스톤 탈아세틸화효소 억제를 통한

신규 대사 기능과 같은 수용체 독립적 방식으로 숙주에 영향을 미칠 가능성도 있다31,32.

또한

S. salivarius 균주의 차이는

EPS 구조 및 생산량에 영향을 미칠 수 있다.

본 연구 결과는

일본인 집단에서 S. salivarius 점유율과 비만 사이에 역상관 관계가 있음을 시사한다.

그러나

인종, 지역, 식습관, 생활 방식이 미생물 구성에 현저한 영향을 미친다는 점을 고려할 때,

S. salivarius가 인간 장내 미생물군집에 기여하는 정도를 명확히 하기 위해서는

추가 연구가 필요하다.

인간 항상성과 미생물 EPS 생산 간의 관계,

특히 포도당이나 과당보다는 설탕으로부터 EPS를 특이적으로 합성하는

S. salivarius의 역할을 규명하기 위한 지속적인 연구가 필요하다.

선택적 혐기성 유산균인 S. salivarius는 대장(결장)에 서식하는 대부분의 다른 장내 미생물과 달리 소장에 우선적으로 서식한다. 이러한 선호는 포도당과 과당으로 구성된 이당류인 자당이 숙주의 자당분해효소에 의해 구성 단당류로 분해되어 소장에서 흡수되기 때문이다. 따라서 S. salivarius는 소장에서 숙주의 자당 소화 과정과 경쟁하며 숙주의 단당류 흡수를 억제한다. 또한 S. salivarius가 자당으로부터 생성하는 소화 불가능한 다당류인 SsEPS는 숙주 효소에 의해 분해되지 않으며, Bacteroides 종이 이를 이용해 장내에서 SCFA를 생산한다. 생성된 SCFA는 숙주의 대사 건강에 기여한다. 따라서 S. salivarius와 EPS는 α-글루코시다아제 억제제에 의한 대사 개선 및 높은 SCFA 생산에 부분적으로 기여할 수 있다33,34. 반면, S. salivarius는 구강 내 풍부하게 존재하는 공생균이기도 하다. 일부 보고에 따르면, 프로톤 펌프 억제제 사용은 S. salivarius를 포함한 구강 세균의 장 내 정착을 촉진할 수 있으며35, 이는 대사 개선으로 이어지기보다는 장내 미생물 불균형 및 대사 장애, 특히 간 관련 질환36,37과 연관되어 있습니다. 그러나 이러한 발견에도 불구하고, S. salivarius 자체의 존재가 간 질환의 위험 요인으로 확정적으로 확인된 것은 아니라는 점을 유의해야 합니다. 또한 S. salivarius의 존재가 이러한 상태의 원인인지 결과인지는 여전히 불분명하다. 따라서 본 연구에서 S. salivarius에 기인한 것으로 관찰된 대사적 이점은 이러한 맥락에서도 여전히 발생할 수 있다. 그럼에도 불구하고, S. salivarius를 프로바이오틱스로 사용할 경우, EPS 매개 유익 작용을 넘어서는 잠재적 부작용에 대한 추가 연구가 필요하다.

S. salivarius는 인간 기증자 샘플 분석을 통해 이 공생균이 항비만 특성을 지닌다는 점을 확인한 본 연구 결과를 바탕으로, 고당분(자당) 섭취로 유발되는 비만에 대한 저항성을 나타내는 유용한 생체표지자 역할을 할 수 있습니다. 실험 결과 비만 기증자에서 S. salivarius 유병률이 낮은 경향을 보였습니다. 이는 S. salivarius 수치가 낮은 개인이 자당 유발 비만에 대한 저항성이 낮을 수 있음을 시사합니다. 또는 환경적 요인이 장내 미생물군집 균형을 교란하여 S. salivarius의 성장을 억제함으로써 비만에 기여할 가능성도 있습니다. 따라서 프로바이오틱스나 프리바이오틱스를 이용한 장내 S. salivarius 비율 증가 전략은 자당 유발 비만 예방을 위한 새로운 치료 접근법을 제시할 수 있습니다.

