Re: 세포내 골격구조 탐구!! 2010 nature

[문형철]

세포는 자기 분화능을 가진 재생세포에서 cell division으로 분열해서 만들어진다. 

백혈구는 대체로 하루면 바뀐다. 

적혈구는 3개월

피부는 1개월

세포와 세포의 연결은 ECM 결합조직으로 하는데,

섬유아세포에서 ECM을 만든다... 

상처가 나면 드라마틱한 재생을 한다

운동은 미세상처를 내기 때문에 드라마틱한 재생을 촉진한다. 

Nature

. Author manuscript; available in PMC: 2010 Jul 28.

Published in final edited form as: Nature. 2010 Jan 28;463(7280):485–492. doi: 10.1038/nature08908

Cell mechanics and the cytoskeleton

Daniel A Fletcher 1,2, R Dyche Mullins 3

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PMCID: PMC2851742  NIHMSID: NIHMS183197  PMID: 20110992

The publisher's version of this article is available at Nature

Abstract

The ability of a eukaryotic cell to resist deformation, to transport intracellular cargo and to change shape during movement depends on the cytoskeleton, an interconnected network of filamentous polymers and regulatory proteins. Recent work has demonstrated that both internal and external physical forces can act through the cytoskeleton to affect local mechanical properties and cellular behaviour. Attention is now focused on how cytoskeletal networks generate, transmit and respond to mechanical signals over both short and long timescales. An important insight emerging from this work is that long-lived cytoskeletal structures may act as epigenetic determinants of cell shape, function and fate.

요약
진핵세포가 

변형에 저항하고, 

세포 내 화물을 운반하며, 

이동 중에 형태를 바꾸는 능력은 

필라멘트 폴리머와 조절 단백질의 상호 연결된 네트워크인 세포 골격에 달려 있습니다. 

최근 연구에 따르면 

내부 및 외부 물리적 힘이 

세포 골격을 통해 작용하여 

국소적인 기계적 특성과 세포의 행동에 영향을 미칠 수 있는 것으로 나타났습니다. 

internal and external physical forces can act through the cytoskeleton to affect local mechanical properties and cellular behaviour.

현재 세포 골격 네트워크가 

단기간 및 장기간에 걸쳐 기계적 신호를 

생성, 

전달 및 반응하는 방법에 대한 관심이 

집중되고 있습니다. 

이 연구에서 밝혀진 중요한 사실은, 

수명이 긴 세포 골격 구조가 

세포의 형태, 

기능, 

운명을 결정하는 

후성적 요인으로 작용할 수 있다는 것입니다.

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In a 1960 lecture, cell and developmental biologist Paul A. Weiss encouraged his audience to think of the cell as an integrated whole “lest our necessary and highly successful preoccupation with cell fragments and fractions obscure the fact that the cell is not just an inert playground for a few almighty masterminding molecules, but is a system, a hierarchically ordered system, of mutually interdependent species of molecules, molecular groupings, and supramolecular entities; and that life, through cell life, depends on the order of their interactions”1.

This statement may be more relevant today than it was 50 years ago. Despite tremendous progress, fundamental gaps remain between our understanding of individual molecules and our understanding of how these molecules function collectively to form living cells. The sequencing of genomes outpaces characterization of the cellular components they encode and far exceeds our ability to reassemble these components into the types of complex system that can provide mechanistic insight into cellular behaviour. An even more difficult task is to connect the behaviour of cells in culture with that of more complex living tissues and organisms.

Ever since muscle fibres were first examined under rudimentary microscopes in the seventeenth century, researchers have been motivated to understand how the process of self-organization generates dynamic, robust and elaborate structures that organize and ‘animate’ cells. The biological importance of establishing order over diverse length scales and timescales, as well as the challenges of understanding how systems of self-organizing molecules carry out cellular functions, is perhaps best illustrated by studies of the cytoskeleton.

The cytoskeleton carries out three broad functions: it spatially organizes the contents of the cell; it connects the cell physically and biochemically to the external environment; and it generates coordinated forces that enable the cell to move and change shape. To achieve these functions, the cytoskeleton integrates the activity of a multitude of cytoplasmic proteins and organelles. Despite the connotations of the word ‘skeleton’, the cytoskeleton is not a fixed structure whose function can be understood in isolation. Rather, it is a dynamic and adaptive structure whose component polymers and regulatory proteins are in constant flux.

Many basic building blocks of the cytoskeleton have been identified and characterized extensively in vitro, and researchers are now using advanced light microscopy to determine, with great spatial and temporal precision, the locations and dynamics of these cytoskeletal proteins during processes such as cell division and motility. For example, more than 150 proteins have so far been found to contain binding domains for the protein actin, which polymerizes to form one of the key cytoskeletal filaments in cells2. One set of actin regulators forms a macromolecular ensemble called the WAVE complex that promotes assembly of actinfilament networks at the leading edge of motile cells3. High-resolution light microscopy of rapidly crawling leukocytes revealed that the WAVE complex forms highly coherent travelling waves whose movement correlates with cell protrusion4.

Such observations in living cells can stimulate the formation of detailed hypotheses for how molecules collaborate to form functional cytoskeletal structures, but to test these hypotheses definitively, the components must be isolated from cells and purified. Remarkably, experiments that combine a small number of purified proteins have demonstrated that many complex cytoskeletal structures observed in cells can be reconstituted in vitro from purified components. For example, only three proteins are required to actively track and transport cargo on the growing end of microtubules, which are formed by the polymerization of subunits consisting of αβ-tubulin heterodimers and are another key cytoskeletal filament in cells5. Although the list of proteins associated with the cytoskeleton continues to grow, the ultimate goal remains — understanding how the interactions of the individual molecules of the cytoskeleton give rise to the large-scale cellular behaviours that depend on them.

In this Review, we discuss recent progress towards an integrated understanding of the cytoskeleton. In particular, we focus on the mechanics of cytoskeletal networks and the roles that mechanics have in many cell biological processes. Rather than focusing on one cellular process or cytoskeletal filament, we identify a set of basic concepts and link them to work in several cytoskeleton-related fields. We begin with a brief introduction to the major polymers that constitute the cytoskeleton and then shift focus from molecules to more complex structures, emphasizing three concepts that echo Weiss’s 1960 challenge to view cells as an integrated whole. The first concept is that long-range order arises from the regulated self-assembly of components guided by spatial cues and physical constraints. The second is that beyond simply composition, it is the architecture of the cytoskeleton that controls the physical properties of the cell. And the third is that cytoskeletal links to the external microenvironment can mediate both short and long timescale changes in cellular behaviour. We finish by discussing the intriguing and under-appreciated question of whether long-lived cytoskeletal structures can function as a cellular ‘memory’ that integrates past interactions with the mechanical microenvironment and influences future cellular behaviour.

1960년 강의에서 세포 및 발달 생물학자 폴 A. 와이즈는

청중들에게

세포를 통합된 전체로 생각하라고 권유했습니다.

“세포의 단편과 분획에 대한 우리의 필요하고 매우 성공적인 집착이

세포가 단지 불활성 놀이터가 아니라는 사실을 가려버리지 않도록 말입니다.

몇몇 전능한 마스터마인딩 분자들이 있는 무미건조한 놀이터가 아니라,

상호 의존적인 분자 종, 분자 그룹, 초분자 실체들로 이루어진 계층적으로 정렬된 시스템이라는 사실;

그리고 세포의 삶을 통해 생명은 상호 작용의 질서에 의존한다는 사실"1.

이 진술은 50년 전보다 오늘날 더 관련성이 있을 수 있습니다. 엄청난 발전에도 불구하고, 개별 분자에 대한 이해와 이러한 분자들이 집단적으로 작용하여 살아있는 세포를 형성하는 방식에 대한 이해 사이에는 근본적인 차이가 여전히 존재합니다. 게놈의 염기서열 분석은 그것이 암호화하는 세포 구성 요소의 특성화보다 더 빠르며, 이러한 구성 요소를 세포의 행동에 대한 기계적 통찰을 제공할 수 있는 복잡한 시스템의 유형으로 재조합하는 우리의 능력을 훨씬 능가합니다. 더 어려운 작업은 배양된 세포의 행동과 더 복잡한 살아있는 조직 및 유기체의 행동을 연결하는 것입니다.

17세기 초에 근육 섬유를 초보적인 현미경으로 관찰한 이래로, 연구자들은 자기 조직화 과정이 어떻게 세포를 조직화하고 '생기 있게' 만드는 역동적이고 견고하며 정교한 구조를 만들어내는지 이해하고자 노력해 왔습니다. 다양한 길이 규모와 시간 규모에 걸쳐 질서를 확립하는 생물학적 중요성과 자기 조직화 분자 시스템이 어떻게 세포 기능을 수행하는지 이해하는 데 따르는 어려움은 세포 골격에 대한 연구에서 가장 잘 설명될 수 있습니다.

세포골격은

세 가지의 광범위한 기능을 수행합니다:

세포의 내용물을 공간적으로 정리하고,

세포를 물리적으로나 생화학적으로 외부 환경과 연결하며,

세포가 움직이고 모양을 바꿀 수 있도록 조정된 힘을 생성합니다.

이러한 기능을 수행하기 위해 세포골격은

다수의 세포질 단백질과 세포 기관의 활동을 통합합니다.

'골격'이라는 단어의 의미에도 불구하고,

세포골격은 그 기능을 따로따로 이해할 수 있는 고정된 구조가 아닙니다.

오히려,

구성 폴리머와 조절 단백질이 끊임없이 변화하는 역동적이고

적응적인 구조입니다.

세포 골격의 많은 기본 구성 요소가

체외에서 광범위하게 확인되고 특성화되었으며,

연구자들은 현재 첨단 광학 현미경을 사용하여

세포 분열 및 운동과 같은 과정에서

이러한 세포 골격 단백질의 위치와 역학을 공간적, 시간적 정밀도로 결정하고 있습니다.

예를 들어,

지금까지 150개 이상의 단백질이

세포에서 핵심적인 세포골격 필라멘트 중 하나를 형성하기 위해 중합하는

단백질 액틴에 대한 결합 도메인을 포함하고 있는 것으로 밝혀졌습니다2.

액틴 조절기 중 한 세트는

WAVE 복합체라고 불리는 거대 분자 집합체를 형성하는데,

이 복합체는 운동성 세포의 선단부에서 액틴 필라멘트 네트워크의 조립을 촉진합니다3.

빠르게 기어가는 백혈구의 고해상도 광학 현미경 관찰 결과,

WAVE 복합체는 매우 일관성 있는 이동 파동을 형성하며,

그 움직임은 세포 돌출과 관련이 있는 것으로 밝혀졌습니다4.

이러한 관찰 결과는

살아있는 세포에서 분자들이

어떻게 기능적인 세포 골격 구조를 형성하기 위해 협력하는지에 대한

상세한 가설을 형성하는 데 자극이 될 수 있지만,

이러한 가설을 확실히 검증하기 위해서는

세포에서 구성 요소를 분리하고 정제해야 합니다.

놀랍게도,

소량의 정제된 단백질을 결합한 실험을 통해

세포에서 관찰되는 많은 복잡한 세포 골격 구조가

정제된 성분으로부터 체외에서 재구성될 수 있다는 사실이 입증되었습니다.

예를 들어,

αβ-튜불린 이량체(heterodimer)로 구성된 서브유닛의 중합에 의해 형성되는

미세소관의 성장 단부에서 화물을 능동적으로 추적하고 운반하는 데는

단 세 가지 단백질만 필요합니다.

이 미세소관은

세포의 또 다른 핵심적인 세포 골격 필라멘트입니다5.

세포 골격과 관련된 단백질의 목록은 계속 늘어나고 있지만,

궁극적인 목표는 여전히 남아 있습니다.

그것은 바로 세포 골격의 개별 분자들이 어떻게 상호 작용하여

그들에 의존하는 대규모 세포 활동을 일으키는지를 이해하는 것입니다.

이 리뷰에서는

세포 골격에 대한 통합적 이해를 향한 최근의 진전에 대해 논의합니다.

특히,

세포 골격 네트워크의 역학과

역학이 많은 세포 생물학적 과정에서 갖는 역할에 초점을 맞춥니다.

한 가지 세포 과정이나 세포 골격 필라멘트에 초점을 맞추기보다는,

우리는 일련의 기본 개념을 확인하고,

그것들을 여러 세포 골격 관련 분야에서 작동하는 것과 연결시킵니다.

우리는 세포 골격을 구성하는 주요 폴리머에 대한 간략한 소개로 시작하여,

분자에서 좀 더 복잡한 구조로 초점을 이동하면서,

세포를 통합된 전체로 보는 Weiss의 1960년 도전을 반영하는 세 가지 개념을 강조합니다.

