mtDNA 미토콘드리아 DNA 분비 --＞ 선천면역세포 활성 .. 2023년 Annual review

[문형철]

Review Article Open Access

Mitochondrial DNA Release in Innate Immune Signaling

• Laura E. Newman1, and Gerald S. Shadel1
•  
• Vol. 92:299-332 (Volume publication date June 2023) https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-032620-104401
• First published as a Review in Advance on March 31, 2023
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ABSTRACT

According to the endosymbiotic theory, most of the DNA of the original bacterial endosymbiont has been lost or transferred to the nucleus, leaving a much smaller (∼16 kb in mammals), circular molecule that is the present-day mitochondrial DNA (mtDNA). The ability of mtDNA to escape mitochondria and integrate into the nuclear genome was discovered in budding yeast, along with genes that regulate this process. Mitochondria have emerged as key regulators of innate immunity, and it is now recognized that mtDNA released into the cytoplasm, outside of the cell, or into circulation activates multiple innate immune signaling pathways. Here, we first review the mechanisms through which mtDNA is released into the cytoplasm, including several inducible mitochondrial pores and defective mitophagy or autophagy. Next, we cover how the different forms of released mtDNA activate specific innate immune nucleic acid sensors and inflammasomes. Finally, we discuss how intracellular and extracellular mtDNA release, including circulating cell-free mtDNA that promotes systemic inflammation, are implicated in human diseases, bacterial and viral infections, senescence and aging.

공생 공생설에 따르면, 

원래 박테리아 공생체의 DNA 대부분이 소실되거나 핵으로 옮겨져 

현재 미토콘드리아 DNA(mtDNA)인 훨씬 작은(포유류에서는 ~16kb) 

circular molecule 원형 분자가 남게 되었다. 

미토콘드리아를 벗어나 핵 게놈에 통합되는 mtDNA의 능력은 

이 과정을 조절하는 유전자와 함께 싹트고 있는 효모에서 발견되었습니다. 

미토콘드리아는 

선천성 면역의 핵심 조절자로 부상했으며, 

세포질 외부 또는 순환계로 방출된 미토콘드리아 DNA가 

여러 선천성 면역 신호 전달 경로를 활성화한다는 사실이 밝혀졌습니다. 

여기서는 

먼저 유도 가능한 여러 미토콘드리아 구멍과 

결함 있는 미토파지 또는 자가포식 작용을 포함하여 미토콘드리아 DNA가 

세포질로 방출되는 메커니즘을 살펴봅니다. 

defective mitophagy or autophagy

https://www.nature.com/articles/s41423-023-01086-x

다양한 세포 스트레스 조건은 미토콘드리아에서 세포질로 미토콘드리아 DNA(mtDNA)를 방출하게 합니다. 방출된 mtDNA는 cGAS-MITA/STING 경로에 의해 감지되어, I형 인터페론과 다른 이펙터 유전자의 발현을 유도합니다. 이러한 과정은 바이러스 감염과 다른 스트레스 요인에 대한 선천적 면역 반응에 기여합니다. 이러한 과정의 조절 해제는 자가면역질환, 염증성 대사 장애, 암을 유발합니다. 따라서 cGAS-MITA/STING 경로는 암뿐만 아니라 감염성, 염증성, 자가면역성 질환에 대한 잠재적 개입 대상입니다. 이 리뷰에서는 mtDNA가 유발하는 cGAS-MITA/STING 경로의 활성화 메커니즘, 다양한 생리적, 병리학적 조건 하에서 경로의 영향, cGAS와 MITA/STING을 표적으로 하는 약물의 개발 진전 등에 초점을 맞춥니다.

다음으로, 

방출된 미토콘드리아 DNA의 다양한 형태가 

어떻게 특정 선천성 면역 핵산 센서와 염증성 복합체를 활성화하는지에 대해 살펴봅니다. 

마지막으로, 

전신 염증을 촉진하는 순환 cell-free 미토콘드리아 DNA를 포함하여 

세포 내 및 세포 외 미토콘드리아 DNA가 

어떻게 인간 질병, 세균 및 바이러스 감염, 노화 및 노화에 관여하는지에 대해 논의합니다.

circulating cell-free mtDNA

Keywords

• disease, 
• DNA sensing, 
• inflammation, 
• mitochondria, 
• pore

THE EVOLUTION OF MITOCHONDRIAL DNA RELEASE

Since its discovery in the early 1960s, studies of mitochondrial DNA (mtDNA) have led to many surprises, ranging from unique modes of gene expression‎ and replication to its role in the tissue-specific pathology of maternally inherited diseases and aging. Here, we review the latest exciting chapter in the mtDNA story: its direct involvement in innate immune signaling and inflammation due to, of all things, escape from its normal habitat in the mitochondrial matrix. At face value, this function of mtDNA is seemingly unlinked to its critical and well-known function in oxidative phosphorylation (OXPHOS) via encoding critical proteins of the mitochondrial electron transport chain and ATP synthase. Interestingly, the systematic study of mtDNA escape began in the early 1990s, when investigations in budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, by Thorsness and Fox (1, 2) revealed for the first time not only that mtDNA can escape from the mitochondrial matrix to the nucleus, but that nuclear gene mutations can increase the frequency at which this occurs. At the time, these yeast mitochondrial escape (YME) genes were interpreted in terms of the known paring down and transfer of the original bacterial DNA to the nucleus during the evolution of the eukaryotic genome. However, they are now appreciated to also be involved in the release of mtDNA from mitochondria for innate immune signaling. For example, the mammalian homolog of yeast Yme1p, YME1L (EC 3.4.24.B18), a mitochondrial inner membrane protease involved in coordinating mitochondrial dynamics with the metabolic state of the cell, is also involved in regulating the balance of nucleotides between the cytoplasm and mitochondria. Loss of this function causes mtDNA release and innate immune signaling (3).

Likewise, knock-out of the yeast Yme3p homolog, VPS13C, which forms a lipid transfer channel between the endoplasmic reticulum (ER) and lysosomes, causes mtDNA release downstream of lysosome stress and aberrant innate immune activation (4). Interestingly, mutations in VPS13C (aka PARK23) cause familial, early-onset Parkinson's disease, adding to the mounting evidence that mtDNA-mediated innate immune activation is involved in this disease (4–7). These examples, and the fact that a variety of gene mutations affect the rate of mtDNA escape in yeast, indicate that multiple processes and pathways can impinge on mtDNA release and that this is cell-type and physiological-context specific. Furthermore, as we discuss in the sections titled Mechanisms of Mitochondrial DNA Release and Mitochondrial DNA Release-Mediated Innate Immune Signaling, mtDNA release and downstream innate immune signaling involve complex dynamics between many organelles in addition to mitochondria (e.g., ER, lysosomes, endosomes) and contribute to inflammatory human disease pathology by multiple mechanisms (8) ( Table 1 ).