또한, S. salivarius는 고과당 조건에서 상당량의 EPS를 생성한다. 이 EPS 생성은 과당 대체 고지방식이(HFD)를 섭취한 비만 마우스와 과당 섭취 시 관찰된 유익한 효과를 매개하며, S. salivarius가 프리바이오틱 EPS 생성을 통해 간접적으로 프로바이오틱 역할을 한다는 것을 시사한다. 그러나 우리의 FMT 실험은 인간 분변에서 배양한 장내 미생물군집을 사용했으며, 이는 인간 장내 미생물군집을 완전히 반영하지 못할 수 있다. 또한, 우리의 무균 생물 실험은 숙주의 체중 증가 감소를 종에 관계없이 부분적으로 부정할 수 없습니다. 따라서 장내 미생물에 의한 EPS 생산과 숙주 대사 기여 간의 관계를 명확히 하기 위해서는 추가 연구가 필요합니다. 일부 보고서는 과당 섭취의 대사적 해악을 입증하고 있지만38,39, 당 대체 실험에서 포도당 및 자당 대체 실험과 비교했을 때 그러한 효과는 명확히 관찰되지 않았습니다. 그러나 과당 유발 대사 장애를 조사하는 연구들은 일반적으로 고당 섭취 모델을 사용합니다. 정상 과당 수준을 사용한 일부 연구(본 연구 포함)는 과당의 최소한의 영향만을 보고한다40,41. 이는 다른 연구에서 사용된 고농도와 달리 본 실험에서 사용된 적정량의 과당이 관찰된 숙주 대사 유해 효과 부재를 설명할 수 있음을 시사한다. 또한 고자당 식이를 통한 유도된 대사 이상 상태에서는 과당 섭취 시 일반적으로 관찰되는 대사 기능 장애가 완화될 수 있다. 특히, 자당의 과당 성분은 S. salivarius에 의해 프럭탄과 같은 소화 불가능한 다당류로 전환되므로, 숙주 소화 과정에서 자당으로부터 생성된 과당의 유해한 대사적 영향은 회피될 수 있습니다. 결과적으로, S. salivarius는 특히 일반적인 인간 자당 섭취 환경에서 프로바이오틱스와 프리바이오틱스 특성을 모두 결합한 새로운 신바이오틱스를 나타낼 수 있습니다. 그러나 EPS의 이점에 대한 우리의 연구는 주로 생쥐 모델에서 수행되었으며, 인간 생리학과의 관련성을 확립하기 위해서는 추가 연구가 필요합니다.

본 연구에서는

공생 박테리아가 박테리아 당대사(glycometabolism)를 통해

숙주에게 선택적으로 비만 내성을 부여한다는 것을 입증했습니다.

소화 불가능한 다당류는

장내 미생물군을 조절함으로써

숙주 장 환경과 항상성 유지에 중요한 역할을 합니다5,7,10.

이러한 결과는

숙주와 공생 세균의 당대사 및 장내 미생물 EPS 생산을 통해

에너지 항상성을 위한 식이, 숙주, 공생 세균 간의 상호작용을 뒷받침하는 근본적 메커니즘을 시사합니다.

또한,

프로바이오틱 기능성 식품이나 식이 보충제를 통한

S. salivarius 정착 촉진 및 식이섬유로서의 EPS 프리바이오틱 활용 맞춤화를 통해

현대 식습관의 고당분 섭취 영향에 대응하고

비만과 같은 생활습관병을 예방하는 획기적인 접근법 개발에 기여한다.

EPS는

다양한 다당류 구조, 단당류 구성 요소, 주사슬 길이, 분지 구조를 지닌다22,42.

또한, 글리코실전달효소 및 레반수크라아제와 같은

SsEPS 이외의 다당류 합성 효소를 식별 및 분석하기 위한

전체 장내 미생물군 대사 경로 지도를 구축함으로써,

여러 EPS 종을 생산할 수 있는 세균 군집을 규명할 수 있으며,

이는 S. salivarius 단독보다 더 강력한 생체표지자로 활용될 수 있다.

또한 메타게놈 분석을 통해

유사한 환경 조건 하에서 이러한 군집을 식별함으로써,

특정 EPS 생산을 위한 특정 유전자들이 함께 존재하는 미생물 군집을

정확히 규명할 수 있을 것이다.

이러한 유전자 발현과 EPS 생산 간의 연관성을 분석함으로써,

다양한 숙주 질환에 대한 새롭고 강력한 바이오마커를 도출할 수 있으며,

이는 생활습관병에 대한 맞춤형 접근법을 촉진할 것이다.