첫 번째 개념은

장거리 질서가 공간적 단서와 물리적 제약에 의해 유도되는

구성 요소의 조절된 자기 조립에서 비롯된다는 것입니다.

두 번째는

단순한 구성 그 이상으로,

세포의 물리적 특성을 제어하는 것은 세포 골격의 구조라는 것입니다. 그리고

세 번째는

외부 미세 환경에 대한 세포 골격의 연결이

세포 행동의 단기 및 장기적 변화를 모두 조절할 수 있다는 것입니다.

마지막으로,

오래 지속되는 세포 골격 구조가

과거의 상호작용을 기계적 미세환경과 통합하고

미래의 세포 행동을 좌우하는 세포의 '기억'으로 기능할 수 있는지에 대한

흥미롭고도 제대로 평가받지 못한 질문에 대해 논의합니다.

Cytoskeletal building blocks

The proteins that make up the cytoskeleton have many similarities to LEGO, the popular children’s toy. Both consist of many copies of a few key pieces that fit together to form larger objects. Both can be assembled into a wide range of structures with diverse properties that depend on how the pieces are assembled. And both can be disassembled and reassembled into different shapes according to changing needs. But only the cytoskeleton fulfils all of these functions through self-assembly.

There are three main types of cytoskeletal polymer: actin filaments, microtubules and a group of polymers known collectively as intermediate filaments. Together, these polymers control the shape and mechanics of eukaryotic cells (Fig. 1). All three are organized into networks that resist deformation but can reorganize in response to externally applied forces, and they have important roles in arranging and maintaining the integrity of intracellular compartments. The polymerization and depolymerization of actin filaments and microtubules generate directed forces that drive changes in cell shape and, together with molecular motors that move along the actin filaments and microtubules, guide the organization of cellular components. The architecture of the networks that are formed by cytoskeletal polymers is controlled by several classes of regulatory protein: nucleation-promoting factors, which initiate filament formation; capping proteins, which terminate filament growth; polymerases, which promote faster or more sustained filament growth; depolymerizing factors and severing factors, which disassemble filaments; and crosslinkers and stabilizing proteins, which organize and reinforce higher-order network structures. Mechanical forces from inside or outside the cell can affect the activity of these regulatory factors and, in turn, the local organization of filaments in the networks. The most important differences between the three main cytoskeletal polymers — the differences that distinguish the architecture and function of the networks they form — are their mechanical stiffness, the dynamics of their assembly, their polarity, and the type of molecular motors with which they associate.

세포 골격의 구성 요소

세포 골격을 구성하는 단백질은

인기 있는 어린이 장난감인 레고와 많은 유사점을 가지고 있습니다.

둘 다

더 큰 물체를 형성하기 위해 서로 결합하는

몇 가지 핵심 부품의 복제본으로 구성되어 있습니다.

둘 다

부품의 결합 방식에 따라 다양한 특성을 가진

다양한 구조로 조립될 수 있습니다.

그리고 둘 다

필요에 따라 다른 모양으로 분해하고

재조립할 수 있습니다.

그러나

세포 골격만이 자가 조립을 통해

이러한 모든 기능을 수행합니다.

세포 골격 폴리머에는 세 가지 주요 유형이 있습니다:

액틴 필라멘트,

미세소관, 그리고

집합적으로 중간 필라멘트로 알려진 폴리머 그룹.

이 폴리머들은 함께 진핵 세포의 형태와 역학을 제어합니다(그림 1).

이 세 가지 모두 변형에 저항하지만

외부에서 가해지는 힘에 반응하여 재구성할 수 있는 네트워크로 구성되어 있으며,

세포 내 구획의 무결성을 유지하고 배열하는 데 중요한 역할을 합니다.

액틴 필라멘트와 미세소관의 중합과 해중합은

세포 모양의 변화를 유도하는 방향성 힘을 생성하고,

액틴 필라멘트와 미세소관을 따라 이동하는 분자 모터와 함께

세포 구성 요소의 조직을 안내합니다.

세포 골격 폴리머에 의해 형성되는 네트워크의 구조는

여러 종류의 조절 단백질에 의해 제어됩니다:

핵 형성 촉진 인자, 필라멘트 형성을 시작하는 캡핑 단백질,

필라멘트 성장을 종료하는 폴리머라제,

더 빠르거나 더 지속적인 필라멘트 성장을 촉진하는; 해중합 인자와 절단 인자,

필라멘트를 분해하는; 교차결합체와 안정화 단백질,

고차 네트워크 구조를 조직화하고 강화하는.

세포 내부 또는 외부의 기계적 힘은

이러한 조절 인자의 활동에 영향을 미칠 수 있으며,

결과적으로 네트워크 내의 필라멘트의 국소 조직에 영향을 미칠 수 있습니다.

세 가지 주요 세포 골격 폴리머의 가장 중요한 차이점,

즉 이들이 형성하는 네트워크의 구조와 기능을 구분하는 차이점은

기계적 강성, 조립의 역동성, 극성, 그리고 이들이 결합하는 분자 모터의 유형입니다.

Figure 1. Elements of the cytoskeleton.

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The cytoskeleton of eukaryotic cells provides structure and organization, resists and transmits stresses, and drives shape change and movement. 

a, Neurons are specialized eukaryotic cells that extend long processes to form connections in the nervous system. Like other eukaryotic cells, neurons have a cytoskeleton that consists of three main polymers: microtubules (green), intermediate filaments (purple) and actin filaments (red). b, A fluorescence micrograph of the neuronal growth cone, which migrates in response to chemical cues during the development of the nervous system, is shown. Microtubules (green) emanate from the axon, and actin-filament networks (red) form sheet-like structures and filopodial protrusions at the leading edge. Scale bar, 20 μm. (Image reproduced, with permission, from ref. 82.) c, The neuronal axon is a long membrane-bounded extension, in which neurofilaments (a class of intermediate filament in neurons) form a structural matrix that embeds microtubules, which transport materials from the cell body to the axon terminals at the synapse. d, The growth cone contains dendritic actinfilament networks and parallel actin-filament filopodia. e, Microtubules consist of 13 protofilaments of tubulin dimers arranged in a hollow tube. f, Neurofilaments have flexible polymer arms that repel neighbouring neurofilaments and determine the radius of the axon. g, Actin filaments are arranged into networks. These networks can have many architectures, including the branched structures depicted here, which are formed by the Arp2/3 complex (blue). The diameters of microtubules, intermediate filaments and actin filaments are within a factor of three of each other; the diagrams in e, f and g are drawn approximately to scale. But the relative flexibilities of these polymers differ markedly, as indicated by their persistence lengths: from least to most flexible, microtubules (5,000 μm), actin filaments (13.5 μm) and intermediate filaments (0.5 μm).

진핵세포의 세포골격은 구조와 조직을 제공하고, 스트레스를 견디고 전달하며, 형태 변화와 움직임을 유도합니다.

a, 신경세포는 긴 돌기를 확장하여 신경계에 연결을 형성하는 특수화된 진핵세포입니다. 다른 진핵세포와 마찬가지로, 신경세포는 세 가지 주요 폴리머로 구성된 세포 골격을 가지고 있습니다: 미세소관(녹색), 중간 필라멘트(보라색), 액틴 필라멘트(빨간색). b, 신경계 발달 과정에서 화학적 신호에 반응하여 이동하는 신경세포 성장 원추의 형광 현미경 사진이 표시됩니다. 미세소관(녹색)은 축삭에서 뻗어나가고, 액틴-필라멘트 네트워크(빨간색)는 앞쪽 가장자리에서 시트와 같은 구조와 필로포디알 돌출부를 형성합니다. 배율 막대, 20μm. (이미지는 82 참조에서 허가를 받아 재현한 것입니다.) c, 신경 세포의 축삭은 긴 막으로 둘러싸인 연장 부분으로, 신경원(신경 세포의 중간 필라멘트 종류)이 구조적 매트릭스를 형성하여 미세소관을 내장하고, 미세소관은 세포체에서 시냅스의 축삭 말단까지 물질을 운반합니다. d, 성장 원뿔 에는 수상돌기 액틴 필라멘트 네트워크와 평행한 액틴 필라멘트 필로포디아가 포함되어 있습니다. e, 미세소관은 속이 빈 관으로 배열된 13개의 튜불린 이량체 원형질로 구성되어 있습니다. f, 신경필라멘트는 유연한 고분자 팔을 가지고 있어 인접한 신경필라멘트를 밀어내고 축삭의 반경을 결정합니다. g, 액틴 필라멘트는 네트워크로 배열되어 있습니다. 이 네트워크는 여기에서 묘사된 가지 구조를 포함하여 다양한 구조를 가질 수 있으며, 이는 Arp2/3 복합체(파란색)에 의해 형성됩니다. 미세소관, 중간 필라멘트, 액틴 필라멘트의 직경은 서로 3배의 차이를 보입니다. e, f, g의 다이어그램은 대략적인 비율로 그려졌습니다. 그러나 이들 폴리머의 상대적 유연성은 현저하게 다르며, 그 유연성의 정도는 미세소관(5,000μm), 액틴 필라멘트(13.5μm), 중간 필라멘트(0.5μm) 순으로 나타납니다.

Microtubules are the stiffest of the three polymers and have the most complex assembly and disassembly dynamics. The persistence length of microtubules, a measure of filament flexibility that increases with stiffness, is so large (~5 mm) that single microtubules can form tracks that are almost linear and span the length of a typical animal cell, although microtubules are known to buckle under the compressive loads in cells6. During interphase, the part of the cell cycle during which cells prepare for division, many cells take advantage of this stiffness by assembling radial arrays of microtubules that function as central hubs and ‘highways’ for intracellular traffic. During mitosis, the part of the cell cycle during which cells separate chromosomes into two identical sets, the microtubule cytoskeleton rearranges itself into a high-fidelity DNA-segregating machine called the mitotic spindle. The ability of the mitotic spindle to find and align chromosomes depends, in part, on the complex assembly dynamics of individual microtubules7. A microtubule can switch between two states: stably growing and rapidly shrinking8. This ‘dynamic instability’ enables the microtubule cytoskeleton to reorganize rapidly and allows individual microtubules to search the cellular space quickly9, up to 1,000-fold faster than a polymer that is sensitive only to changes in the cellular concentration of its constituent subunits or to the actions of regulatory proteins.

Actin filaments are much less rigid than microtubules. But the presence of high concentrations of crosslinkers that bind to actin filaments promotes the assembly of highly organized, stiff structures, including isotropic networks, bundled networks and branched networks. Bundles of aligned filaments support filopodial protrusions, which are involved in chemotaxis (directed movement along a chemical gradient) and cell–cell communication. By contrast, networks of highly branched filaments support the leading edge of most motile cells and generate the forces involved in changes in cell shape such as those that occur during phagocytosis. Unlike microtubules, actin filaments do not switch between discrete states of polymerization and depolymerization; instead, they elongate steadily in the presence of nucleotide-bound monomers. This steady elongation is well suited to producing the sustained forces that are required to advance the leading edge of a migrating cell10. Also unlike the microtubule cytoskeleton, the architecture of which is often determined by one or two central organizing centres, the actin cytoskeleton is continually assembled and disassembled in response to the local activity of signalling systems. For example, protrusive, branched actin-filament networks, such as those in crawling leukocytes, are assembled at the leading edge of the cell in response to signals downstream of cell-surface receptors that guide chemotaxis11. Similarly, the assembly of contractile actin-filament bundles known as stress fibres, such as those in adherent fibroblasts, is triggered locally when cell-surface adhesion receptors called integrins engage their ligands12. And, in the final stages of endocytosis, one of the processes by which cells take up extracellular molecules, signals from the invaginating plasma membrane trigger actin filaments to assemble locally, helping this region of the membrane to become internalized as an endocytic vesicle. In addition to the network dynamics discussed here, more complex dynamics can occur when actin filaments interact with disassembly factors such as members of the cofilin family or with polymerases such as members of the formin family.

Both actin filaments and microtubules are polarized polymers, meaning that their subunits are structurally asymmetrical at the molecular level. As a result of this structural polarity, both types of polymer function as suitable tracks for molecular motors that move preferentially in one direction. For microtubules, the motors are members of the dynein or kinesin families, whereas for actin filaments, they are members of the large family of myosin proteins. These molecular motors have essential roles in organizing the microtubule and actin cytoskeletons. Microtubule-associated motors are crucial for the assembly of the microtubule array, in interphase, and the mitotic spindle. These motors also carry cargo between intracellular compartments along microtubule tracks. Some actin networks, such as the branched networks that underlie the leading edge of motile cells, seem to assemble without the aid of motor proteins, whereas others, including the contractile array at the rear of a motile cell, require myosin motor activity for their formation and function. Myosin motors also act on the bundles of aligned actin filaments in stress fibres, enabling the cells to contract, and sense, their external environment.