미토콘드리아 DNA 방출의 진화

1960년대 초에 발견된 이후로,

미토콘드리아 DNA(mtDNA)에 대한 연구는

독특한 유전자 발현과 복제 방식에서부터

모계 유전 질환과 노화의 조직 특이적 병리학에서의 역할에 이르기까지

많은 놀라움을 불러일으켰습니다.

여기서 우리는

미토콘드리아 DNA 이야기의 흥미진진한 최신 장을 살펴봅니다:

미토콘드리아 매트릭스라는

정상적인 서식지에서 탈출한 미토콘드리아 DNA가

선천성 면역 신호 전달과 염증에 직접 관여한다는 사실입니다.

표면적으로 보면,

미토콘드리아 DNA의 이 기능은

미토콘드리아 전자 수송 사슬과 ATP 합성 효소의 중요한 단백질을 암호화함으로써

산화적 인산화(OXPHOS)에서 중요한 역할을 하는 것으로 알려진 기능과는

관련이 없어 보입니다.

흥미롭게도,

미토콘드리아 DNA 탈출에 대한 체계적인 연구는

1990년대 초반에 Thorsness와 Fox(1, 2)가

신진 효모인 사카로마이세스 세레비시아에 대한 연구를 통해

미토콘드리아 DNA가 미토콘드리아 매트릭스에서 핵으로 탈출할 수 있다는 사실과

핵 유전자 돌연변이가 이 현상의 발생 빈도를 증가시킬 수 있다는 사실을

처음으로 밝혀낸 이후 시작되었습니다.

당시에는

이러한 효모 미토콘드리아 탈출(YME) 유전자가

진핵생물의 진화 과정에서 원래의 박테리아 DNA가

핵으로 이동하는 것으로 알려진 과정의 일부로 해석되었습니다.

그러나

이제는 선천성 면역 신호 전달을 위해

미토콘드리아에서 미토콘드리아 DNA가 방출되는 과정에도 관여한다는 사실이 밝혀졌습니다.

예를 들어,

미토콘드리아 내막 프로테아제인 효모 Yme1p의 포유류 동족체인 YME1L(EC 3.4.24.B18)은

미토콘드리아의 역동성과 세포의 대사 상태의 협응력에 관여하며,

세포질과 미토콘드리아 사이의 뉴클레오티드 균형을 조절하는 데 관여합니다.

이 기능이 상실되면

mtDNA가 방출되고

선천성 면역 신호가 발생합니다(3).

마찬가지로,

소포체(ER)와 리소좀 사이에 지질 전달 통로를 형성하는 효모 Yme3p 동종효소 VPS13C를 제거하면

리소좀 스트레스와 비정상적인 선천성 면역 활성화의 하류에서

미토콘드리아 DNA가 방출됩니다(4).

흥미롭게도,

VPS13C(일명 PARK23)의 돌연변이는

가족성 조기 발병 파킨슨병을 유발하는데,

이는 mtDNA 매개 선천성 면역 활성화가

이 질병에 관여한다는 증거가 늘어나고 있다는 것을 보여줍니다(4-7).

이러한 예와

다양한 유전자 돌연변이가

효모에서 mtDNA 탈출 속도에 영향을 미친다는 사실은

여러 과정과 경로가 mtDNA 방출에 영향을 미칠 수 있으며,

이것이 세포 유형과 생리적 맥락에 따라 달라진다는 것을 보여줍니다.

또한,

미토콘드리아 DNA 방출 메커니즘과

미토콘드리아 DNA 방출 매개 선천성 면역 신호 전달이라는 제목의 섹션에서 논의한 바와 같이,

mtDNA 방출과 다운스트림 선천성 면역 신호 전달은

미토콘드리아(예: ER, 리소좀, 엔도좀)를 비롯한 많은 세포기관 간의 복잡한 역학을 수반하며,

여러 메커니즘(8)을 통해 염증성 인간 질병 병리에 기여합니다( 표 1 ).