Methods

Human faecal sample collection

Study participants were recruited between 2017 and 2022, all experimental procedures involving human faecal sample collection were performed according to the protocols approved by the Ethics Committee of Kyoto University (permit number: R2875-4), Keio University (permit number: 20210021), Kobe University (permit number: B210124), Kyoto Medical Center (permit number: 20-074), Tokyo University of Agriculture and Technology (permit number: 210704-2846) and Fukujuji Hospital (permit number: 21016) and were conducted in accordance with their guidelines. The volunteers included both male and female Japanese individuals aged 20–80 years. The exclusion criteria were as follows: participants with a BMI below 18.5 or above 60 kg m–2; those who regularly took proton pump inhibitor medications; those with diabetes or hyperlipidemia; those who used antibiotics within 2 weeks; and those who consumed probiotic supplements, including milk, yogurt, and fermented food before sample collection. All the participants involved in this study provided written informed consent. The participants collected their stool sample without any restrictions, such as fasting, and submitted within 3 days. Physical measurements, including body weight, height and disease information were obtained through health research survey and medical records. Faecal samples were collected using a stool collection tube and stored at −80 °C until preparation and analysis.

Faecal sample culture conditions

Human and wild-type mouse faecal samples were cultured on MRS agar (Difco Laboratories Inc., Detroit, MI, USA) or MRS agar containing 15% fructose, galactose, glucose, lactose, maltose, and sucrose at 30 °C for 48 h under anaerobic conditions. EPS-producing ropy colonies on MRS agar containing 15% sucrose were selected and underwent 16S ribosomal RNA (rRNA) gene amplification using the primers 27 F (5′-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′) and 1492 R (5′-GGTTACCTTGTTACGACTT-3′). The PCR products were purified using an UltraClean PCR Clean-Up Kit (MO BIO Laboratories, San Diego, CA, USA) and directly sequenced using a Big Dye Terminator Cycle Sequencing Kit ver. 3.1 (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) and an ABI 3730xl DNA analyser system (Applied Biosystems). The isolated strains shared more than 98% similarity in their 16S rRNA gene sequences.

Bacterial culture

The cultivation of S. salivarius isolated human faecal sample in MRS medium containing 15% sucrose, 15% glucose, 15% fructose, and 7.5% glucose +7.5% fructose was monitored for 24 h. For SCFA measurement in vitro screening, the dominant gut bacteria were selected using a human gut microbial gene catalog25 obtained from the Japan Collection of Microorganisms (Ibaraki, Japan). Bacteria were recovered according to the manufacturer’s instructions as previously described18. Intestinal bacteria were collected in nutrient broth (Difco Laboratories Inc.) containing 10% glycerol and stored at −80 °C. The obtained bacteria are listed in Supplementary Table 1.

Characterisation of S. salivarius-produced EPS

S. salivarius was cultured on MRS agar alone at 37 °C or MRS agar containing 15% sucrose at 30 °C for 48 h under anaerobic conditions and imaged using scanning electron microscopy (JSM-7500F; HUSRI, Aichi, Japan). SsEPS was collected from the agar plate and purified using ethanol precipitation, as previously described18 or dialysis membranes with a molecular cutoff of 3500 Da (Snake Skin Dialysis Tubing, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). The precipitated SsEPS was dried over calcium chloride for 24–48 h. To determine its monosaccharide composition, SsEPS was extracted as described previously18, with certain modifications. Briefly, SsEPS was hydrolysed by the addition of trifluoroacetic acid (0.5 M) and incubated at 120 °C for 0.5–2 h. After incubation, the supernatant was filtered through a 0.45 μm filter. The monosaccharide composition was analysed by ligand exchange chromatography using an 8.0 × 300 mm SUGAR SC1011 column (Shodex, Tokyo, Japan). Detection was performed using an RID-20A instrument (Shimadzu, Kyoto, Japan), with D-glucose and D-fructose (Nacalai Tesque, Kyoto, Japan) as standards. The average molecular weight of SsEPS was determined by size exclusion chromatography using an 8.0 × 300 mm OHpak SB-800 HQ series column (Shodex). Standards for purchased pullulans (Shodex) and dextrans (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) with average molecular weights of 5900–1,600,000 and 1,500,000–2,800,000 Da, respectively, were established using calibration curves.