Intermediate filaments are the least stiff of the three types of cytoskeletal polymer, and they resist tensile forces much more effectively than compressive forces. They can be crosslinked to each other, as well as to actin filaments and microtubules, by proteins called plectins13, and some intermediate-filament structures may be organized mainly through interactions with microtubules or actin filaments. Many cell types assemble intermediate filaments in response to mechanical stresses, for example airway epithelial cells, in which keratin intermediate filaments form a network that helps cells to resist shear stress14. One class of widely expressed intermediate filament, consisting of polymerized nuclear lamins, contributes to the mechanical integrity of the eukaryotic nucleus, and phosphorylation of nuclear lamins by cyclin-dependent kinases helps trigger nuclear-envelope breakdown at the beginning of mitosis15. Unlike microtubules and actin filaments, intermediate filaments are not polarized and cannot support directional movement of molecular motors.

미세소관은

세 가지 중 가장 단단한 폴리머이며,

가장 복잡한 조립 및 분해 역학을 가지고 있습니다.

미세소관의 끈기 길이(단단함에 따라 증가하는 필라멘트 유연성의 척도)가 너무 커서(~5mm) 미세소관 하나가 거의 직선이고 전형적인 동물 세포의 길이를 뼘으로 잴 수 있는 트랙을 형성할 수 있습니다. 그러나 미세소관은 세포의 압축 하중 하에서 휘어지는 것으로 알려져 있습니다6. 세포가 분열을 준비하는 세포주기 중기 동안, 많은 세포가 이 강성을 이용하여 세포 내 트래픽을 위한 중심 허브와 '고속도로' 역할을 하는 방사형 미세소관 배열을 조립합니다. 세포가 염색체를 두 개의 동일한 세트로 분리하는 세포주기 부분인 유사분열 동안, 미세소관 세포골격은 유사분열 스핀들이라고 불리는 DNA 분리 기계로 재구성됩니다. 유사분열 스핀들이 염색체를 찾아 정렬하는 능력은 부분적으로 개별 미세소관의 복잡한 조립 역학에 달려 있습니다7. 미세소관은 안정적으로 성장하는 상태와 빠르게 수축하는 상태 사이에서 전환할 수 있습니다8. 이 '동적 불안정성'은 미세소관 세포골격이 빠르게 재구성될 수 있도록 하고, 개별 미세소관이 세포 공간을 빠르게 검색할 수 있도록 합니다9. 이는 구성 단위체의 세포 농도 변화나 조절 단백질의 작용에만 민감한 폴리머보다 최대 1,000배 더 빠릅니다.

액틴 필라멘트는

미세소관보다 훨씬 덜 단단합니다.

그러나 액틴 필라멘트에 결합하는 고농도의 교차결합제의 존재는 등방성 네트워크, 묶음 네트워크, 분기 네트워크를 포함한 고도로 조직화된 단단한 구조의 집합을 촉진합니다. 정렬된 필라멘트의 묶음은 화학주성(화학 구배에 따른 방향성 이동)과 세포 간 통신에 관여하는 필로포디알 돌출을 지원합니다. 반면에, 고도로 분지화된 필라멘트 망은 대부분의 운동성 세포의 앞쪽 가장자리를 지지하고 식균 작용과 같은 세포 모양의 변화에 관여하는 힘을 생성합니다. 미세소관과 달리, 액틴 필라멘트는 중합과 해중합의 개별적인 상태 사이를 전환하지 않습니다; 대신, 뉴클레오티드 결합 단량체의 존재 하에서 꾸준히 길어집니다. 이 꾸준한 신장은 이동하는 세포의 선단을 전진시키는 데 필요한 지속적인 힘을 생성하는 데 적합합니다10. 또한 미세소관 세포골격과 달리, 액틴 세포골격의 구조는 종종 하나 또는 두 개의 중심 조직화 센터에 의해 결정되지만, 액틴 세포골격은 신호 전달 시스템의 국소 활동에 반응하여 지속적으로 조립 및 분해됩니다. 예를 들어, 기어가는 백혈구에서 볼 수 있는 돌출된 가지형 액틴 필라멘트 네트워크는 세포 표면 수용체의 하류 신호에 반응하여 세포의 선단부에서 조립됩니다. 이 신호는 화학 주성을 유도합니다11. 마찬가지로, 접착성 섬유 아세포에서 볼 수 있는 응력 섬유로 알려진 수축성 액틴 필라멘트 다발의 조립은 인테그린이라고 불리는 세포 표면 접착 수용체가 리간드와 결합할 때 국소적으로 촉발됩니다12. 그리고 세포가 세포 외 분자를 흡수하는 과정 중 하나인 최종 단계의 세포내 흡수에서, 세포막의 수축으로 인한 신호가 액틴 필라멘트를 국소적으로 모이게 함으로써 막의 이 영역이 세포내 소포로 내재화되도록 돕습니다. 여기서 논의된 네트워크 역학 외에도, 액틴 필라멘트가 코필린 계열의 구성원이나 포민 계열의 구성원과 같은 분해 인자와 상호 작용할 때 더 복잡한 역학이 발생할 수 있습니다.

액틴 필라멘트와 미세소관은

모두 분극성 고분자입니다.

즉, 분자 수준에서 그들의 단위체가 구조적으로 비대칭적이라는 의미입니다. 이러한 구조적 극성의 결과로, 두 종류의 고분자는 한 방향으로 우선적으로 이동하는 분자 모터의 적절한 트랙으로 기능합니다. 미세소관의 경우, 모터는 다인 또는 키네신 계열의 구성원이고, 액틴 필라멘트의 경우, 그들은 미오신 단백질의 큰 계열의 구성원입니다. 이 분자 모터는 미세소관 및 액틴 세포 골격의 조직화에 필수적인 역할을 합니다. 미세소관 관련 모터는 간기 및 유사분열 스핀들의 미세소관 배열의 조립에 매우 중요합니다. 이 모터는 또한 미세소관 트랙을 따라 세포 내 구획들 사이에서 화물을 운반합니다. 운동성 세포의 앞쪽 가장자리에 있는 가지 모양의 네트워크와 같은 일부 액틴 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크는 운동성 세포의 뒤쪽에 있는 수축성 배열을 포함한 다른 네트워크

중간 필라멘트는

세 가지 유형의 세포 골격 중 가장 강성이 낮으며,

압축력보다 인장력에 훨씬 더 효과적으로 저항합니다.

이들은 펙틴13이라는 단백질에 의해 서로 교차 결합될 수 있으며, 일부 중간 필라멘트 구조는 주로 미세소관 또는 액틴 필라멘트와의 상호 작용을 통해 조직될 수 있습니다. 많은 세포 유형은 기계적 스트레스에 반응하여 중간 필라멘트를 조립합니다. 예를 들어, 기도의 상피 세포에서 케라틴 중간 필라멘트는 전단 응력에 저항하는 데 도움이 되는 네트워크를 형성합니다14. 중간 필라멘트의 한 종류인 핵 라민은 핵의 기계적 완전성에 기여하며, 사이클린 의존성 키나아제에 의한 핵 라민의 인산화는 유사분열의 시작 시 핵 외피의 분해를 유발하는 데 도움이 됩니다15. 미세소관과 액틴 필라멘트와는 달리, 중간 필라멘트는 분극되지 않으며 분자 모터의 방향성 운동을 지원할 수 없습니다.

Long-range order from short-range interactions

The cytoskeleton establishes long-range order in the cytoplasm, helping to turn seemingly chaotic collections of molecules into highly organized living cells. Spatial and temporal information from signalling systems, as well as pre-existing cellular ‘landmarks’ such as the ‘bud scar’ left after division of budding yeast, can affect the assembly and function of cytoskeletal structures, but much of the architecture of these structures emerges from simple short-range interactions between cytoskeletal proteins. The long-range order that is generated by the cytoskeleton typically refers to cellular dimensions (tens of micrometres), which are large compared with molecular dimensions (a few nanometres).

The way that cytoskeletal structures form is studied in vivo by genetically eliminating, reducing or increasing the expression‎ of a protein through knockout, knockdown or overexpression‎ experiments, respectively, and is demonstrated in vitro by reconstituting cytoskeletal filament networks from purified proteins. Radially symmetrical arrays of microtubules similar to those found in interphase cells, for example, can spontaneously assemble from mixtures of microtubules and motors16. The mitotic spindle, which is more complex, has yet to be reconstituted from purified cellular components, but Heald and colleagues found that extracts from Xenopus laevis ova undergoing meiosis can robustly assemble bipolar spindles around micrometre-sized polystyrene particles coated with plasmid DNA17. The formation of such structures shows that spindles can self-assemble in vitro in the absence of both centrosomes (the microtubule-organizing centre in animal cells) and kinetochores (the site on chromosomes to which spindle microtubules attach to pull the chromosomes apart).

Long-range order of actin-filament networks is created by the activity of actin-binding proteins and nucleation-promoting factors. One example of how a set of simple rules can result in an extended structure is the formation of branched actin networks (Fig. 2). The Arp2/3 complex (which consists of seven proteins, including actin-related protein 2 (Arp2) and Arp3) binds to actin and initiates the formation of new actin filaments from the sides of pre-existing filaments, thereby generating highly branched actin filaments that form entangled ‘dendritic’ networks18. Nucleation-promoting factors activate this Arp2/3-complex-mediated branching. These factors are typically only found associated with membranes, and they specify the front (or leading edge) of a cell, ensuring that the nucleation of new filaments in a dendritic actin-filament network occurs only from filaments growing towards the membrane19,20. The growth of all filaments is eventually stopped by a capping protein, which prevents the addition of more actin monomers21. Taken together, the repeated steps of growth, branching and capping lead to the formation of micrometre-scale, protrusive, branched actin-filament networks, which are important for crawling motility. A process of disassembly then disrupts the network and recycles the actin subunits for subsequent use22.

근거리 상호작용으로부터의 원거리 질서

세포 골격은 세포질에 장거리 질서를 확립하여,

겉으로 보기에는 무질서한 분자 집단을 고도로 조직화된 살아있는 세포로 변화시키는 데 도움을 줍니다.

신호 전달 시스템으로부터의 공간적, 시간적 정보뿐만 아니라,

발아 효모의 분열 후에 남겨진 '싹 흉터'와 같은 기존의 세포 '랜드마크'도

세포 골격 구조의 조립과 기능에 영향을 미칠 수 있지만,

이러한 구조의 대부분은 세포 골격 단백질 간의 단순한 단거리 상호작용에서 비롯됩니다.

세포 골격에 의해 생성되는 장거리 질서는

일반적으로 세포 크기(수십 마이크로미터)를 의미하는데,

이는 분자 크기(수십 나노미터)에 비해 큰 크기입니다.

세포골격 구조가 형성되는 방식은 각각 유전자 제거, 감소 또는 과발현 실험을 통해 단백질의 발현을 유전적으로 제거, 감소 또는 증가시킴으로써 생체 내에서 연구되며, 정제된 단백질로부터 세포골격 필라멘트 네트워크를 재구성함으로써 시험관 내에서 입증됩니다. 예를 들어, 유사분열기 세포에서 발견되는 것과 유사한 방사상 대칭의 미세소관 배열은 미세소관과 모터의 혼합물로부터 자발적으로 조립될 수 있습니다16. 좀 더 복잡한 유사분열 스핀들은 아직 정제된 세포 구성 요소로부터 재구성되지 않았지만, 힐드와 동료들은 감수 분열을 거치는 제노프스 라에비스 난자의 추출물이 플라스미드 DNA로 코팅된 마이크로미터 크기의 폴리스티렌 입자 주위에 양극성 스핀들을 견고하게 조립할 수 있다는 것을 발견했습니다17. 이러한 구조의 형성은 스핀들이 동물 세포의 미세소관 조직화 중심인 중심핵과 스핀들 미세소관이 염색체를 잡아당겨 분리시키는 염색체상의 위치인 키네토코어(kinetochore)가 없는 상태에서 체외에서 자기 조립할 수 있음을 보여줍니다.