Table 1 

Inflammatory pathology associated with mtDNA release

Toggle display: Table 1    Open Table 1  fullscreen 

CategoryDiseasemtDNA-driven inflammatory signaling

Age-related diseases	Age-related hearing loss	▪ Increased cytosolic mtDNA, cGAS–STING signaling, and cytokines in the cochlea, inferior colliculus, and auditory cortex of aged C57BL/6J male mice (187).
	Age-related macular degeneration	▪ Release of mtDNA leading to activation of cGAS, mitochondrial damage, and mPTP activation, promoting the activity of NLRP3 inflammasomes (106).
Autoimmunity	Periodic fever syndromes	▪ Defective autophagy prevents clearance of damaged mitochondria, causing mtROS and mtDNA–NLRP3 inflammasome signaling and hypersecretion of IL-1β and IL-18 in monocytes (207).
	Rheumatoid and inflammatory arthritis	▪ Ox-mtDNA in the synovial fluid of patients (199). ▪ Injection of mtDNA into joints induces arthritis via NF-κB signaling and recruitment of monocytes and macrophages (33).
	Systemic lupus erythematosus	▪ Ox-mtDNA is a component of NETs and triggers type I IFN when released (50–52). ▪ IFNα impairs autophagy and leads to an accumulation of dysfunctional mitochondria and cytosolic mtDNA, which drives cGAS–STING signaling (208). ▪ Impaired mitophagy in red blood cells prevents the clearance of mitochondria. When these red blood cells are internalized by macrophages, mtDNA is released and drives cGAS–STING signaling (154). ▪ Inhibiting VDAC oligomerization ameliorates mtDNA release and lupus-like symptoms in an SLE mouse model (31).
	Systemic sclerosis	▪ Patients with ATAD3A mutations display increased type I IFN signaling associated with systemic sclerosis and other symptoms, including neurological. Patient cells display increased ISG expression‎ dependent upon cGAS, STING, and mtDNA, which can be partially reversed by VDAC inhibition (DIDS) or rapamycin treatment (76).
Bacterial infection	Escherichia coli O157:H7	▪ Mitochondrial damage leading to mtDNA release and NLRP3 inflammasome activation (170).
	Mycobacterium tuberculosis	▪ Infection by some strains induces mitochondrial stress and ROS, mtDNA release, and cGAS–STING signaling (172).
	Mycobacterium abscessus	▪ Infection induces mtROS, release of ox-mtDNA, cGAS–STING signaling and NLRP3 inflammasome signaling. mtROS damages phagosomes, enabling bacterial escape and replication (174).
	Pseudomonas aeruginosa	▪ Infection causes oxidative damage and release of mtDNA fragments from lung cells (209). ▪ mtDNA–cGAS signaling activates autophagy, promoting clearance of bacteria as well as damaged mitochondria. Enhanced mtDNA release improves cellular response to infection, and cGAS deficiency impairs bacterial clearance and leads to heightened mtDNA-driven TLR9 and NLRP3/NLRC4 inflammasome responses (167–169).
	Salmonella Typhimurium	▪ Release of mtDNA and mtDNA–cGAS–STING signaling inhibits bacterial replication (171).
	Streptococcus pneumoniae	▪ Sepsis induces mtROS, mtDNA damage and release, and activation of TLR9 in heart tissue (210).
Blood disorders	Sickle cell anemia	▪ Sickle red blood cells retain mitochondria, leading to an increase in circulating mtDNA, which then triggers increased NET formation dependent upon TBK1 (211).
Cancer	Chemotherapeutic resistance	▪ Chronic mtDNA stress causes upregulation of a specific subset of ISGs (IRDs) via the U-ISGF3 complex, promoting enhanced nuclear DNA repair. The chemotherapeutic drug doxorubicin causes mtDNA damage and release, and mtDNA release and signaling in melanoma cells promotes resistance to doxorubicin in vivo (212).
Cardiovascular disease	Atherosclerosis	▪ Release of ox-mtDNA and activation of the NLRP3 inflammasome, leading to increased atherosclerotic plaques (110). ▪ mtDNA that escapes autophagy activates TLR9 and drives aortic inflammation and atherosclerosis in LDL receptor knockout mice (213). ▪ LL-37-bound mtDNA escapes autophagy, accumulates in atherosclerotic plaques, and activates TLR9, causing immune cell activation, recruitment, and autoimmune responses (145). ▪ Loss of DNMT3A or TET2 activity in human monocyte-derived macrophages and atherosclerotic macrophages causes downregulation of TFAM, triggering mtDNA stress and release and cGAS–STING signaling (214).
	Cardiomyopathy	▪ mtDNA that is not degraded by autophagy, due to depletion of DNase II, drives TLR9 signaling, leading to heart failure (43). ▪ Increased cGAS–STING signaling in diabetic cardiomyopathy, partial reversal of pathology with STING inhibition. Palmitic acid treatment of H9C2 cells increases ROS and mtDNA release, suggesting that lipotoxicity drives mtDNA–cGAS–STING signaling (93, 94). ▪ Several lines of evidence implicate increased circulating mtDNA and TLR9 signaling in acute myocardial infarction (215).
	Friedreich ataxia	▪ Acute knockdown of frataxin in iPSC-derived cardiomyocytes induces mitochondrial dysfunction, mtDNA release, cGAS activation, and a type I IFN response, implicating mtDNA-driven inflammation in cardiomyopathy associated with this disease (216).
	Hypertension	▪ Increased circulating mtDNA in hypertensive rats, associated with diminished DNase activity and TLR9 signaling. TLR9 inhibition reduced blood pressure in hypertensive rats, whereas administering a TLR9 agonist to healthy rats increased systolic blood pressure (217).
Chronic inflammatory diseases	Kawasaki disease	▪ Increased circulating mtDNA and expression‎ of CD36 and AIM2 (218).
	Idiopathic pulmonary fibrosis	▪ Increased mtDNA–cGAS–STING signaling driving senescence in alveolar epithelial cells (195, 196).
	Inflammatory bowel disease	▪ Increased circulating mtDNA and TLR9 signaling associated with mitochondrial damage (219).
Dental disease	Pulpitis	▪ BAX-mediated mtDNA release occurs during gasdermin-D-driven pyroptosis, activating STING-driven inflammation in odontoblasts (28).
Liver diseases	Acute liver injury	▪ Increased levels of circulating mtDNA in response to liver injury with inflammation dependent upon TLR9 (220).
	Hepatocellular carcinoma	▪ Hypoxia increases mtROS and mtDNA release; released mtDNA binds HMGB1 and activates TLR9 signaling, which promotes tumor growth (144).
	NASH, NAFLD, and liver fibrosis	▪ In the context of HFD-induced NASH, ox-mtDNA is released into plasma and present within microparticles, which activate TLR9. Blocking TLR9 signaling pharmacologically prevents the development of NASH (221). ▪ Increased circulating mtDNA associated with fibrosis, NAFLD, and NASH (222).
Metabolic disease	Obesity	▪ mtDNA release and cGAS–STING signaling in the adipose tissue of HFD-fed mice. Loss of DsbA-L, a chaperone in the matrix, causes mtDNA release and cGAS–STING signaling, leading to decreased thermogenesis and energy expenditure, thereby promoting obesity. Overexpression‎ of DsbA-L protects against HFD-induced obesity (95, 96). ▪ Release of mtDNA into the cytoplasm of pancreatic beta cells accelerates senescence, causing glucose intolerance and insulin resistance in aged, HFD-fed mice, and these effects are improved by STING inhibition (92).
	Type II diabetes	▪ Increased circulating mtDNA, leading to AIM2 inflammasome activity and secretion of IL-1β and IL-18 (223).
Neurodegenerative disease	Amyloid lateral sclerosis	▪ Disease mutations in TDP-43 cause its localization to mitochondria, where it triggers mtDNA release and cGAS–STING signaling dependent upon VDAC and mPTP but not BAK/BAX. Deletion of STING in a TDP-43 overexpression‎ mouse model of ALS slows neurodegeneration and extends life span (224).
	Huntington's disease	▪ Increased mtDNA release that correlates with disease progression and is associated with ox-mtDNA in synaptic mitochondria. Increased cGAS–STING signaling associated with cytokine production and synaptic degeneration. ▪ Melatonin administration reduces mtDNA release and cGAS–STING signaling in mouse models of HD. ▪ Melatonin deficiency is associated with increased mtROS, mtDNA damage, and permeability transition, causing mtDNA–cGAS–STING signaling, and is associated with accelerated aging (185).
	Parkinson's disease	▪ mtDNA mutational stress increases circulating mtDNA and cytokines and causes dopaminergic neurodegeneration in a STING-dependent fashion in Parkin−/− and mutator mice (5). ▪ Escape of mtDNA from lysosomes, causing cell death in cultured cells and zebrafish models of PD (6). ▪ Loss of VPS13C/PARK23, which is mutated in PD, causes lysosomal dysfunction leading to mtDNA leakage into the cytosol, cGAS–STING signaling, and impaired STING degradation, which perpetuates signaling (4). ▪ Deficiency of LRRK2, also mutated in PD, leads to increased mitochondrial stress and mtDNA–cGAS–STING signaling. Lrrk−/− mice display higher inflammatory responses when infected with M. tuberculosis (7). The disease mutation Lrrk2G2019S causes mitochondrial dysfunction, causing enhanced AIM2 inflammasome activation in macrophages infected by M. tuberculosis. Enhanced mtROS production drives the association of gasdermin D with mitochondria, exacerbating mitochondrial DAMP release and promoting cell death via necroptosis as opposed to pyroptosis (173).
Trauma and injury	Acute lung injury and acute respiratory distress syndrome	▪ Increased levels of circulating mtDNA that correlate with disease severity, along with increased levels of mtDNA present in the bronchoalveolar lavage fluid and heightened TLR9, cGAS–STING, and NLRP3 inflammasome signaling (225).
	Acute kidney injury	▪ Cisplatin induces cGAS–STING signaling during acute kidney injury; cultured cells treated with cisplatin release mtDNA in a BAX-dependent manner (27). ▪ mtDNA is released into circulation during septic acute kidney injury and activates TLR9 signaling, causing renal dysfunction (226). ▪ Increased IL-18, suggesting that circulating mtDNA may also drive inflammasome activation (227). ▪ Increased circulating mtDNA and TFAM arising from acute kidney injury drive inflammation and mitochondrial dysfunction in secondary lung injury (228).
	Burn trauma	▪ Release of mtDNA into circulation and cGAS–STING signaling in unaffected tissue, secondary acute lung injury associated with activated neutrophils (229).
	Sepsis	▪ Increased circulating mtDNA, and higher levels correlate with increased mortality (230).
	SIRS	▪ mtDNA is released into circulation and activates TLR9, leading to cytokine production and neutrophil activation (48, 49). ▪ Increased circulating mtDNA after severe injury, and higher levels correlate with SIRS, MODS, and mortality (230, 231).
Viral infection	Many viruses	▪ The following cause mtDNA release during infection: HSV-1 and HSV-2 (65), IAV (157, 119), ECMV (157), DENV (158, 159), ZIKV (161), MeV (162), SARS-CoV-2 (164), KSHV (232), SFTSV (120), PRRSV (160).