Structure of S. salivarius-produced EPS

The structure of the SsEPS was confirmed using 1H and 13C NMR spectroscopy. SsEPS was dissolved in 750 μL of D2O containing 0.1% 3-(trimethylsilyl) propionic-2,2,3,3-d4 acid sodium salt (TMSP). After allowing the solution to stand for 12 h, the 1H NMR 13C NMR spectra were recorded using a JEOL ECA-500 spectrometer with a frequency of 500 and 125 MHz, respectively at 25 °C. Chemical shifts are reported in δ (ppm) relative to TMSP as the chemical shift internal standard. The infrared (IR) spectra were recorded using a JASCO FT/IR-4100 spectrometer.

S. salivarius-produced levan: IR (neat cm-1): 3415 (OH); 1H NMR (500 MHz, D2O): δ 4.20 (d, J = 8.0 Hz, 1H), 4.14–4.08 (m, 1H), 3.98–3.87 (m, 2H), 3.78 (d, J = 12.0 Hz, 1H), 3.69 (d, J = 12.0 Hz, 1H), 3.59–3.55 (m, 1H); 13C{1H} NMR (125 MHz, D2O): δ 107.1, 83.2, 79.2, 78.1, 66.2, 62.8.

S. salivarius-produced glucan: IR (neat cm-1): 3375 (OH); 1H NMR (500 MHz, D2O): δ 4.99 (d, J = 2.9 Hz, 1H), 4.04–3.92 (m, 2H), 3.80–3.70 (m, 2H), 3.59 (dd, J = 9.7, 2.9 Hz, 1H); 13C{1H} NMR (125 MHz, D2O): δ 100.5, 76.2, 74.3, 73.0, 72.4, 68.4.

RNA isolation and quantitative reverse transcription polymerase chain reaction (RT-qPCR)

S. salivarius was cultured in MRS medium containing 15% sucrose or 15% glucose at 30 °C for 10 h under anaerobic conditions. Total RNA from each S. salivarius cultivation was extracted using the NucleoSpin RNA kit (Takara Bio, Shiga, Japan). Total RNA from subcutaneous white adipose tissue was extracted using an RNAiso Plus reagent (Takara Bio). cDNA was transcribed using RNA as templates and Moloney murine leukemia virus reverse transcriptase (Thermo Fisher Scientific). SYBR Premix Ex Taq II (Takara Bio) and StepOnePlus real-time PCR system (Applied Biosystems) were used for RT-qPCR analysis, as previously described18. SsEPS-synthesised enzyme primer sequences are listed in Supplementary Table 2. Primer sequences in vivo were as follows: Ucp1, 5′-GGCATTCAGAGGCAAATCAG-3′(forward) and 5′-AAGCATTGTAGGTCCCCGTG-3′ (reverse); and 18S, 5′-ACGCTGAGCCAGTCAGTGTA-3′ (forward) and 5′-CTTAGAGGGACAAGTGGCG-3′ (reverse).

RNA-sequencing data analysis

The extracted total RNA from S. salivarius was used and sequencing libraries were constructed using an NEBNext rRNA Depletion Kit (New England Biolabs, Inc., Ipswich, MA, USA) and a TruSeq Stranded mRNA Library Prep Kit (Illumina, CA, USA) according to the manufacturer’s protocols. The libraries were sequenced on an Illumina HiSeq 2500 platform with 100 bp paired-end reads. On average, 1.2 million read pairs per sample were sequenced across eight samples (four glucose and four sucrose samples). RNA-Seq data were analysed using the CLC Genomics Workbench (Qiagen Bioinformatics, Venlo, Netherlands) to identify differentially expressed genes. To obtain clean reads, low-quality reads were removed by trimming, whereas high-quality reads were aligned to the S. salivarius NCTC 7366 genome retrieved from the NCBI database. The parameters were set as follows: minimum length fraction = 0.8 and minimum similarity fraction = 0.8. Expression‎ values were established as transcripts per million reads. A gene set enrichment analysis was performed using the KEGG database (http://www.genome.jp/kegg/) from the GhostKOALA result of expressed genes. The enriched pathways was identified using a Welch’s t-test with a false discovery rate correction (q < 0.01) using the R software environment (v4. 2. 1).