액틴 결합 단백질과 핵 형성 촉진 인자의 활동에 의해 액틴 필라멘트 네트워크의 장거리 질서가 만들어집니다. 간단한 규칙의 집합이 어떻게 확장된 구조를 만들어내는지를 보여주는 한 가지 예가 가지가 있는 액틴 네트워크의 형성입니다(그림 2). Arp2/3 복합체(액틴 관련 단백질 2(Arp2)와 Arp3를 포함한 7개의 단백질로 구성됨)는 액틴에 결합하여 기존의 필라멘트 측면으로부터 새로운 액틴 필라멘트의 형성을 시작함으로써, 얽히고설킨 '수지상' 네트워크를 형성하는 고도로 분지화된 액틴 필라멘트를 생성합니다18. 핵생성 촉진 인자는 이 Arp2/3 복합체에 의해 매개되는 분지를 활성화합니다. 이러한 인자는 일반적으로 막과 관련되어 발견되며, 세포의 앞쪽(또는 선단)을 지정하여, 막을 향해 성장하는 필라멘트에서만 수지상 액틴 필라멘트 네트워크에 새로운 필라멘트의 핵생성이 발생하도록 합니다19,20. 모든 필라멘트의 성장은 결국 캡핑 단백질에 의해 중단되는데, 이 단백질은 더 이상의 액틴 모노머의 추가를 방지합니다21. 종합해 보면, 성장, 분기, 캡핑의 반복적인 단계가 미크론 크기의 돌출된 분지형 액틴 필라멘트 네트워크의 형성을 유도하는데, 이 네트워크는 기어가는 운동성에 중요한 역할을 합니다. 그런 다음 분해 과정이 네트워크를 파괴하고, 이후 사용을 위해 액틴 서브유닛을 재활용합니다22.

Figure 2. Building cytoskeletal structures.

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Long-range order of the cytoskeleton is generated by simple rules for network assembly and disassembly. a, A fluorescence micrograph of a fish keratocyte is shown (with the nucleus in blue). Motile cells such as these form branched actin-filament networks (red) at their leading edge, and these branched networks generate protrusions. Together with coordinated adhesions to a surface (indicated by vinculin, green) and myosin-driven retraction, the protrusions lead to directed movement. Scale bar, 15 μm. (Image courtesy of M. van Duijn, Univ. California, Berkeley.) b, There are three basic steps involved in the assembly of protrusive, branched actin-filament networks: filament elongation; nucleation and crosslinking of new filaments from filaments close to the membrane; and capping of filaments. Disassembly of the network involves a separate set of proteins that severs the filaments and recycles the subunits. c, The branching of actin filaments can be reconstituted in vitro with soluble proteins, generating various branched structures such as those in these fluorescence micrographs of labelled actin (white). (Images courtesy of O. Akin, Univ. California, San Francisco.)

세포 골격의 장거리 순서는 네트워크의 조립과 분해에 대한 간단한 규칙에 의해 생성됩니다.

a, 물고기 각질세포의 형광 현미경 사진이 표시됩니다(핵은 파란색으로 표시됨). 이와 같은 운동성 세포는 앞쪽 가장자리에 분지형 액틴 필라멘트 네트워크(빨간색)를 형성하고, 이 분지형 네트워크는 돌출부를 생성합니다. 표면에 대한 협응력 있는 접착(빈쿨린, 녹색으로 표시)과 미오신에 의한 수축과 함께, 돌출부는 방향성 운동을 유도합니다. 배율 막대, 15μm. (이미지 제공: M. van Duijn, 캘리포니아 대학교 버클리 캠퍼스)

b, 돌출성, 분지형 액틴-필라멘트 네트워크의 조립에는 세 가지 기본 단계가 있습니다: 필라멘트 신장, 막에 가까운 필라멘트에서 새로운 필라멘트의 핵 형성 및 교차 결합, 그리고 필라멘트의 캡핑. 네트워크의 분해는 필라멘트를 분리하고 서브유닛을 재활용하는 별도의 단백질 세트를 포함합니다.

c, 액틴 필라멘트의 분지는 수용성 단백질을 사용하여 시험관 내에서 재구성할 수 있으며, 라벨이 부착된 액틴(흰색)의 형광 현미경 사진과 같은 다양한 분지 구조를 생성할 수 있습니다. (이미지 제공: O. Akin, 캘리포니아대학교 샌프란시스코 캠퍼스)

Crosslinkers also affect the structural organization of cytoskeletal networks, particularly as a result of their geometry and binding kinetics. For example, the crosslinker fascin preferentially stabilizes parallel bundles of filaments such as those in filopodia, owing to the rigid coupling between the filament-binding sites on fascin. By contrast, actin crosslinkers such as α-actinin, in which the filament-binding sites rotate much more freely, can stabilize either orthogonal gels (such as those found in non-aligned actin-filament networks, which support the plasma membrane of cells) or parallel bundles. In this case, the architecture of the network is determined by the kinetics of the interaction. If the dissociation rate of the crosslinker from the actin filaments is high, then filaments are aligned into bundles. If the dissociation rate is low, then filaments are stabilized in a more randomly ordered state23.

Some cytoskeletal structures can span distances much larger than that of the typical cell. ‘Cytonemes’ and ‘membrane nanotubes’, which contain actin filaments and are essentially specialized filopodia, can grow to lengths of millimetres and have been shown to mediate cell–cell signalling across sea-urchin blastulae and Drosophila melanogaster wing imaginal discs24. The mechanisms that enable filopodium-like structures to grow to such extreme lengths may involve cooperative interactions between the elastic properties of the actin filaments and the plasma membranes, stabilizing the protrusions against buckling after a membrane tube has formed25.

교차 연결기는 특히 기하학적 구조와 결합 동역학의 결과로 세포 골격 네트워크의 구조적 조직에 영향을 미칩니다. 예를 들어, fascin 교차결합제는 fascin에 있는 필라멘트 결합 부위 사이의 단단한 결합 덕분에 필로포디아에 있는 것과 같은 평행한 필라멘트 다발을 우선적으로 안정화시킵니다. 반면에, α-액틴틴과 같은 액틴 교차결합제는 필라멘트 결합 부위가 훨씬 더 자유롭게 회전하기 때문에 직교 겔(세포의 원형질막을 지지하는 정렬되지 않은 액틴-필라멘트 네트워크에서 발견되는 것과 같은) 또는 평행한 다발을 안정화시킬 수 있습니다. 이 경우, 네트워크의 구조는 상호작용의 동역학에 의해 결정됩니다. 액틴 필라멘트에서 교차결합제의 해리율이 높으면, 필라멘트가 묶음으로 정렬됩니다. 해리율이 낮으면, 필라멘트가 좀 더 무작위로 정렬된 상태로 안정화됩니다23.

일부 세포 골격 구조는 일반적인 세포보다 훨씬 더 긴 거리를 이동할 수 있습니다. 액틴 필라멘트를 포함하고 있으며 본질적으로 특수화된 필로포디아인 '사이토네미'와 '막 나노튜브'는 길이가 밀리미터까지 자랄 수 있으며, 성게 배반포와 초파리 날개 상상돌기에서 세포 간 신호를 매개하는 것으로 나타났습니다24. 필로포디움과 같은 구조가 극단적인 길이로 성장할 수 있게 하는 메커니즘은 액틴 필라멘트의 탄성 특성과 원형질막 사이의 협력적 상호작용을 포함할 수 있으며, 원형질막 튜브가 형성된 후 돌출부가 휘는 것을 방지하여 안정화시킵니다25.

Network architecture and mechanics

Although distinct in their properties and the types of network they form, the polymers of the cytoskeleton are intricately linked together. The organization of these links and the resultant architecture of the cytoskeletal networks has a central role in transmitting compressive and tensile stresses and in sensing the mechanical microenvironment26. Structures formed from microtubules, actin filaments or intermediate filaments interact with each other and other cellular structures either nonspecifically (through steric interactions and entanglement) or specifically (through proteins that link one filament type to another). For example, the actin nucleation-promoting factor WHAMM binds not only to actin but also to microtubules and membranes27, and the GTPase Rac1 is activated by the growth of microtubules, which in turn stimulates the polymerization of actin in lamellipodial protrusions28. This interconnectivity creates continuous mechanical coupling through the cytoskeleton, providing a means for internal or external forces and fluctuations to be distributed throughout the cell. But, despite their interconnectivity, cytoskeletal networks have typically been investigated by studying the component polymers individually to understand their contributions to cell mechanics.

The mechanical response of gels formed from purified cytoskeletal filaments that have been reconstituted in vitro provides insight into the properties of these polymers in cells. Actin-filament networks have been of considerable interest because of the variety of structures they form and because they function as model semi-flexible polymers29. As such, their elasticity can arise from two sources: entropic elasticity, which results from a reduction in configurations available to thermally fluctuating filaments, such as when they are stretched; and enthalpic elasticity, which is due to changes in spacing of the molecules that make up the filaments, such as when they are bent, even in the absence of thermal fluctuations. The importance of these two elastic contributions seems to depend on the architecture of the network.

When shear stresses are applied to actin-filament networks, as well as to networks of intermediate filaments or extracellular-matrix filaments such as collagen and fibrin, the networks stiffen and resist additional deformation, as a result of filament entanglement (in which the displacement of one filament is impeded by another filament) and the entropic elasticity of individual filaments30. When a rigid crosslinker such as scruin is added to randomly organized actin filaments and shear stress is applied, the magnitude of the elastic modulus (a measure of the resistance of the network to deformation) increases significantly, and the network retains the stress-stiffening behaviour attributed to the entropic elasticity of individual filaments31,32. When the more flexible crosslinker filamin A is added to randomly organized actin filaments together with the molecular motor myosin, the rigidity of the network increases to more than that of an entangled filament network, and the network stiffens nonlinearly as though it were subject to external stress33. These studies demonstrate the importance of the entropic elasticity of filaments in the mechanical properties of networks without specific filament orientation.

By contrast, in networks with highly organized architectures, the bending of actin filaments, rather than their entropic stretching, can dominate the elastic properties. When branched actin-filament networks, such as those growing at the leading edge of crawling cells, are exposed to compressive forces, the network shows nonlinear stress stiffening, followed by stress softening at high stresses34. Interestingly, the softening behaviour is completely reversible, as would be expected from the buckling of actin filaments oriented towards the load, suggesting that filaments bearing a compressive load can be important contributors to network elasticity. Although the bending and stretching of filaments has been the focus of many actin-filament network studies, the mechanical properties of crosslinked networks must also depend on the properties of the crosslinkers themselves. In one study of crosslinker length, variation in the spacing between actin-binding domains significantly affected both the elastic modulus and the network architecture, with short crosslinker lengths resulting in high stiffness and bundled filament arrangements35. In general, the highly nonlinear behaviour of filament stretching and bending, together with the organizational constraints imposed by crosslinkers and nucleation-promoting factors, indicates the importance of network architecture in determining the mechanical behaviour of the cytoskeleton.

In whole cells, the actin cytoskeleton has a wide variety of architectures that are associated with specific functional structures (Fig. 3). By using in vitro reconstitutions such as those described above, researchers are beginning to identify the key molecular determinants of filament order, but how these actin-filament structures are linked to other cellular systems remains an important area of investigation. In particular, the deformation of cytoskeletal networks in response to mechanical load is coupled to changes in plasma-membrane tension and displacement of fluid in the cytoplasm. For example, Herant and colleagues observed significant increases in plasma-membrane tension as neutrophils engulfed antibody-coated beads by using phagocytosis, which is an actin-driven process36. Furthermore, the resistance to flow through dense cytoskeletal networks, known as poroelasticity, can slow the flow of fluid to the point at which it takes several seconds for stress to propagate across an individual cell37, in contrast to times of the order of microseconds for direct mechanical coupling through tensed filaments38.

네트워크 구조와 역학

그들의 속성과 그들이 형성하는 네트워크의 유형은 다르지만, 세포 골격의 폴리머는 서로 복잡하게 연결되어 있습니다. 이러한 연결의 조직과 그 결과로 나타나는 세포 골격 네트워크의 구조는 압축 응력과 인장 응력을 전달하고 기계적 미세 환경을 감지하는 데 중심적인 역할을 합니다26. 미세소관, 액틴 필라멘트 또는 중간 필라멘트로 형성된 구조는 비특이적(입체적 상호작용과 얽힘을 통해) 또는 특이적(한 필라멘트 유형을 다른 필라멘트 유형에 연결하는 단백질을 통해) 방식으로 서로 또는 다른 세포 구조와 상호작용합니다. 예를 들어, 액틴 핵 형성 촉진 인자 WHAMM은 액틴뿐만 아니라 미세소관과 막에도 결합하며27, GTPase Rac1은 미세소관의 성장에 의해 활성화되어, 라멜라 돌기 돌출부에서 액틴의 중합을 자극합니다28. 이러한 상호 연결성은 세포 골격을 통해 지속적인 기계적 결합을 생성하여, 내부 또는 외부 힘과 변동이 세포 전체에 분산될 수 있는 수단을 제공합니다. 그러나, 상호 연결성에도 불구하고, 세포 골격 네트워크는 일반적으로 세포 역학에 대한 기여도를 이해하기 위해 구성 폴리머를 개별적으로 연구함으로써 조사되어 왔습니다.