Abbreviations: ALS, amyloid lateral sclerosis; cGAS, cGMP–AMP synthase; DAMP, damage-associated molecular pattern; DENV, dengue virus; DIDS, 4,4′-Diisothiocyanatostilbene-2,2′-disulfonate; ECMV, encephalomyocarditis virus; HD, Huntington's disease; HFD, high-fat diet; HSV, herpes simplex virus; IAV, influenza A virus; IFN, interferon; IL, interleukin; ISG, interferon-stimulated gene; iPSC, induced pluripotent stem cells; KSHV, Kaposi's sarcoma-associated herpesvirus; LDL, low-density lipoprotein; MeV, measles virus; mPTP, mitochondrial permeability transition pore; mtDNA, mitochondrial DNA; MODS, multiple organ dysfunction syndrome; NASH, nonalcoholic steatohepatitis; NAFLD, nonalcoholic fatty liver disease; NET, neutrophil extracellular traps; NF-κB; nuclear factor κB; NLRP3, NOD-, LRR-, and pyrin domain-containing protein 3; ox-mtDNA, oxidized mtDNA; PD, Parkinson's disease; PRRSV, porcine reproductive and respiratory syndrome virus; ROS, reactive oxygen species; SARS-CoV-2, severe acute respiratory syndrome coronavirus 2; SFTSV, severe fever with thrombocytopenia syndrome virus; SIRS, systemic inflammatory response syndrome; SLE, systemic lupus erythematosus; TBK1, TANK-binding kinase 1; TFAM, transcription factor A mitochondrial; TLR, Toll-like receptor; VDAC, voltage-dependent anion channel; ZIKV, Zika virus.

UNIQUE FEATURES OF MAMMALIAN MITOCHONDRIAL DNA AND ITS ORGANIZATION INTO NUCLEOIDS

Mammalian mtDNA is a ∼16.5-kb circular molecule that encodes thirteen essential proteins of the mitochondrial OXPHOS system and two rRNAs and 22 tRNAs needed for their translation by a dedicated set of mitochondrial ribosomes (9). In most cells, there are thousands of copies of mtDNA that reside within the matrix of mitochondria and are closely associated with the inner mitochondrial membrane (IMM). Importantly for our discussions, mtDNA is organized into discrete protein–nucleic acid structures called nucleoids that, for all intents and purposes, are the mitochondrial version of chromatin, where replication, repair, transcription, and other steps in mitochondrial gene expression‎ occur and are regulated (10). Nucleoids are also the segregating and inherited units of mtDNA (11). Based on super-resolution microscopy, nucleoids have a diameter of ∼100 nm and contain on average ∼1.4 molecules of mtDNA (12), which likely equates to a mixture of single, nonreplicating molecules and those at various intermediate stages of replication. The packaging of nucleoids is driven by transcription factor A mitochondrial (TFAM), which binds and bends mtDNA and forms cross-strand dimers that compact the circular molecule. While TFAM is sufficient to drive the full compaction of mtDNA (13, 14), nucleoids contain many other proteins involved in replication, transcription, translation, and other functions (10).

Concerning our coverage of the circumstances that contribute to the release of mtDNA and the state it is in when released, it is important to introduce some of the factors and mechanisms that are needed for the replication and repair of mtDNA. These subjects were the focus of review in this journal by Shadel and Clayton in 1997 (9), making this the ∼25th anniversary of that article. Since there are more contemporary reviews on these topics (10, 15), we cover only some relevant highlights here. First, mtDNA replication requires dedicated nucleus-encoded factors, including a minimal replisome consisting of a two-component mitochondrial DNA polymerase γ (EC 2.7.7.7), the DNA helicase TWINKLE (EC 5.6.2.3), and the mitochondrial single-strand DNA-binding protein. Initiation of leading-strand mtDNA replication requires RNA primers that are generated via transcription. Originally, these were reported to emanate from a single so-called light-strand promoter (9, 16), but recently a second light-strand promoter has also been proposed to be a source of replication primers (17). There are at least two topoisomerases required to facilitate transcription and replication of mtDNA (18). For example, one of the final steps of mtDNA replication requires a mitochondrial isoform of topoisomerase 3a (TOP3a) (EC 5.6.2.1) to resolve the two circles that are physically linked as a hemicatenane (19). In terms of DNA repair capacity, mammalian mitochondria have a fairly robust base-excision repair system for oxidative or other non-bulky damage that is initiated by mitochondrial isoforms of several DNA glycosylases, including OGG1 (9, 15). However, they lack many of the other DNA repair pathways available in the nucleus such as nucleotide excision repair and nonhomologous end joining (9, 15). This relative paucity of mtDNA repair pathways, in combination with its high copy number and propensity for damage, led us to propose that mtDNA is a cellular genotoxic stress sentinel that signals, in part, through mtDNA-mediated induction of interferon-stimulated genes (ISGs) that protect the nuclear DNA (20). There are many other factors, including a variety of nucleases, that are involved in mtDNA metabolism (21) that we do not have space to review. However, those relevant to mtDNA release and innate immune sensing are discussed in context.

포유류 미토콘드리아 DNA의 독특한 특징과 뉴클레오이드로의 조직화

포유류 미토콘드리아 DNA는

미토콘드리아 산화적 인산화 시스템의 13가지 필수 단백질과

전용 미토콘드리아 리보솜 세트에 의한 번역에 필요한

2개의 rRNA와 22개의 tRNA를 암호화하는 약 16.5kb의 순환 분자입니다(9).

대부분의 세포에서

미토콘드리아의 매트릭스 내에 수천 개의 mtDNA 사본이 존재하며,

이 사본들은 미토콘드리아 내막(IMM)과 밀접하게 연관되어 있습니다.