Inactivation of levansucrase in S. salivarius

Levansucrase was inactivated via homologous recombination using a single crossover event. A suicide plasmid was constructed as follows: pIB184 (EM), an E. coli- Streptococci shuttle vector obtained from Addgene (Watertown, MA, USA), was digested with Bpu10I (New England Biolabs) and PciI (New England Biolabs). A 2.7-kb DNA fragment, containing a pUC ori replicon and an erythromycin resistance gene was ligated to a 529-bp PCR-amplified internal homologous region and digested by restriction enzymes using Ligation high Ver.2 (Toyobo, Osaka, Japan). S. salivarius, prepared for transformation, were grown for 12 h in a Gifu anaerobic medium (GAM) (Nissui, Tokyo, Japan) containing 1% glycine, collected, and suspended in ice-cold transformation buffer (50 mM sucrose and 1 mM magnesium chloride). Plasmid electroporation was performed under the following conditions: 200 Ω; 12.5 kV/cm; and 25 μF using a Gene Pulser Xcell™ Electroporation system (Bio-Rad, Hercules, CA, USA). The accurate insertion of the plasmid was confirmed by genome PCR and sequencing analysis.

Shotgun metagenomic sequencing data analysis

The DNA extracted from human and mouse faecal samples was quantitated using Qubit fluorometric quantitation (Thermo Fisher Scientific) and qualified by DNA size profiling on a fragment analyser (Agilent, Santa Clara, CA, USA). High molecular weight DNA (>10 kbp; 3 μg) was used to build the library. DNA was sheared into fragments of approximately 150 bp using an ultrasonicator (Covaris, Woburn, MA, USA), and the DNA fragment library was constructed using the Ion Plus Fragment Library and Ion Xpress Barcode Adapters kits (Thermo Fisher Scientific). Purified and amplified DNA fragment libraries were sequenced using DNBSEQ-G400 (MGI Tech) with a minimum of 20 million high-quality reads of 150 bp (on average) generated per library. The paired-end sequences were merged using BBmaps (v38.84-0)43, and preprocessed using Kneaddata (v0.12.0) to remove the host genome based on the human (hg37 dec_v0.1) and mouse (C57BL_6NJ) genome databases. The Whole genome sequence based taxonomy profile was generated by MetaPhlAn (v4.0.4)44. Microbial gene families and metabolic pathways were assessed using HUMAnN3 (v3.8)45 based on the UniRef90 EC filtered database (uniref90_201901). MaAsLin2 was used to identify significant pathway from HUMAnN3 outputs46. The Gene Ontology terms of biological process and molecular function were considered. All computational scripts are available on GitHub [https://github.com/petadimensionlab/EPS] and Zenodo (https://doi.org/10.5281/zenodo.14550033).

SCFAs measurement

SCFA levels in human faeces, mouse faeces, and mouse plasma were measured following a previously described modified protocol47. Ether layers containing SCFAs were collected and pooled for gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS) using a GCMS-QP2010 Ultra GC mass spectrometer (Shimadzu). The SCFA concentration was eval‎uated over a specified concentration range.

EPS measurement

Human faeces and mouse jejunum, ileum, caecum and faeces were immediately mixed with five volumes of sterile distilled water containing 2% 5-sulfosalicylic acid and vortexed. The mixture was then centrifuged 14,000 × g for 15 min at 4 °C, and the supernatant containing the EPS was collected. Two volumes of hexane were added to the supernatant, which was then vortexed for 5 min. After centrifugation of the samples at 10,000 × g for 15 min, the water layers containing EPS were collected and subjected to high-performance liquid chromatography (HPLC) analysis using an RID-20A instrument (Shimadzu) and an 8.0 × 300 mm OHpak SB-800 HQ series column (Shodex).

Animal study

C57BL/6J (wild-type), Gpr41Gpr43 double-deficient, and ICR mice were housed under a 12-h light–dark cycle and fed normal chow (CE-2; CLEA, Tokyo, Japan). C57BL/6J male mice were purchased from Japan SLC (Shizuoka, Japan). Germ-free (GF)-ICR male mice were housed in vinyl isolators under a 12-h light–dark cycle and fed normal chow (CL-2, 50kGy irradiated; CLEA). Gpr41Gpr43 double-deficient mice were generated as described previously12. Male mice were used in all experiments. All experimental procedures involving mice were performed according to the protocols approved by the Committee on the Ethics of Animal Experiments of the Kyoto University Animal Experimentation Committee (Lif-K21020) and Tokyo University of Agriculture and Technology (permit number: R05-47 and R05-48). All mice were sacrificed under deep isoflurane-induced anesthesia. All efforts were made to minimise suffering. Sample sizes were selected based on pilot experiments or based on other published work that gave reliable statistical results.