체외에서 재구성된 정제된 세포 골격 필라멘트로 형성된 겔의 기계적 반응은 세포에서 이러한 폴리머의 특성에 대한 통찰력을 제공합니다. 액틴 필라멘트 네트워크는 다양한 구조를 형성하고 반유연성 폴리머의 모델로 기능하기 때문에 상당한 관심을 받아 왔습니다29. 따라서, 그들의 탄성은 두 가지 원천에서 비롯될 수 있습니다: 열적 변동에 의해 늘어나는 필라멘트에 이용 가능한 구성이 감소함으로써 발생하는 엔트로피 탄성, 그리고 열적 변동이 없는 경우에도 구부러지는 등 필라멘트를 구성하는 분자의 간격 변화로 인해 발생하는 엔탈피 탄성. 이 두 가지 탄성 기여의 중요성은 네트워크의 구조에 따라 달라지는 것 같습니다.

액틴-필라멘트 네트워크뿐만 아니라 중간 필라멘트 네트워크나 콜라겐, 피브린과 같은 세포외 기질 필라멘트 네트워크에 전단 응력이 가해지면, 필라멘트 얽힘(한 필라멘트의 변위가 다른 필라멘트에 의해 방해되는 현상)과 개별 필라멘트의 엔트로피 탄성30의 결과로 네트워크가 단단해지고 추가적인 변형에 저항합니다. 스크루인과 같은 단단한 교차결합제가 무작위로 조직된 액틴 필라멘트에 추가되고 전단 응력이 가해지면, 탄성 계수(네트워크의 변형에 대한 저항력의 척도)의 크기가 크게 증가하고, 네트워크는 개별 필라멘트의 엔트로피 탄성에 기인하는 응력 경화 작용을 유지합니다31,32. 보다 유연한 가교제인 필라민 A가 무작위로 조직된 액틴 필라멘트에 분자 모터인 미오신과 함께 추가되면, 네트워크의 강성은 얽힌 필라멘트 네트워크의 강성보다 더 높아지고, 네트워크는 외부 응력을 받는 것처럼 비선형적으로 강해집니다33. 이러한 연구는 특정 필라멘트 방향이 없는 네트워크의 기계적 특성에서 필라멘트의 엔트로피 탄성이 중요하다는 것을 보여줍니다.

반대로, 매우 조직화된 구조를 가진 네트워크에서는 엔트로피적 신장보다는 액틴 필라멘트의 굽힘이 탄성 특성을 지배할 수 있습니다. 기어가는 세포의 선단부에서 성장하는 것과 같은 가지가 있는 액틴 필라멘트 네트워크가 압축력에 노출되면, 네트워크는 비선형 응력 경화를 보인 다음, 높은 응력에서 응력 연화를 보입니다34. 흥미롭게도, 이 연화 현상은 완전히 가역적입니다. 이는 하중을 받는 방향으로 배향된 액틴 필라멘트의 좌굴에서 예상되는 바와 같이, 압축 하중을 견디는 필라멘트가 네트워크 탄성에 중요한 기여를 할 수 있음을 시사합니다. 필라멘트의 굽힘과 신장은 많은 액틴-필라멘트 네트워크 연구의 초점이 되어 왔지만, 교차 결합 네트워크의 기계적 성질은 교차 결합제의 성질에 따라 달라져야 합니다. 가교제 길이에 대한 한 연구에서, 액틴 결합 도메인 사이의 간격 변화는 탄성 계수와 네트워크 구조에 상당한 영향을 미쳤으며, 가교제 길이가 짧을수록 강성이 높아지고 필라멘트가 묶인 배열이 형성되었다35. 일반적으로, 필라멘트 신축과 굽힘의 높은 비선형적 행동은 가교제와 핵 형성 촉진 인자에 의해 부과된 조직적 제약과 함께 세포 골격의 기계적 행동을 결정하는 데 있어 네트워크 구조의 중요성을 나타낸다.

전체 세포에서, 액틴 세포골격은 특정 기능적 구조와 관련된 다양한 구조를 가지고 있습니다(그림 3). 위에서 설명한 것과 같은 체외 재구성을 사용함으로써, 연구자들은 필라멘트 질서의 핵심 분자 결정 요인을 확인하기 시작했지만, 이러한 액틴-필라멘트 구조가 다른 세포 시스템과 어떻게 연결되어 있는지는 여전히 중요한 연구 분야입니다. 특히, 기계적 부하에 대한 반응으로 세포 골격 네트워크의 변형은 세포막 장력 변화와 세포질 내 유체의 변위와 관련이 있습니다. 예를 들어, 헤란트(Herant)와 동료 연구자들은 호중구가 식세포 작용을 통해 항체 코팅 비드를 포획할 때 세포막 장력이 크게 증가하는 것을 관찰했습니다. 이 작용은 액틴에 의해 주도되는 과정입니다36. 또한, 밀도가 높은 세포 골격 네트워크를 통한 흐름에 대한 저항성(poroelasticity)은 유체의 흐름을 느리게 할 수 있으며, 이로 인해 개별 세포 전체에 응력이 전파되는 데 몇 초가 걸릴 수 있습니다37. 반면, 긴장된 필라멘트를 통한 직접적인 기계적 결합은 마이크로초 단위로 이루어집니다38.

Figure 3. Form meets function.

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The cytoskeleton forms structures that have a wide variety of architectures and are associated with different types of cellular force. Shown are four structures generated by actin filaments and the stresses typically encountered by these structures (red arrows, compression; green arrows, tension). a, Branched actin-filament networks push against the plasma membrane and external barriers as they generate protrusions, thereby encountering an inward force of compression. b, Filaments bundled into filopodia also generate protrusive forces as they extend from the cell body, encountering similar compressive force. In this case, the linker molecule is the bundling protein fascin. c, Cortical networks (that is, non-aligned networks), such as this one involving filamin as a crosslinker, form below the plasma membrane and carry tension loads in multiple directions. d, Stress fibres form from bundled actin filaments, shown here associated with filaments of myosin, and generate tension against cell adhesions to the extracellular matrix. The illustrations are based on micrographs from refs 83-86 (a–d, respectively).

세포 골격은 다양한 구조를 형성하며, 다양한 유형의 세포 힘과 관련이 있습니다.

다음은 액틴 필라멘트에 의해 생성된 네 가지 구조와 이러한 구조에서 일반적으로 발생하는 응력(빨간색 화살표, 압축; 녹색 화살표, 장력)을 보여줍니다.

a, 분기된 액틴 필라멘트 네트워크는 돌출부를 생성하면서 세포막과 외부 장벽을 밀어내어 안쪽으로 향하는 압축력을 발생시킵니다.

b, 필로포디아로 묶인 필라멘트도 세포체에서 확장되면서 돌출력을 발생시켜 유사한 압축력을 발생시킵니다. 이 경우, 연결 단백질은 묶음 단백질인 fascin입니다.

c, 필라민을 교차결합제로 사용하는 것과 같은 피질 네트워크(즉, 정렬되지 않은 네트워크)는 세포막 아래에 형성되며 여러 방향으로 장력 하중을 전달합니다.

d, 응력 섬유는 묶음으로 묶인 액틴 필라멘트에서 형성되며, 여기에서는 미오신 필라멘트와 관련되어 있으며 세포 외 기질에 대한 세포 부착에 대한 장력을 생성합니다.

그림은 참고 문헌 83-86의 현미경 사진(각각 a-d)을 바탕으로 합니다.

The broad range of cytoskeletal architectures and mechanisms for stress transmission has presented considerable challenges to the development of a complete model of the cytoskeleton. Accordingly, different theoretical frameworks have been developed to capture various aspects of the collective behaviour of filament networks and the cytoplasm. For example, filament hydrodynamics and molecular motors are included in a theory of active polar gels39. Some models have also attempted to describe the complex viscosity of cytoskeletal networks, which, at the molecular scale, partly arises from the binding kinetics of crosslinkers. The range of relaxation timescales that has been observed for cells at temporal frequencies (measured in hertz) has led to the suggestion that the cytoskeleton behaves as a glassy material that transitions between several kinetically trapped states40. What is needed now are more process-level models that connect the cytoskeleton with the plasma membrane or other physical boundary conditions and provide an understanding of cellular behaviours that depend on membrane–cytoskeleton interactions, as in a recent study describing shape variations in motile cells41.

What is the value of determining the cytoskeletal architecture and mechanical properties of a cell? In short, this information can provide insight into where forces are acting. Stress applied to a cell is distributed broadly by the cytoskeleton, but the magnitude of transmitted stress to a particular location depends on network mechanics and architecture and can have marked effects on cellular processes, from individual filament polymerization up to entire network reorganization. Growing microtubules that encounter resistance decrease their growth rate exponentially as the force increases42 and have a greater likelihood of complete disassembly of the polymer. The polymerization of a small number of actin filaments is similarly limited by force43, but filaments growing as part of a dendritic actin-filament network behave differently from predictions based on the single-filament model of force dependence. When reconstituted on the end of an atomic-force-microscope cantilever, dendritic networks that experience increasing loads grow at a constant velocity over a wide range of forces, suggesting that the network adapts to the increasing load by increasing local filament density through a force-sensing element in the network44. This constant-velocity behaviour of actin-filament networks under increasing load was also observed in measurements of lamellipodial protrusions in crawling cells45. The complexity of network growth, in contrast to that of single filaments, highlights the importance of thinking about the collective behaviour of cytoskeletal structures rather than just individual filaments. This challenge becomes even greater when considering how the cytoskeleton interacts with external signals.

세포 골격의 구조와 응력 전달 메커니즘의 광범위한 범위는 세포 골격의 완전한 모델 개발에 상당한 어려움을 가져왔습니다. 따라서, 필라멘트 네트워크와 세포질의 집단적 행동의 다양한 측면을 포착하기 위해 다양한 이론적 틀이 개발되었습니다. 예를 들어, 필라멘트 유체역학과 분자 모터는 활성 극성 겔 이론에 포함되어 있습니다39. 일부 모델은 세포 골격 네트워크의 복잡한 점도를 설명하려고 시도하기도 했는데, 이 점도는 분자 규모에서 부분적으로 교차 결합제의 결합 동역학에서 비롯됩니다. 세포에서 시간 주파수(헤르츠 단위로 측정)로 관찰된 이완 시간 범위의 범위는 세포 골격이 여러 운동역학적으로 갇힌 상태 사이를 전환하는 유리질 물질처럼 행동한다는 것을 시사합니다40. 지금 필요한 것은 세포 골격과 세포막 또는 다른 물리적 경계 조건을 연결하고, 최근의 연구에서 운동성 세포의 형태 변화를 설명하는 것처럼 세포막과 세포 골격의 상호 작용에 의존하는 세포의 행동을 이해하는 데 도움이 되는 더 많은 프로세스 수준 모델입니다41.

세포의 세포골격 구조와 기계적 특성을 파악하는 것의 가치는 무엇일까요? 간단히 말해서, 이 정보는 힘이 작용하는 곳을 파악하는 데 도움이 될 수 있습니다. 세포에 가해지는 스트레스는 세포골격에 의해 광범위하게 분산되지만, 특정 위치로 전달되는 스트레스의 크기는 네트워크의 역학과 구조에 따라 달라지며, 개별 필라멘트 중합에서부터 전체 네트워크 재구성까지 세포 과정에 현저한 영향을 미칠 수 있습니다. 저항에 부딪힌 미세소관이 성장하는 속도는 힘이 증가함에 따라 기하급수적으로 감소하며42, 폴리머가 완전히 분해될 가능성이 더 커집니다. 소수의 액틴 필라멘트의 중합도 힘에 의해 유사하게 제한됩니다43. 그러나 수지상 액틴 필라멘트 네트워크의 일부로 성장하는 필라멘트는 힘 의존성의 단일 필라멘트 모델에 기반한 예측과 다르게 행동합니다. 원자력 현미경 캔틸레버의 끝에 재구성될 때, 증가하는 하중을 경험하는 수지상 네트워크는 광범위한 힘 범위에서 일정한 속도로 성장하는데, 이는 네트워크가 네트워크의 힘 감지 요소를 통해 국소 필라멘트 밀도를 증가시킴으로써 증가하는 하중에 적응한다는 것을 시사합니다44. 증가하는 하중 하에서 액틴-필라멘트 네트워크의 이러한 일정한 속도 행동은 기어가는 세포의 라멜라 돌기 측정에서도 관찰되었습니다45. 단일 필라멘트의 성장과 달리 네트워크 성장의 복잡성은 개별 필라멘트보다는 세포 골격 구조의 집단적 행동에 대해 생각하는 것이 중요하다는 것을 강조합니다. 이 문제는 세포 골격이 외부 신호와 어떻게 상호 작용하는지를 고려할 때 더욱 커집니다.