중요한 것은,

mtDNA가

핵소체(nucleoid)라고 불리는

개별적인 단백질-핵산 구조로 구성되어 있다는 점입니다.

nucleoid = mtDNA+protein complex

미토콘드리아는 미토콘드리아 DNA(mtDNA)의 내용을 유지하고 표현하기 위해 매우 복잡하고 독특한 기계를 보존합니다. 염색체와 유사하게, mtDNA는 핵소체라고 불리는 개별적인 mtDNA-단백질 복합체로 포장됩니다. mtDNA 보호막으로서의 역할 외에도, 50개가 넘는 핵소체 관련 단백질은 mtDNA 또는 다른 핵소체 관련 단백질과 일시적 또는 영구적으로 결합하여 mtDNA 유지 및 유전자 발현에 중요한 역할을 합니다. 단일 핵소체에 포함된 미토콘드리아 DNA(mtDNA)의 수는 근본적인 질문이지만, 여전히 논란의 여지가 있는 문제입니다. 핵소체 구성 요소의 교란과 미토콘드리아 DNA의 돌연변이는 발암을 포함한 다양한 질병에서 중요한 것으로 확인되었습니다. 핵소체 구조와 그 조절에 대한 관심은 다세포 생물의 질병을 포함하고, 미토콘드리아 DNA에 수많은 돌연변이가 축적되는 것과 관련된 미토콘드리아 질환과 관련하여 자극을 받았습니다. 이 리뷰에서는 미토콘드리아 핵소체 구조, 핵소체 관련 단백질, 그리고 미토콘드리아 대사에 대한 그들의 조절 역할을 간략하게 다루어 미토콘드리아 생물학을 포함하는 새로운 연구 분야의 개요를 제공합니다.

핵소체는

모든 면에서 미토콘드리아의 염색질 버전이라고 할 수 있으며,

미토콘드리아 유전자 발현의 복제, 복구, 전사 및 기타 단계가 발생하고 조절됩니다(10).

핵소체는 또한

미토콘드리아 DNA의 분리되고 유전되는 단위입니다(11).

Nucleoids are also the segregating and inherited units of mtDNA

미토콘드리아와 미토콘드리아 핵소체의 공간적 조직화(국소화). 원형 mtDNA(~16.5kb)의 외곽선 길이는 ~5μm[47]이고, 직경이 ~250nm~~400nm인 원통으로 구성된 미토콘드리아 네트워크의 세관에 들어가기 위해서는 핵소체에 단단히 포장되어야 합니다. 핵소체는 호흡 사슬 슈퍼콤플렉스[31]와 ER-미토콘드리아 복합체(빨간색 원)를 포함하는 고차원적 집합체로 구성되어 있습니다. ER, 소포체; mtDNA, 미토콘드리아 DNA.

초분해능 현미경에 기초하여,

핵소체의 직경은 약 100nm이고

평균적으로 약 1.4개의 미토콘드리아 DNA 분자를 포함합니다(12).

이것은 아마도

단일 복제 불능 분자와 다양한 복제 중간 단계에 있는 분자의

혼합물에 해당될 것입니다.

핵소체의 포장은

미토콘드리아 전사 인자 A(TFAM)에 의해 이루어집니다.

transcription factor A mitochondrial (TFAM)

TFAM은

mtDNA에 결합하여 구부러지게 하고,

원형 분자를 압축하는 가닥간 이합체를 형성합니다.

TFAM은 mtDNA의 완전한 압축을 유도하기에 충분하지만(13, 14),

핵소체에는 복제, 전사, 번역 및 기타 기능에 관여하는

많은 다른 단백질이 포함되어 있습니다(10).

mtDNA가 방출되는 상황과 방출된 후의 상태에 대한 우리의 설명과 관련하여,

mtDNA의 복제 및 복구에 필요한 몇 가지 요소와 메커니즘을 소개하는 것이 중요합니다.

이러한 주제는 1997년 Shadel과 Clayton이

이 저널에서 검토한 초점이었으며,

이 기사가 출판된 지 25주년이 되는 해입니다.

이 주제에 대한 보다 현대적인 리뷰(10, 15)가 있기 때문에,

여기서는 몇 가지 관련 하이라이트만 다룹니다.

첫째, mtDNA 복제는

두 가지 구성 요소인 미토콘드리아 DNA 중합효소 γ(EC 2.7.7.7),

DNA 헬리케아제 트윙클(EC 5.6.2.3),

미토콘드리아 단일 가닥 DNA 결합 단백질로 구성된

최소한의 리플로솜을 포함하는 핵 인코딩 인자를 필요로 합니다.

선행 가닥 mtDNA 복제를 시작하려면 전사를 통해 생성된 RNA 프라이머가 필요합니다. 원래는 이 프라이머가 단일 소위 가벼운 가닥 프로모터(9, 16)에서 나온다고 보고되었지만,

최근에는

두 번째 가벼운 가닥 프로모터가

복제 프라이머의 원천이라고 주장하는 연구 결과도 있습니다(17).

mtDNA의 전사와 복제를 촉진하는 데에는

최소 두 가지 토포이소머라제가 필요합니다(18).

예를 들어, 미토콘드리아 DNA 복제의 마지막 단계 중 하나는 토포이소머라제 3a(TOP3a)의 미토콘드리아 이소폼(EC 5.6.2.1)이 반카테난(19)으로 물리적으로 연결된 두 개의 원을 분리하는 것을 필요로 합니다.

DNA 복구 능력 측면에서,

포유류 미토콘드리아는 산화적 또는 기타 비대칭적 손상에 대해

상당히 강력한 염기 절단 복구 시스템을 가지고 있습니다.

이 시스템은 OGG1(9, 15)을 포함한 여러 DNA 글리코실라제의 미토콘드리아 이소형에 의해 시작됩니다.

그러나, 핵에서 이용 가능한 뉴클레오티드 절단 복구 및 비동형 말단 결합(9, 15)과 같은 다른 DNA 복구 경로가 많이 부족합니다. 이 미토콘드리아 DNA 복구 경로의 상대적 부족과 높은 복제 수, 손상 경향은 미토콘드리아 DNA가 핵 DNA를 보호하는 인터페론 자극 유전자(ISG)의 미토콘드리아 DNA 매개 유도를 통해 부분적으로 신호를 보내는 세포 유전독성 스트레스 감시자임을 시사합니다(20). 우리가 검토할 공간이 부족하기 때문에, mtDNA 대사에 관여하는 다양한 뉴클레아제(21)를 포함한 다른 많은 요인에 대해서는 언급하지 않겠습니다.

그러나,

mtDNA 방출과 선천성 면역 감지와 관련된 요인들은

맥락에서 논의됩니다.

MECHANISMS OF MITOCHONDRIAL DNA RELEASE

There are now reports of cytoplasmic and extracellular mtDNA release in many different mammalian cell types and under a variety of physiological and pathological circumstances ( Figures 1 and 2 ) ( Table 1 ). This implies that there are multiple routes of mtDNA escape that operate under context-specific circumstances. Furthermore, it is important to note that released mtRNA has also been reported to activate innate immune RNA sensors (22, 23). Thus, the full range of damage-associated molecular patterns (DAMPs) released from mitochondria and what determines the apparent selectivity of their release remains to be determined. Therefore, we have limited our discussion to the current landscape of mtDNA release mechanisms, while acknowledging that this is a fast-moving area with new mechanistic details steadily coming to light.