Four-week-old C57BL/6J and Gpr41Gpr43 double-deficient mice were fed a modified D12492 diet (60% kcal fat; Research Diets, New Brunswick, NJ, USA) for 12 weeks in HFD studies. The composition of the modified diet is shown in Supplementary Table 3. For the oral GTT, 16-h-fasted obese mice were administered glucose (2 g/kg of body weight) via oral gavage. For the insulin tolerance test, 3-h-fasted obese mice were intraperitoneally injected with human insulin (0.75 mU/g; Sigma-Aldrich). Plasma glucose concentration was monitored before and 15, 30, 60, 90, and 120 min after injection.

After fasting 24 h, 7-week-old C57BL/6J, Gpr41Gpr43 double-deficient, conventional ICR, and GF-ICR mice were fed 0.2 g AIN-93G (Research Diets), containing 50% cellulose or 50% SsEPS. After 1 h, glucose (2 g/kg body weight) was intraperitoneally administered to each mouse. Blood glucose levels in the tail vein were measured using a OneTouch UltraVue glucometer (LifeScan, Milpitas, CA, USA) and an LFS Quick Sensor (LifeScan) before and at 15, 30, 60, 90, and 120 min after injection. Plasma samples were collected from the inferior vena cava at 15 min after glucose administration for insulin and GLP-1 measurement18,48. To prevent the degradation of active GLP-1, plasma samples were treated with a dipeptidyl peptidase IV inhibitor (Merck Millipore, Burlington, MA, USA).

GF and Gnotobiotic experiments

GF mice were maintained in vinyl isolators under a 12-h light–dark cycle and routinely assessed for sterility by culturing under aerobic and anaerobic conditions, as well as by qPCR analysis (16S rRNA gene) using fresh faecal samples49,50. GF mice fed a chow diet (50 kGy irradiated; CL-2, CLEA) and drank an autoclaved water ad libitum.

GF mice were colonised by gavage of each bacterial strain (S. salivarius, B. ovatus, and B. thetaiotaomicron). After colonisation, each gnotobiotic mouse was housed in an independent vinyl isolator51. Gut microbial composition following colonisation was monitored by culturing under aerobic and anaerobic conditions. Five-week-old GF-ICR mice were fed an AIN-93G diet (50kGy irradiated) for 4 weeks. After 2 weeks, S. salivarius, B. ovatus and B. thetaiotaomicron (1 × 109 CFU/mouse) were administered via oral gavage three times per week. Sterilised water containing 20% sucrose, glucose, or fructose was administered for 2 weeks. After 16 h, for GTT, mice were administered glucose (2 g/kg of body weight) intraperitoneally, because oral glucose administration directly stimulates GLP-1 and other incretin secretions in gastrointestinal tract and may compete with imbibed sugar. The blood glucose concentration in the tail vein was monitored before glucose injection and at 15-, 30-, 60-, 90-, and 120-min after injection. For long-term treatment, 7-week-old GF-ICR mice were fed an AIN-93G diet, D12492 diet, or modified D12492 diet (50 kGy irradiated) for 9 weeks. Each bacterial strain (1 × 109 CFU/mouse) was administered via oral gavage three times a week at 7 and 11 weeks of age. The composition of the modified D12492 diet is shown in Supplementary Table 4.

Cultured faecal transplantation in animal experiment

The faecal samples from two women, [Ss (+)] (aged 43 with a BMI of 30.0 kg m-2) and Ss (-) (aged 45 with a BMI of 40.5 kg m-2) were diluted in 1.0% saline solution and filtered through a membrane paper. The filtered faecal samples were suspended in equal volumes of nutrient broth (Difco Laboratories Inc.) containing 10% glycerol and stored at −80 °C until use. The thawed frozen samples were cultured anaerobically at 37 °C for 24 h in GAM, filtered through a membrane paper. Mice were administered faecal culture solutions (approximately 250 μL per mouse) via oral gavage two times per week until 16 weeks of age52,53.