Sensing the mechanical microenvironment

Cells are intricately connected to the external environment through their cytoskeleton. Whether in direct contact with neighbouring cells or with a dense meshwork of polymers known as the extracellular matrix, cells receive external signals that guide complex behaviours such as motility and, in some cases, differentiation (for example from stem cells into cells of a specific lineage). Whereas the contribution of chemical signals has long been understood, physical signals have only recently been widely recognized to be pervasive and powerful. The observation that physical properties of the microenvironment can affect cell shape and behaviour dates to the 1920s, when studies showed that mesenchymal cells embedded in clots of various stiffnesses had different shapes (see ref. 46 for a review). More recent studies have shown that the tension generated by a contracting cytoskeleton can be used to sense the mechanical properties of the extracellular matrix, which in turn have been shown to affect cytoskeletal organization and cell behaviour47, although whether stiffness or force is the most important signal remains a subject of debate48.

Of particular interest is how cell–extracellular matrix and cell–cell interactions can lead to long-lived changes in cellular organization in tissues and cell behaviour. Several studies have highlighted the importance of physical cues in the organization of tissues during development. For example, Thery and colleagues found that the orientation of the mitotic spindle in dividing cells, and hence the location of the division plane and the spatial arrangement of the daughter cells, is affected by the spatial distribution of extracellular matrix proteins49. Using microcontact printing to define patterns of extracellular matrix proteins to which cells adhere, they found that the cells divided with predictable orientations controlled by cortical contacts with the extracellular matrix. In addition to the pattern of adhesion sites, the mechanical properties of cells themselves also contribute to tissue organization. As one example, in gastrulating zebrafish embryos, actin- and myosin-dependent plasma-membrane tension and differential adhesion among cells drives the sorting of germ-layer progenitor cells50. Cell proliferation can even be affected when external forces are applied to tissue (Fig. 4). When a tumour spheroid, formed from murine mammary carcinoma cells grown in a cluster within an agarose gel, is exposed to compressive loads during growth, the cells proliferate more slowly at regions of high stress and undergo programmed cell death when exposed to sufficiently high stress51.

기계적 미세환경 감지

세포는 세포골격을 통해 외부 환경과 복잡하게 연결되어 있습니다. 세포는 주변 세포와 직접 접촉하거나 세포외기질로 알려진 고분자 망상조직과 접촉하여 운동성 같은 복잡한 행동을 유도하는 외부 신호를 받습니다. 화학 신호의 기여도는 오랫동안 이해되어 왔지만, 최근에야 물리적 신호가 널리 퍼져 있고 강력하다는 사실이 널리 인식되고 있습니다. 미세환경의 물리적 특성이 세포의 형태와 행동에 영향을 미칠 수 있다는 사실은 1920년대에 연구 결과, 다양한 강도의 응고에 포함된 중간엽 세포가 다른 형태를 가졌다는 사실이 밝혀지면서부터 시작되었습니다(참고문헌 46 참조). 최근의 연구에 따르면, 수축하는 세포 골격에 의해 생성된 긴장은 세포 외 기질의 기계적 성질을 감지하는 데 사용될 수 있으며, 이는 세포 골격 조직과 세포 행동에 영향을 미치는 것으로 나타났습니다47. 비록 강성 또는 힘이 가장 중요한 신호인지 여부는 여전히 논쟁의 대상이지만48.

특히

흥미로운 것은

세포-세포 외 기질 및 세포-세포 상호 작용이

조직의 세포 조직과 세포 행동에 장기적인 변화를 일으킬 수 있는 방법입니다.

여러 연구에서 발달 과정에서

조직 조직에

물리적 단서가 중요하다는 사실이 강조되었습니다.

예를 들어, Thery와 동료 연구자들은 분열하는 세포에서 유사분열 스핀들의 방향, 따라서 분열면의 위치와 딸세포의 공간적 배열이 세포 외 기질 단백질의 공간적 분포에 의해 영향을 받는다는 사실을 발견했습니다49. 미세접촉 인쇄법을 사용하여 세포가 부착하는 세포외기질 단백질의 패턴을 정의한 결과, 세포가 세포외기질과의 피질 접촉에 의해 예측 가능한 방향으로 분열한다는 것을 발견했습니다. 부착 부위의 패턴 외에도 세포 자체의 기계적 특성도 조직 조직화에 기여합니다. 예를 들어, 배발생 제브라피시 배아에서 액틴과 미오신에 의존하는 세포막 장력과 세포 간의 차별적 부착은 배발생층 전구세포의 분류를 유도합니다50. 외부 힘이 조직에 가해지면 세포 증식에도 영향을 미칠 수 있습니다(그림 4). 한천 겔 내에서 군집으로 성장한 쥐 유방암 세포로 형성된 종양 구형체가 성장하는 동안 압축 하중에 노출되면, 높은 응력 영역에서 세포 증식이 더 느려지고, 충분히 높은 응력에 노출되면 세포가 프로그램된 세포 사멸을 겪습니다51.

Figure 4. Force and shape.

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a, Single cells can exert large contractile forces that affect their shape. An osteosarcoma cell attached between the cantilever of an atomic force microscope and a surface can exert contractile forces (red arrow) of more than 100 nN (depicted diagramatically from left panel to centre panel and in a fluorescence micrograph, right panel). Actin-filament structures (white), including contractile stress fibres spanning the upper and lower surfaces, are generated in the contracting osteosarcoma cell (right). Scale bar, 10 μm. (Image reproduced, with permission, from ref. 87.) b, Mechanical stress on cancer cells in three-dimensional tumour spheroids changes their growth. There are fewer proliferating cells (green) in tumour spheroids (red) at the regions of highest compressive stress (red arrows) than at the regions of low stress (white arrows). The image on the right is an overlay of the centre and left images. Scale bar, 50 μm. (Images reproduced, with permission, from ref. 51.)

a, 단일 세포는 그 형태에 영향을 미치는 큰 수축력을 발휘할 수 있습니다. 원자현미경의 캔틸레버와 표면 사이에 부착된 골육종 세포는 100nN 이상의 수축력(빨간색 화살표)을 발휘할 수 있습니다(왼쪽 패널에서 가운데 패널까지 도식적으로 그리고 형광 현미경 사진 오른쪽 패널에 표시됨). 위쪽과 아래쪽 표면을 가로지르는 수축성 응력 섬유를 포함하는 액틴 필라멘트 구조(흰색)가 수축하는 골육종 세포(오른쪽)에서 생성됩니다. 배율 막대, 10μm. (이미지는 87의 허가를 받아 재현한 것입니다.)

b, 3차원 종양 구형체의 암세포에 가해지는 기계적 응력이 암세포의 성장을 변화시킵니다. 압축 응력이 가장 높은 영역(빨간색 화살표)에서는 종양 구형체(빨간색)에서 증식하는 세포(녹색)가 응력이 낮은 영역(흰색 화살표)보다 적습니다. 오른쪽 이미지는 중앙 이미지와 왼쪽 이미지를 겹쳐 놓은 것입니다. 배율 막대, 50μm. (이미지는 51에서 허가를 받아 재현한 것입니다.)

When the ‘normal’ mechanical properties of tissue are disrupted, the effects can be considerable. In epithelial cell layers, altered stiffness of the supporting tissue disrupts morphogenesis and drives the epithelial cells towards a malignant phenotype52. In fact, the stiffness of the substrate seems to be important for stem cells to differentiate properly. A substrate with a stiffness that emulates normal tissue can function as a developmental cue that directs stem cells to differentiate into cells of specific lineages, including mesenchymal stem cells53 and neural stem cells54. How substrate stiffness, as well as growth factors and matrix properties, affect stem-cell differentiation is reviewed in more detail in ref. 55.

Emulating the native properties of a cell’s environment is an important consideration that is often overlooked when studying cells ex vivo. For example, the traditional method of culturing cells on stiff substrates, which has been used for decades, can itself drive changes in the mechanical properties and gene-expression‎ profiles of the cells. Primary human foreskin epithelial cells cultured in plastic dishes were found to increase in stiffness with passaging, with cells being twofold to fourfold stiffer after eight passages than were cells passaged fewer than three times56. Similarly, human epithelial breast carcinoma (MCF7) cells were found to stiffen with increasing passage number when cultured on glass coverslips57 and endometrial adenocarcinoma cells cultured in plastic dishes expressed more α-actin as a function of passage number, as they moved towards a stromal phenotype58. In each of these cases, the cells were grown on substrates with markedly different mechanical properties from native tissue, and long-lived changes in cytoskeletal properties and cytoskeletal organization were observed.

As more examples of cells responding to mechanical cues through the cytoskeleton are found, the questions of how, what and where physical inputs are sensed is becoming central. There is substantial evidence implicating stress-induced changes in focal adhesions and adherens junctions26, and several molecules have been identified as specific mediators of mechanical inputs. For example, mesenchymal stem cells differentiate into cells of various lineages depending on the substrate stiffness, and this elasticity-sensitive lineage-specific differentiation is blocked by inhibiting the protein non-muscle myosin53. A force-induced conformational change in p130Cas (also known as BCAR1), a scaffolding protein that is involved in focal adhesions, causes it to be more easily phosphorylated by Src59. And sensitivity to the elasticity of the extracellular matrix during angiogenesis is mediated by the Rho inhibitor p190RhoGAP (also known as GRLF1), through its effect on two antagonistic transcription factors60.

Although changes in gene expression‎ may be the end point of mechanosensing, the process can take days for cells in culture, and it is unclear how information about physical interactions with the mechanical micro environment is stored. Are heritable changes in gene expression‎ in mechanically perturbed cells due only to changes in chromatin structure and organization or other familiar epigenetic mechanisms? The heritability of changes that arise from mechanical interactions — and that are mediated by the cytoskeleton — raises the question of whether the organization and reorganization of long-lived cytoskeletal structures themselves might have a role in recording the cell’s mechanical ‘history’.

조직의 '정상적인' 기계적 특성이 파괴되면

그 영향은 상당할 수 있습니다.

상피 세포층에서 지지 조직의 강성 변화는

형태 형성을 방해하고

상피 세포를 악성 표현형으로 몰아갑니다52.

실제로,

기질의 강성은

줄기세포가 적절하게 분화되는 데 중요한 것으로 보입니다.

정상 조직을 모방한 강성을 가진 기질은

줄기세포가 중간엽 줄기세포53와 신경 줄기세포54를 포함한

특정 계통의 세포로 분화하도록 유도하는 발달 신호로 기능할 수 있습니다.

기질 강성, 성장 인자 및 매트릭스 특성이 줄기세포 분화에 미치는 영향에 대한 자세한 내용은 참고 문헌 55에서 확인할 수 있습니다.

세포의 환경에서 나타나는 고유한 특성을 모방하는 것은 세포를 시험관 밖에서 연구할 때 간과되는 중요한 고려 사항입니다. 예를 들어, 수십 년 동안 사용되어 온 전통적인 방법인 딱딱한 기질에서 세포를 배양하는 것 자체가 세포의 기계적 특성과 유전자 발현 프로파일에 변화를 일으킬 수 있습니다. 플라스틱 접시에서 배양된 1차 인간 포피 상피 세포는 배양할 때마다 강성이 증가하는 것으로 나타났으며, 8회 배양한 후 세포의 강성은 3회 미만의 배양보다 2~4배 더 강해졌습니다56. 마찬가지로, 인간 유방 상피암(MCF7) 세포는 유리 커버슬립에서 배양할 때 배양 횟수가 증가함에 따라 강성이 증가하는 것으로 밝혀졌습니다57. 그리고 플라스틱 접시에서 배양된 자궁 내막 선암 세포는 기질 표현형으로 이동함에 따라 배양 횟수에 따라 α-액틴을 더 많이 발현했습니다58. 이 모든 경우에, 세포는 원조직과 현저하게 다른 기계적 특성을 가진 기질에서 성장되었고, 세포 골격의 특성과 조직의 장기적인 변화가 관찰되었습니다.

세포가 세포 골격을 통해 기계적 신호에 반응하는 사례가 더 많이 발견됨에 따라, 물리적 자극이 어떻게, 무엇으로, 어디에서 감지되는지에 대한 질문이 중요해지고 있습니다. 초점 접착과 접합부에서의 스트레스 유발 변화를 암시하는 상당한 증거가 있으며26, 여러 분자가 기계적 자극의 특정 매개체로 확인되었습니다. 예를 들어, 중간엽 줄기세포는 기질의 강성에 따라 다양한 계통의 세포로 분화하는데, 이 탄성에 민감한 계통 특이적 분화는 단백질 비근육성 미오신53을 억제함으로써 차단됩니다. 초점 부착에 관여하는 스캐폴딩 단백질인 p130Cas(BCAR1이라고도 함)의 힘에 의한 형태 변화는 Src에 의해 더 쉽게 인산화되게 합니다59. 그리고 혈관 신생 동안 세포 외 기질의 탄성에 대한 민감성은 Rho 억제제인 p190RhoGAP(GRLF1로도 알려져 있음)에 의해 두 개의 길항적 전사 인자에 대한 효과를 통해 매개됩니다60.