미토콘드리아 DNA 방출의 메커니즘

현재 다양한 포유류 세포 유형과 다양한 생리적, 병리학적 환경에서

세포질 및 세포 외 미토콘드리아 DNA 방출에 대한 보고가 있습니다( 그림 1 및 2 ) ( 표 1 ).

이것은

맥락에 따라 작동하는 미토콘드리아 DNA 탈출 경로가

여러 개 있음을 의미합니다.

또한, 방출된 mtRNA가

선천성 면역 RNA 센서를 활성화시키는 것으로 보고되었다는 점도

주목할 필요가 있습니다(22, 23).

따라서,

미토콘드리아에서 방출되는 모든 종류의 손상 관련 분자 패턴(DAMP)과

그 방출의 명백한 선택성을 결정하는 요인이 무엇인지에 대해서는 아직 밝혀지지 않았습니다.

따라서, 우리는

mtDNA 방출 메커니즘의 현재 상황에 대한 논의로 범위를 제한하는 한편,

이 분야가 빠르게 발전하고 있으며 새로운 메커니즘적 세부 사항이 꾸준히 밝혀지고 있다는 점을 인정하고 있습니다.

Figure 1 mtDNA-driven innate immune signaling. Release of mtDNA can occur through several different mechanisms, including IMM herniation through BAK/BAX pores in the OMM or escape involving mPTP and VDAC pores. Escape of mtDNA may also occur through leaky mitochondria or lysosomes, arising from defective mitophagy, autophagy, or membrane trafficking. Release of mtDNA into circulation can be achieved through mitochondria-derived extracellular vesicles, in addition to other mechanisms discussed in the section titled Mechanisms of Mitochondrial DNA Release. Released mtDNA has been reported to be whole nucleoids (via BAK/BAX) or fragments (via VDAC), and nonoxidized and oxidized mtDNA (denoted by -ox) signal differently. Cytoplasmic mtDNA activates several innate immune sensors, including (but not limited to) TLR9 (with some specificity for hypomethylated CpG DNA, which includes mtDNA), cGAS, ZBP1, NLRP3, and AIM2 inflammasomes. The activation of these different sensors can trigger a plethora of downstream signaling outcomes, including (but not limited to) ISGs, type I IFN, NF-κB, and the secretion of IL-1β and IL-18. Therefore, there is a wide diversity in mtDNA release mechanisms, species of released mtDNA, and mtDNA-triggered inflammatory pathways that can crosstalk with each other. This complexity likely explains how mtDNA-driven inflammation is tailored for specific cellular stress responses or contributes to tissue-specific pathology.

그림 1 미토콘드리아 DNA에 의한 선천성 면역 신호 전달. 

미토콘드리아 DNA의 방출은 여러 가지 다른 메커니즘을 통해 일어날 수 있는데, 

OMM의 BAK/BAX 기공을 통한 IMM 탈출이나 

mPTP와 VDAC 기공을 통한 탈출이 그 예입니다. 

미토콘드리아 DNA의 탈출은 

또한 미토콘드리아의 누출이나 리소좀을 통해서도 일어날 수 있는데, 

이는 미토콘드리아의 자가포식이나 자가포식, 

또는 막의 이동에 결함이 있기 때문에 일어날 수 있습니다. 

미토콘드리아 DNA의 순환으로의 방출은 

미토콘드리아 유래 세포외 소포체를 통해 달성될 수 있으며, 

미토콘드리아 DNA 방출 메커니즘 섹션에서 논의된 다른 메커니즘과 함께 설명됩니다. 

방출된 미토콘드리아 DNA는 

전체 핵소체(BAK/BAX를 통해) 또는 단편(VDAC를 통해)으로 보고되었으며, 

비산화 및 산화 미토콘드리아 DNA(-)ox로 표시된 신호는 다르게 나타납니다. 

세포질 미토콘드리아 DNA는 

TLR9(미토콘드리아 DNA를 포함하는 저메틸화된 CpG DNA에 대한 특이성을 포함), 

cGAS, ZBP1, NLRP3, AIM2 염증성 세포체를 포함하되 

이에 국한되지 않는 여러 가지 선천성 면역 센서를 활성화합니다. 

이러한 다양한 센서의 활성화는 

ISG, 유형 I IFN, NF-κB, IL-1β와 IL-18의 분비를 포함(이에 국한되지 않음)하는 

수많은 후속 신호 전달 결과를 촉발할 수 있습니다. 

따라서, 

미토콘드리아 DNA 방출 메커니즘, 방출된 미토콘드리아 DNA의 종, 

그리고 서로 교차할 수 있는 미토콘드리아 DNA 유발 염증 경로가 매우 다양합니다. 

이러한 복잡성은 

미토콘드리아 DNA에 의한 염증이 특정 세포 스트레스 반응에 맞게 조정되거나 

조직 특이적 병리에 기여하는 방법을 설명할 수 있습니다.

Abbreviations: BAK, Bcl-2 homologous antagonist killer; BAX, Bcl-2-associated X protein; cGAS, cGMP–AMP synthase; IFN, interferon; IL, interleukin; IMM, inner mitochondrial membrane; IRF, interferon response factor; ISG, interferon-stimulated gene; mPTP, mitochondrial permeability transition pore; mtDNA, mitochondrial DNA; NF-κB, nuclear factor κB; NLRP3, NOD-, LRR-, and pyrin domain-containing protein 3; OMM, outer mitochondrial membrane; TBK1, TANK-binding kinase 1; TFAM, transcription factor A mitochondrial; TLR, Toll-like receptor; VDAC, voltage-dependent anion channel; ZBP1, Z-DNA binding protein 1.

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Figure 2 Stressors associated with mtDNA release. Release of mtDNA can be triggered by a variety of stressors. These include problems with mtDNA homeostasis (impaired replication, segregation, or damage), mitochondrial OXPHOS dysfunction (increased ROS production, inhibited electron transport), altered cellular metabolism (cholesterol, fatty acids, or pyrimidines), impaired mitophagy or autophagy, and ER stress. Several stressors that affect the cell and/or organism also cause mtDNA release, and mtDNA-driven inflammation has been linked to several pathological contexts (see Table 1).

그림 2 스트레스 요인과 관련된 미토콘드리아 DNA 방출. 

미토콘드리아 DNA 방출은 

다양한 스트레스 요인에 의해 촉발될 수 있습니다. 

여기에는 

mtDNA 항상성 문제(복제, 분리, 손상), 

미토콘드리아 OXPHOS 기능 장애(ROS 생성 증가, 전자 수송 억제), 

세포 대사 변화(콜레스테롤, 지방산, 피리미딘), 

미토파지 또는 자가포식 손상, ER 스트레스 등이 포함됩니다. 