Biochemical analyses

Blood glucose levels were measured using a OneTouch UltraVue glucometer (LifeScan) and an LFS Quick Sensor (LifeScan). The levels of plasma non-esterified fatty acids (LabAssayTM NEFA; Wako Pure Chemical Co. Ltd., Osaka, Japan), triglycerides (LabAssayTM Triglyceride; Wako Pure Chemical Co. Ltd.), total cholesterol (LabAssayTM Cholesterol; Wako Pure Chemical Co. Ltd.), insulin (Mouse Insulin enzyme-linked immunosorbent assay [ELISA]; Shibayagi, Gunma, Japan), active glucagon like peptide-1 (GLP-1) (GLP-1 [Active] ELISA; Merck Millipore, Billerica, MA, USA), and PYY (Mouse/Rat PYY ELISA Kit; Wako Pure Chemical Co. Ltd.) were measured according to the manufacturer’s instructions.

DNA extraction and gut microbial composition

DNA was extracted from human and mouse faecal samples using the FastDNA SPIN kit (MP Biomedicals, Irvine, CA, USA) as described previously18. Partial 16S rRNA gene sequences were amplified by targeting the hypervariable regions v4 using the primers 515 F; 5′-TCGTCGGCAGCGTCAGATGTGTATAAGAGACAGGTGYCAGCMGCCGCGGTAA-3′ and 806 R; 5′-GTCTCGTGGGCTCGGAGATGTGTATAAGAGACAGGGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′. Amplicons generated from each sample were purified using AMPure XP Beads (Beckman Coulter, Brea, CA, USA), and appended with Nextera XT index kit (Illumina, San Diego, CA, USA). Amplicons were sequenced using a MiSeq sequencer (Illumina) and MiSeq Reagent kit (version 3.0; 600 cycles). The 16S rRNA sequence data were then processed using the Quantitative Insights Into Microbial Ecology 2 (QIIME 2) pipeline, and analysed using the MiSeq Reporter software with the SILVA database (Illumina). Diversity was analysed using QIIME script core_diversity_analyses.py. Permutational multivariate analysis of variance (QIIME script compare_categories.py) was used to assess the statistical significance of sample groupings. Gut microbial composition was eval‎uated to perform principal coordinate analysis using the R software environment (v4. 2. 1). For quantitative PCR, SYBR Premix Ex Taq II (Takara Bio) and a StepOnePlus real-time PCR system (Applied Biosystems) were used. The bacterial primer sequences are listed in Supplementary Tables 5 and 6.

Statistical analysis

The mean ± standard error of the mean is presented for all values. We assessed the normality of the data using the Shapiro–Wilk test (normal distribution was defined at p ≥ 0.05). To determine the statistical significance between two groups with normal distribution, we used Student’s t test. For groups with non-normal distribution, the Mann–Whitney U test was used for comparison. One-way analysis of variance was used to compare data from multiple groups (three or more). For normally distributed sample sets, Dunnett’s post-hoc test was used, whereas the Kruskal–Wallis test paired with Dunn’s post-hoc test was used for non-normally distributed sample sets. Statistical significance was set at p < 0.05. Additionally, The Benjamini–Hochberg procedure was used to estimate the false discovery rates (Q-values) of the 16S rRNA gene sequencing data. The correlations between microbiota and gut environmental factors were analysed. To calculate correlations, we used Spearman’s rank correlation coefficients for the abundance of bacterial genera, including Muribaculum, Paramuribaculum, Duncaniella, Bacteroides, Akkermansia, Faecalitalea, Desulfovibrio, Streptococcus, Blautia, and Ruminococcus and faecal SCFAs, such as acetate, propionate, and n-butyrate. We selected only correlations with an absolute value above 0.6 and a Q-value below 0.05. Outliers were eval‎uated using the Smirnov–Grubbs test.

Reporting summary

Further information on research design is available in the Nature Portfolio Reporting Summary linked to this article.

Data availability

The 16S rRNA sequencing data generated in this study have been deposited in the DNA Data Bank of Japan (DDBJ) under accession Nos. DRA017528, DRA017529, and DRA017628. The shotgun metagenomic sequencing data are available under restricted accession Nos. DRA017626 and DRA017627. RNA sequencing data are accessible via accession Nos. DRA017530 and E-GEAD-664. The draft genome sequencing data of S. salivarius are available under restricted accession Nos. DRA018992 and BAAFPP010000000. The Figs. 1–6, Supplementary Figs. 1–9 data generated in this study are provided in the Supplementary Information/Source Data file. The Figs. 1–6, Supplementary Figs. 1–9, 16S rRNA sequencing, shotgun metagenomic sequencing, and RNA sequencing data used in this study are available in the Dryad repository under accession code (https://doi.org/10.5061/dryad.6djh9w17p). Source data are provided with this paper.

References

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5.  
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