유전자 발현의 변화가 기계 감지의 최종 결과일 수 있지만, 배양된 세포의 경우 이 과정에 며칠이 걸릴 수 있으며, 기계적 미세 환경과의 물리적 상호 작용에 대한 정보가 어떻게 저장되는지는 불분명합니다. 기계적 교란을 받은 세포에서 유전적 표현의 변화는 염색질 구조와 조직의 변화 또는 다른 친숙한 후성유전학적 메커니즘에 의해서만 발생하는 것일까? 기계적 상호작용에 의해 발생하는 변화의 유전성은 세포 골격에 의해 매개되며, 이 변화의 유전성은 세포 골격 구조 자체의 조직과 재구성이 세포의 기계적 '이력'을 기록하는 데 중요한 역할을 할 수 있는지에 대한 질문을 제기한다.

Cytoskeletal epigenetics

The idea that cellular structures can be passed on and influence the behaviour of subsequent generations of cells is not new. In the 1930s, embryologists recognized that regional differences in the molecular composition of ova caused daughter cells to inherit different surface molecules61. In the 1960s, Paramecium aurelia cells that were genetically identical to wild-type cells were found to pass on alterations in the orientation of their cilia for hundreds of generations62,63. Internal structures of the cytoskeleton can also persist after cells divide. Daughter 3T3 fibroblast cells have similar actin-filament stress-fibre organization and motile behaviour64,65, and adjacent epidermal ‘siamese twin’ cells in Calpodes ethlius caterpillars have the same number of actin-filament bundles66. The emergence of primary cilia from sister cells was recently found to depend on centriole age, with sister cells that inherit the old centriole growing a primary cilium before sister cells that inherit the new centriole, which was formed before cell division67.

As a look at any dish of cultured cells will confirm‎, genetically identical cells can have markedly different cytoskeletal structures, presumably as a result of random events as well as slight differences in external conditions. Endothelial cells grown in vitro under similar conditions, for example, contain stress fibres that are oriented randomly. But, if those cells are exposed to shear stress from fluid flowing above them, they respond by elongating and orienting their stress fibres in the direction of the flow. If the shear stress is removed, then the variability in stress-fibre orientation returns, but it does so slowly. Interestingly, if the elongated cells are detached from the surface, then the elongated shape persists68. In this way, the cytoskeleton can be a record of a cell’s past mechanical interactions. Given the interconnectedness of the cytoskeleton and its role in the transduction of mechanical signals from the external microenvironment, as well as its role as a scaffold for many reactions69, the ability of cytoskeletal structures to record the past may result in the cytoskeleton profoundly affecting the cell’s future and even the future of the cell’s progeny70.

Given that cytoskeletal structures are often highly dynamic, with specific factors that promote disassembly and recycling of the cytoskeletal building blocks competing with factors that assemble and stabilize them, is it possible for mechanical inputs to be recorded? During endocytosis, actin-filament networks can assemble around clathrin-coated pits and displace the invaginated membrane in less than 15 seconds71. But, when the timescales for assembling and stabilizing a cytoskeletal structure are longer than those for disassembling and recycling it, the result can be a persistent structure that affects the behaviour of a cell over a longer timescale than the initial signal. In essence, the system shows hysteresis, a common feature of magnetic, electrical and elastic properties of materials, in which there is a lag between application or removal of a stimulus, such as a force, and its effect. In biological systems, this hysteresis seems to involve active, energy consuming processes. In one example, a growing actin-filament network that had been reconstituted in vitro was exposed to a weak compressive force during growth. When the compressive force on the network was gradually increased and then rapidly reduced to the previous level of force, the velocity of network growth increased and persisted at a rate that was significantly higher than the original velocity at that force44. It is likely that this increase in velocity resulted from an increase in actin-filament density caused by the transient increase in load, with the system showing hysteresis. In contrast to molecular motors, for which the relationship between force and velocity is immediately reversible, the observation that there is more than one growth velocity for a given force suggests that actin-filament network growth depends on history. The cytoskeletal structure and the process by which it is built can record mechanical interactions, whereas a single filament could not.

If mechanical interactions with the external environment can alter the cytoskeleton in a lasting way, what are the implications? To the extent that the cytoskeleton is intricately involved both mechanically and biochemically in cellular processes such as cell division and motility, long-lived cytoskeletal structures could create variability in cell behaviour and may guide variation towards certain phenotypes. This behaviour could be as transient as the mirror-image movements of sister cells65 or as permanent as alterations in cell fate53. Although it is plausible, the hypothesis that specific cytoskeletal structures are necessary and sufficient determinants of cell behaviour has only just begun to be explored in detail. Further research at the level of tissues, cells and reconstituted cytoskeletal structures is needed to understand when and how the cytoskeletal history can markedly influence a cell’s future.

세포 골격 후성 유전학

세포 구조가 다음 세대의 세포의 행동에 영향을 미칠 수 있다는 생각은 새로운 것이 아닙니다. 1930년대, 배아학자들은 난자의 분자 구성에 지역적 차이가 있다는 것을 인식했고, 이로 인해 딸 세포가 다른 표면 분자를 물려받게 되었다는 것을61. 1960년대에는 야생형 세포와 유전적으로 동일한 파라메슘 아우렐리아 세포가 수백 세대에 걸쳐 섬모의 방향 변화를 전달하는 것으로 밝혀졌습니다62,63. 세포 골격의 내부 구조는 세포가 분열한 후에도 지속될 수 있습니다. 딸 3T3 섬유 아세포 세포는 유사한 액틴-필라멘트 응력 섬유 조직과 운동성을 가지고 있으며64,65, 칼포데스 에틀리우스 애벌레의 인접한 표피 '쌍둥이' 세포는 동일한 수의 액틴-필라멘트 다발을 가지고 있습니다66. 최근에 발견된 바에 따르면, 자매 세포에서 원섬모가 출현하는 것은 세포분열 전에 형성된 새로운 중심소를 물려받은 자매 세포가 세포분열 전에 형성된 새로운 중심소를 물려받은 자매 세포보다 먼저 원섬모를 성장시키기 때문에 중심소 나이에 의존하는 것으로 밝혀졌습니다67.

배양된 세포의 접시를 보면 알 수 있듯이, 유전적으로 동일한 세포라도 세포 골격 구조가 현저하게 다를 수 있는데, 이는 아마도 무작위적인 사건과 외부 조건의 미세한 차이의 결과일 것입니다. 예를 들어, 유사한 조건에서 체외에서 배양된 내피 세포는 무작위로 배열된 응력 섬유를 포함합니다. 그러나, 그 세포들이 그들 위를 흐르는 유체의 전단 응력에 노출되면, 그들은 길게 늘어나면서 유체의 흐름 방향에 따라 응력 섬유를 배열하는 방식으로 반응합니다. 전단 응력이 제거되면, 응력 섬유 배열의 가변성이 회복되지만, 회복 속도는 느립니다. 흥미롭게도, 길게 늘어나는 세포가 표면에서 분리되면, 길게 늘어나는 형태가 지속됩니다68. 이런 식으로, 세포 골격은 세포의 과거 기계적 상호작용을 기록할 수 있습니다. 세포 골격의 상호 연결성과 외부 미세 환경으로부터의 기계적 신호 전달에서의 역할, 그리고 많은 반응의 발판으로서의 역할을 고려할 때69, 세포 골격 구조가 과거를 기록하는 능력은 세포 골격이 세포의 미래와 심지어는 세포의 자손의 미래에까지 심오한 영향을 미칠 수 있게 할 수 있습니다70.

세포 골격 구조가 매우 역동적이라는 점을 감안할 때, 세포 골격 구성 요소의 분해와 재활용을 촉진하는 특정 요인이 세포 골격의 조립과 안정화를 촉진하는 요인과 경쟁하는 상황에서, 기계적 입력이 기록될 수 있을까요? 세포 내 이입 과정에서, 액틴 필라멘트 네트워크는 클라트린 코팅된 구덩이 주위에 조립되어 15초 이내에 내포된 막을 대체할 수 있습니다71. 그러나 세포 골격 구조의 조립과 안정화에 걸리는 시간이 분해와 재활용에 걸리는 시간보다 길면, 그 결과 초기 신호보다 더 긴 시간 동안 세포의 행동에 영향을 미치는 지속적인 구조가 될 수 있습니다. 본질적으로, 이 시스템은 자성, 전기적, 탄성 특성의 공통적인 특징인 히스테리시스를 보여줍니다. 히스테리시스는 힘과 같은 자극의 적용 또는 제거와 그 효과 사이에 지연이 있는 경우를 말합니다. 생물학적 시스템에서 이러한 히스테리시스는 활동적이고 에너지를 소비하는 과정을 수반하는 것으로 보입니다. 한 가지 예로, 체외에서 재구성된 성장하는 액틴 필라멘트 네트워크가 성장하는 동안 약한 압축력에 노출되었습니다. 네트워크에 가해지는 압축력이 점차 증가했다가 이전의 힘 수준으로 빠르게 감소했을 때, 네트워크 성장 속도가 증가하여 해당 힘에서 원래 속도보다 훨씬 더 높은 속도로 유지되었습니다44. 이러한 속도 증가의 원인은 과부하로 인한 액틴-필라멘트 밀도의 증가로 인한 것으로 보이며, 시스템은 히스테리시스를 나타냈습니다. 힘과 속도의 관계가 즉시 가역적인 분자 모터와는 달리, 주어진 힘에 대해 하나 이상의 성장 속도가 존재한다는 관찰은 액틴-필라멘트 네트워크의 성장이 과거의 기록에 의존한다는 것을 시사합니다. 세포 골격 구조와 그 구축 과정은 기계적 상호 작용을 기록할 수 있지만, 단일 필라멘트는 그렇지 않습니다.

외부 환경과의 기계적 상호 작용이 세포 골격을 영구적으로 변화시킬 수 있다면, 그 의미는 무엇일까요? 세포 골격이 세포 분열과 운동성과 같은 세포 과정에 기계적, 생화학적 측면에서 복잡하게 관여하는 정도에 따라, 수명이 긴 세포 골격 구조는 세포 행동에 다양성을 만들어 내고 특정 표현형으로의 변화를 유도할 수 있습니다. 이러한 행동은 자매 세포의 거울상 움직임처럼 일시적일 수도 있고65, 세포 운명의 변화처럼 영구적일 수도 있습니다53. 특정 세포 골격 구조가 세포 행동의 필요하고도 충분한 결정 요인이라는 가설은 그럴듯하지만, 아직 자세히 탐구되기 시작한 지 얼마 되지 않았습니다. 세포 골격의 역사가 언제 어떻게 세포의 미래에 현저한 영향을 미칠 수 있는지 이해하기 위해서는 조직, 세포, 재구성된 세포 골격 구조 수준에서의 추가 연구가 필요합니다.

이 행동은 자매 세포의 거울상 운동처럼 일시적일 수도 있고, 세포 운명의 변화처럼 영구적일 수도 있습니다.53. 설득력 있는 가설이기는 하지만, 특정 세포 골격 구조가 세포 행동의 필요충분조건이라는 가설은 이제 막 자세히 연구되기 시작했습니다. 세포 골격의 역사가 언제 어떻게 세포의 미래에 영향을 미칠 수 있는지를 이해하기 위해서는 조직, 세포, 재구성된 세포 골격 구조 수준에서의 추가 연구가 필요합니다.

Future research on the cytoskeleton

With the experimental techniques now available for studying the cytoskeleton, ranging from super-resolution imaging of molecular organization to direct physical manipulation of cellular structures and processes, there are many opportunities to probe the link between physical force and cell behaviour. To guide experiments, new models are needed to search for the mechanisms and molecules that link cell mechanics and the cytoskeleton to cellular decision-making. Computational simulations will become increasingly important as a way of testing the properties of hierarchical ordered systems. If successful, this effort to follow forces, whether internally generated or externally imposed, from the mechanical input to the phenotypic output could have a profound impact on our understanding of how normal and diseased cells behave.