세포 및/또는 유기체에 영향을 미치는 여러 스트레스 요인도 

mtDNA 방출을 유발하며, 

mtDNA에 의한 염증은 여러 병리학적 맥락과 관련이 있습니다(표 1 참조).

Abbreviations: ER, endoplasmic reticulum; mtDNA, mitochondrial DNA; OXPHOS, oxidative phosphorylation; ROS, reactive oxygen species.

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BAK/BAX Pores

Cytoplasmic release of mtDNA via megapores formed by BAK and BAX was originally observed under conditions of caspase-independent apoptosis (24, 25) but has since been observed under multiple other conditions (26–29). Here, the IMM extrudes (or herniates) through the outer mitochondrial membrane (OMM), with the release of entire nucleoids once the pore grows wide enough ( Figure 1 ). The absolute and relative amounts of BAK and BAX determine the rate of growth of the megapore and the kinetics of mtDNA release (30), which is likely a key determinant of the cell-type specificity and sensitivity of the process. How the mtDNA is released into the cytoplasm from this point is not entirely clear. A minority of IMM-derived compartments reportedly have membrane breaks, possibly explaining how mtDNA can escape (24), while others have argued that the IMM becomes more permeable to small ions under caspase-inhibited apoptosis (25). This transition is independent of the well-known mitochondrial permeability transition pore (mPTP), but whether this is sufficient to promote the translocation of mtDNA into the cytoplasm is not known. Whether the whole nucleoid remains intact or is fragmented once in the cytoplasm is also not yet clear.

BAK/BAX 기공

BAK와 BAX에 의해 형성된

거대 기공을 통한 미토콘드리아 DNA의 세포질 방출은

원래 카스파제 독립적 세포 사멸의 조건에서 관찰되었지만(24, 25),

그 이후로 여러 다른 조건에서 관찰되었습니다(26-29).

여기서,

IMM은 외부 미토콘드리아 막(OMM)을 통해 돌출(혹은 탈출)하고,

기공이 충분히 넓어지면 핵소체가 전체적으로 방출됩니다(그림 1).

BAK와 BAX의 절대량과 상대량은 메가포어의 성장률과 mtDNA 방출 속도(30)를 결정하는데, 이 속도는 세포 유형의 특이성과 그 과정의 민감도를 결정하는 주요 요인일 가능성이 큽니다. 이 시점에서 mtDNA가 어떻게 세포질로 방출되는지는 완전히 명확하지 않습니다. 일부 IMM 유래 구획은 막이 파열되어 mtDNA가 빠져나갈 수 있는 것으로 알려져 있습니다(24). 반면, 다른 사람들은 IMM이 카스파제 억제 아폽토시스(apoptosis) 하에서 작은 이온에 더 잘 투과된다고 주장합니다(25). 이 전이는 잘 알려진 미토콘드리아 투과성 전이 기공(mPTP)과는 무관하지만, 이것이 mtDNA의 세포질 내 전좌를 촉진하는 데 충분한지는 알려지지 않았습니다. 핵소체가 온전히 남아 있는 상태인지, 아니면 일단 세포질로 들어가면 조각난 상태인지도 아직 명확하지 않습니다.

VDAC Pores

A second cytoplasmic mtDNA release mechanism involves the coordination of two other mitochondrial pores, voltage-dependent anion channel (VDAC) in the OMM and the mPTP (31) ( Figure 1 ). The precise composition of the mPTP is not known, while the VDAC pore implicated in the mtDNA release process appears to involve pure or mixed oligomers of VDAC1 and VDAC3. The involvement of VDAC2 has not been assessed. During the VDAC-mediated process, mtDNA fragments, not whole nucleoids, are released and this is facilitated under conditions where the mtDNA is oxidatively damaged (31) ( Figure 1 ). This is consistent with early reports that mtDNA fragments of up to 700 bp can be released from isolated mitochondria in an mPTP-dependent manner under conditions of oxidative stress (32), and that oxidized mtDNA (ox-mtDNA) is inflammatory (33). Precisely how the mPTP allows mtDNA release through the IMM remains a mystery, but calcium-dependent and calcium-independent processes have been proposed (31, 34, 35). Once in the intermembrane space, mtDNA binds to the N terminus of VDAC via critical lysine and arginine residues and promotes VDAC oligomerization and mtDNA release (31). However, in macrophages stimulated with inflammasome agonists, mPTP activation and VDAC oligomerization can occur independently of mtDNA binding and reactive oxygen species (ROS)-mediated oxidation (34). In this case, fragments of mtDNA to be released are generated by the FEN1 nuclease (EC 3.1.99.B1) ( Figure 1 ), with another mitochondrial nuclease, MGME1, possibly also involved. This process does not require MRE11, which is needed for mtDNA release in Fanconi anemia cells that are undergoing mtDNA replication fork stress (36), although the mechanism of mtDNA release in that study was not determined and may not be via mPTP and VDAC pores. In mouse lung fibroblasts, release via the mPTP–VDAC mechanism is regulated by binding of vaccinia virus-related kinase 2 to VDAC1 in a kinase-independent manner, which enhances mtDNA binding to VDAC1 (35). This illuminates the interesting possibility that VDAC pore formation for mtDNA release is subject to regulation by other factors that may contribute to the cell specificity of the response.

VDAC 기공

두 번째 세포질 미토콘드리아 DNA 방출 메커니즘은 OMM의 전압 의존성 음이온 채널(VDAC)과 mPTP(31)라는 두 개의 다른 미토콘드리아 기공의 협응력을 필요로 합니다( 그림 1 ). mPTP의 정확한 구성은 알려져 있지 않지만, mtDNA 방출 과정에 관여하는 VDAC 기공은 VDAC1과 VDAC3의 순수 또는 혼합 올리고머를 포함하는 것으로 보입니다. VDAC2의 관여 여부는 평가되지 않았습니다. VDAC 매개 과정 동안, 전체 핵소체가 아닌 mtDNA 단편이 방출되며, 이는 mtDNA가 산화적으로 손상된 조건에서 촉진됩니다(31) ( 그림 1 ). 이는 산화 스트레스 조건 하에서 mPTP 의존적 방식으로 분리된 미토콘드리아에서 최대 700bp의 mtDNA 단편이 방출될 수 있다는 초기 보고(32)와 산화된 mtDNA(ox-mtDNA)가 염증 유발 물질이라는 사실(33)과 일치합니다. mPTP가 IMM을 통해 mtDNA를 방출하는 정확한 방법은 아직 밝혀지지 않았지만, 칼슘 의존적 과정과 칼슘 독립적 과정이 제안되었습니다(31, 34, 35). 막간극에 들어가면, mtDNA는 중요한 리신과 아르기닌 잔기를 통해 VDAC의 N 말단에 결합하고, VDAC의 올리고머화와 mtDNA 방출을 촉진합니다(31). 그러나, 염증성 아고니스트에 의해 자극된 대식세포에서는 mPTP 활성화와 VDAC 올리고머화가 mtDNA 결합과 반응성 산소 종(ROS) 매개 산화(34)와 독립적으로 발생할 수 있습니다. 이 경우, 방출될 mtDNA 조각은 FEN1 뉴클레아제(EC 3.1.99.B1)에 의해 생성되며(그림 1), 다른 미토콘드리아 뉴클레아제인 MGME1도 관여할 수 있습니다. 이 과정은 mtDNA 복제 포크 스트레스(36)를 겪고 있는 판코니 빈혈 세포에서 mtDNA 방출에 필요한 MRE11을 필요로 하지 않지만, 이 연구에서 mtDNA 방출의 메커니즘은 밝혀지지 않았고 mPTP와 VDAC 기공을 통해 이루어지지 않을 수도 있습니다. 마우스 폐섬유모세포에서 mPTP-VDAC 메커니즘을 통한 방출은 백시니아 바이러스 관련 키나아제 2가 키나아제 독립적인 방식으로 VDAC1에 결합함으로써 조절되는데, 이로 인해 VDAC1에 대한 mtDNA 결합이 강화됩니다(35). 이것은 mtDNA 방출을 위한 VDAC 기공 형성이 반응의 세포 특이성에 기여할 수 있는 다른 요인에 의해 조절될 수 있다는 흥미로운 가능성을 보여줍니다.