Because of the central role of the cytoskeleton in cell structure and intracellular organization, perturbations in the architecture of any of the three main cytoskeletal networks can result in marked pathologies. For example, if the mitotic spindle does not function properly, dividing cells cannot partition the genetic material equally between the daughter cells. Chromosomal instability is associated either with a loss of the checkpoint that ensures that all chromosomes are correctly attached to microtubules in the mitotic spindle or with the presence of too many microtubule-organizing centres at the time of cell division72. And mutations in the genes encoding intermediate filament proteins are associated with many diseases in humans (see ref. 73 for a review), including a predisposition to liver disease in the case of some keratins, amyotrophic lateral sclerosis (also known as Lou Gehrig’s disease) in the case of a neuronal class of intermediate filament called neurofilaments, and progeria (a hereditary form of premature ageing) in the case of improperly assembled nuclear lamins.

The in vitro reconstitution of purified proteins will continue to be a powerful tool for identifying the conditions that are necessary and sufficient for a cytoskeletal process and could guide the search for therapeutic drug targets and candidate drug molecules. For example, a decrease in the activity of cardiac-muscle myosin proteins is associated with heart failure, and myosin motors are now important targets for cardiovascular drug therapy. Reconstitution experiments that involve only a few proteins have the potential to uncover complex physical behaviour and long-range structural organization (Fig. 5). Like cells, reconstituted cytoskeletal polymers are sensitive to the physical boundary conditions imposed by their environment. Confining cytoskeletal polymers within lipid vesicles affects both their dynamics and their organization, as has been shown for microtubules74 and actin filaments75, and this can be used to test the effect of forces on the architecture and function of the cytoskeleton. As experiments with purified proteins increase in complexity and in fidelity to cellular processes, new methods will be needed so that not only cytoskeletal structures but also integral membrane proteins and metabolic processes can be reconstituted76.

세포 골격에 대한 미래 연구

분자 조직의 초고해상도 이미징에서부터 세포 구조와 과정의 직접적인 물리적 조작에 이르기까지 세포 골격을 연구할 수 있는 실험 기술이 개발됨에 따라, 물리적 힘과 세포 행동 사이의 연관성을 조사할 수 있는 많은 기회가 생겼습니다. 실험을 안내하기 위해서는 세포 역학과 세포 골격을 세포의 의사 결정과 연결하는 메커니즘과 분자를 찾기 위한 새로운 모델이 필요합니다. 계층적 질서 시스템의 특성을 테스트하는 방법으로 컴퓨터 시뮬레이션이 점점 더 중요해질 것입니다. 만약 성공한다면, 기계적 입력에서 표현형 출력에 이르기까지 내부적으로 생성되거나 외부적으로 가해지는 힘을 추적하려는 이러한 노력은 정상 세포와 병든 세포의 행동 양식에 대한 이해에 큰 영향을 미칠 수 있습니다.

세포 구조와 세포 내 조직에서 세포 골격의 중심적인 역할 때문에, 세 가지 주요 세포 골격 네트워크 중 어느 하나의 구조에 교란이 발생하면 뚜렷한 병리학적 결과가 나타날 수 있습니다. 예를 들어, 유사분열 스핀들이 제대로 기능하지 않으면, 분열하는 세포는 딸세포 사이에 유전자 물질을 균등하게 분할할 수 없습니다. 염색체 불안정성은 유사분열 스핀들의 미세소관에 모든 염색체가 올바르게 부착되도록 하는 체크포인트의 손실 또는 세포 분열 시 미세소관 조직화 센터의 과다한 존재와 관련이 있습니다72. 그리고 중간 필라멘트 단백질을 암호화하는 유전자의 돌연변이는 인간에게 많은 질병과 관련이 있습니다(리뷰는 참고문헌 73 참조). 일부 케라틴의 경우 간 질환에 걸리기 쉬운 경향, 신경원성 중간 필라멘트인 신경필라멘트의 경우 근위축성 측삭 경화증(루게릭병이라고도 함), 그리고 핵 라민의 조립이 제대로 이루어지지 않은 경우의 프로게리아(조기 노화의 유전적 형태) 등이 그 예입니다.

정제된 단백질의 체외 재구성은 세포 골격 과정에 필요하고 충분한 조건을 확인하는 데 계속해서 강력한 도구가 될 것이며, 치료 약물 표적과 후보 약물 분자를 찾는 데 도움이 될 수 있습니다. 예를 들어, 심장 근육 미오신 단백질의 활동 감소는 심부전과 관련이 있으며, 미오신 모터는 현재 심혈관 약물 치료의 중요한 표적입니다. 단 몇 개의 단백질만을 포함하는 재구성 실험은 복잡한 물리적 행동과 장거리 구조 조직을 밝혀낼 수 있는 잠재력을 가지고 있습니다(그림 5). 세포와 마찬가지로 재구성된 세포 골격 폴리머는 환경에 의해 부과된 물리적 경계 조건에 민감합니다. 세포 골격 폴리머를 지질 소포 내에 가두면 미세소관74과 액틴 필라멘트75에서 나타난 것처럼 그 역동성과 조직 모두에 영향을 미치며, 이를 통해 세포 골격의 구조와 기능에 대한 힘의 영향을 테스트할 수 있습니다. 정제된 단백질에 대한 실험이 세포 과정에 대한 복잡성과 충실도를 높이는 만큼, 세포 골격 구조뿐만 아니라 완전한 막 단백질과 대사 과정도 재구성할 수 있는 새로운 방법이 필요하게 될 것입니다76. 이 행동은 자매 세포의 거울상 운동처럼 일시적일 수도 있고, 세포 운명의 변화처럼 영구적일 수도 있습니다.53. 설득력 있는 가설이기는 하지만, 특정 세포 골격 구조가 세포 행동의 필요충분조건이라는 가설은 이제 막 자세히 연구되기 시작했습니다. 세포 골격의 역사가 언제 어떻게 세포의 미래에 영향을 미칠 수 있는지를 이해하기 위해서는 조직, 세포, 재구성된 세포 골격 구조 수준에서의 추가 연구가 필요합니다.

Figure 5. Learning by building.

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The reconstitution of cytoskeletal structures is a key method for understanding how functional behaviour emerges from discrete components. In this example, actin filaments were nucleated from beads coated with the nucleation-promoting factor ActA (not shown) and were then crosslinked by fascin inside a unilamellar lipid vesicle. a, Purified proteins were loaded into a vesicle by a microfluidic encapsulation technique that allows the dynamics of filament assembly to be observed immediately after encapsulation88. b, The micrograph (left) shows fluorescently labelled actin filaments (white) that have polymerized inside the vesicle and have assembled into a fascin-crosslinked network. Scale bar, 5 μm. The diagram (right) is a schematic depiction of the actin-filament network present in the inset box of the micrograph. (Image courtesy of D. Richmond, S. Hansen and M. Zanic, Physiology Course, Marine Biological Laboratory, Woods Hole, Massachusetts.)

세포 골격 구조의 재구성은 개별 구성 요소에서 기능적 행동이 어떻게 나타나는지 이해하는 핵심 방법입니다. 이 예에서, 액틴 필라멘트는 핵 형성 촉진 인자 ActA(표시되지 않음)로 코팅된 비드에서 핵이 형성된 다음, 단일층 지질 소포 내부의 fascin에 의해 교차 결합되었습니다. 

a, 정제된 단백질은 미세 유체에 의해 소포에 로딩되었습니다. 캡슐화 기술로 캡슐화 직후의 필라멘트 조립의 역학을 관찰할 수 있습니다88. 

b, 현미경 사진(왼쪽)은 소포 내부에서 중합되어 fascin에 의해 교차 결합된 네트워크로 조립된 형광 표지된 액틴 필라멘트(흰색)를 보여줍니다. 배율 막대, 5μm. 오른쪽 그림은 현미경 사진의 삽입 상자에 있는 액틴-필라멘트 네트워크를 개략적으로 묘사한 것입니다. (이미지 제공: D. Richmond, S. Hansen, M. Zanic, 생리학 과정, 해양생물학 연구소, 우즈홀, 매사추세츠)

Until not long ago, eukaryotic cells were thought to be distinguished from bacteria and archaea by the presence of a cytoskeleton. But the discovery of cytoskeletal polymers even in comparatively simple cells of small size and genome are revealing the central importance of internal organization for cell function. Now, clues to the origin of the eukaryotic cytoskeleton and the polymers that constitute it are emerging from the study of bacteria. Filamentous proteins with homology to actin filaments, microtubules and intermediate filaments have been identified and shown to have a role in organizing the bacterial cytoplasm. Rod-shaped bacteria such as Escherichia coli require an actin-like polymer formed from MreB to be assembled in order to define their shape77. To grow into its curved shape, Caulobacter crescentus (also known as Caulobacter vibrioides) requires an additional cytoskeletal component, an intermediate-filament-like protein called crescentin78. Other polymers have a role in organizing the DNA in bacteria. ParM, for example, is an actin-like protein that forms polymers required for segregating type II plasmids during cell division79. Reconstituting ParM-dependent DNA segregation in vitro has revealed a mechanism by which large, slowly diffusing cargo can be moved rapidly through the bacterial cytoplasm80. More than 35 actin-like proteins have been identified in bacteria, but most remain to be characterized81.

In the lecture quoted at the beginning of this Review, Weiss also stated: “Life is a dynamic process. Logically, the elements of a process can be only elementary processes, and not elementary particles or any other static units. Cell life, accordingly, can never be defined in terms of a static inventory of compounds, however detailed, but only in terms of their interactions”1. The cytoskeleton is a manifestation of those elementary interactions, exemplifying the rich behaviour that can emerge in hierarchically organized systems. The progress over the past 50 years indicates that the collective properties of the cytoskeleton, including the architecture of the networks and their mechanical history, are essential for understanding the push and pull of cellular behaviour.

얼마 전까지만 해도 진핵세포는 세포골격의 존재로 인해 박테리아와 고세균과 구별된다고 생각했습니다. 그러나 크기가 작고 게놈이 비교적 단순한 세포에서도 세포 골격 폴리머가 발견되면서 세포 기능에 있어 내부 조직의 중요성이 밝혀지고 있습니다. 이제 박테리아 연구에서 진핵세포의 세포 골격과 이를 구성하는 폴리머의 기원에 대한 단서가 나타나고 있습니다. 액틴 필라멘트, 미세소관, 중간 필라멘트와 상동성을 가진 필라멘트 단백질이 확인되었고, 이 단백질들이 박테리아 세포질을 구성하는 데 중요한 역할을 하는 것으로 밝혀졌습니다. 대장균과 같은 막대 모양의 박테리아는 모양을 정의하기 위해 MreB로 형성된 액틴 유사 폴리머를 조립해야 합니다77. Caulobacter crescentus(Caulobacter vibrioides라고도 함)가 곡선 모양으로 성장하려면 추가적인 세포 골격 구성 요소인 crescentin이라고 하는 중간 필라멘트 유사 단백질이 필요합니다78. 다른 폴리머는 박테리아에서 DNA를 조직화하는 역할을 합니다. 예를 들어, ParM은 세포 분열 동안 유형 II 플라스미드를 분리하는 데 필요한 폴리머를 형성하는 액틴 유사 단백질입니다79. 시험관 내에서 ParM 의존적 DNA 분리를 재구성하는 과정에서, 느리게 확산되는 큰 화물이 박테리아 세포질을 통해 빠르게 이동할 수 있는 메커니즘이 밝혀졌습니다80. 박테리아에서 35개 이상의 액틴 유사 단백질이 확인되었지만, 대부분은 아직 특성화되지 않았습니다81.

이 리뷰의 서두에 인용된 강의에서 와이즈는 다음과 같이 말했습니다:

“생명은 역동적인 과정입니다.

논리적으로,

과정의 요소는 기본 과정일 수 있을 뿐

기본 입자나 다른 정적 단위가 될 수는 없습니다.

따라서

세포 생명은 아무리 상세하더라도

화합물의 정적 목록으로 정의될 수 없고,

오직 그들의 상호작용으로만 정의될 수 있습니다”1.

세포 골격은

이러한 기본 상호 작용의 표현이며,

계층적으로 조직된 시스템에서 나타날 수 있는 풍부한 행동을 예시합니다.

지난 50년 동안의 진전은

네트워크의 구조와 역학적 역사를 포함한 세포 골격의 집단적 특성이

세포 행동의 밀고 당기기를 이해하는 데 필수적이라는 것을 보여줍니다.

Acknowledgements

We thank O. Chaudhuri, D. Richmond, V. Risca and other members of the Fletcher laboratory for discussion and assistance with this Review. We also benefited from interactions with the researchers and students in the 2009 Physiology course at the Marine Biological Laboratory, Woods Hole, Massachusetts. Work in our laboratories is supported by R01 grants from the National Institutes of Health (NIH) and by the Cell Propulsion Lab, an NIH Nanomedicine Development Center. We apologize to those colleagues whose work could not be cited because of space constraints.

Footnotes

The authors declare no competing financial interests.

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