Gasdermin pores.

Gasdermin is an effector molecule of an inflammatory form of cell death called pyroptosis. It is activated by caspase cleavage, producing an N-terminal proteolytic fragment that inserts into the plasma membrane and oligomerizes into large pores that swell and lyse the cell (37). Huang et al. (38) have proposed that an N-terminal fragment generated by caspase-11 (EC 3.4.22.64) cleavage also inserts into mitochondrial membranes to induce mtDNA release in endothelial cells exposed to lipopolysaccharide (LPS). Though intriguing, it remains uncertain whether gasdermin is alone sufficient to allow mtDNA to cross both the IMM and OMM, since it normally forms pores only in the single plasma membrane. Furthermore, gasdermin action at the plasma membrane causes mitochondrial dysfunction that may lead to cytoplasmic mtDNA release by other mechanisms and ultimately extracellular mtDNA release (39).

가스데르민 기공.

가스데르민은

파이로토시스라고 불리는

염증성 세포 사멸의 이펙터 분자입니다.

그것은 카스파제 분해에 의해 활성화되어,

세포막에 삽입되어 세포를 부풀리고 용해시키는 큰 구멍으로

올리고머화되는 N-말단 단백질 분해 단편을 생성합니다(37).

Huang et al. (38)은 카스파제-11(EC 3.4.22.64) 분해에 의해 생성된 N-말단 단편이 또한 미토콘드리아 막에 삽입되어 리포폴리사카라이드(LPS)에 노출된 내피 세포에서 미토콘드리아 DNA 방출을 유도한다고 제안했습니다. 흥미롭기는 하지만, 가스데르민이 mtDNA가 IMM과 OMM을 모두 통과할 수 있도록 하는 데 충분할지는 아직 불확실합니다. 일반적으로 가스데르민은 단일 원형질막에서만 기공을 형성하기 때문입니다. 게다가, 원형질막에서 가스데르민의 작용은 미토콘드리아 기능 장애를 유발하여 다른 메커니즘에 의해 세포질 mtDNA가 방출되고, 궁극적으로 세포 외 mtDNA가 방출될 수 있습니다(39).

Alterations in autophagy, mitophagy, and lysosomes.

Another emerging, but less well-delineated, mechanism of mtDNA release involves the accumulation of damaged, leaky mitochondria as a consequence of a lack of removal via mitophagy, as well as inefficient autophagy and lysosomes that cannot adequately degrade mtDNA and leak out the excess. For example, Sliter et al. (5) showed that exhaustive exercise in Parkin or Pink1 null mice, or in Parkin/Polγ mutator mice, drives inflammation that is presumably due to mtDNA release into the cytoplasm and/or systemically. These data suggest that a lack of PINK1/PARKIN-mediated mitophagy can lead to mtDNA release under extreme mitochondrial stress conditions, a conclusion supported by other studies (40, 41). Although cytoplasmic mtDNA release was not actually demonstrated, and the origin of circulating/systemic mtDNA was not clear, it is logical to postulate that this was due to the accumulation of defective, leaky mitochondria.

In a similar vein to mitophagy, several lines of evidence link defective autophagy and lysosomal function to mtDNA leakage into the cytoplasm (4, 42–44). Impaired autophagy prevents the degradation of mtDNA, enabling its escape from lysosomes (43, 44). Knockout of VPS13C in HeLa cells leads to cytosolic mtDNA release that is associated with defective lysosomes (4). Again, the mechanism of mtDNA release in these studies was not divulged but could be due to the accumulation of leaky mitochondria due to impaired mitophagy or autophagy or to inefficient lysosomes that cannot adequately degrade mtDNA during mitophagy and therefore leak. In addition, nucleoids that do not properly segregate, due to replication stalling or damage, can be extracted from mitochondria and degraded through the endolysosomal system (42, 45). However, mtDNA can escape degradation when this pathway is overwhelmed and get released into the cytoplasm (42).

자가포식, 미토파지, 리소좀의 변화.

또 다른 새로운 메커니즘으로, 아직 명확하게 밝혀지지는 않았지만,

미토파지를 통한 제거가 부족하거나,

자가포식이나 리소좀이 제대로 작동하지 않아

손상되고 누출된 미토콘드리아가 축적되면서

미토콘드리아 DNA가 방출되는 메커니즘이 있습니다.

예를 들어, Sliter et al. (5)은 Parkin 또는 Pink1 null 마우스 또는 Parkin/Polγ 돌연변이 마우스에서 철저한 운동을 하면 염증이 유발된다는 것을 보여주었습니다. 이 데이터는 PINK1/PARKIN 매개 미토파지가 부족하면 극심한 미토콘드리아 스트레스 조건에서 mtDNA가 방출될 수 있다는 것을 시사하며, 다른 연구에서도 같은 결론을 내렸습니다 (40, 41). 세포질 미토콘드리아 DNA 방출이 실제로 입증되지 않았고, 순환/전신 미토콘드리아 DNA의 기원이 명확하지 않더라도, 이것이 결함이 있는 누출성 미토콘드리아의 축적 때문이라고 가정하는 것은 논리적인 일입니다.

미토파지와 비슷한 맥락에서, 여러 가지 증거가 자가포식 기능의 결함과 리소좀 기능의 결함이 미토콘드리아 DNA의 세포질 유출과 관련이 있다는 것을 보여줍니다(4, 42-44). 자가포식 기능의 결함은 미토콘드리아 DNA의 분해를 방해하여 리소좀으로부터의 탈출을 가능하게 합니다(43, 44). HeLa 세포에서 VPS13C의 결핍은 리소좀의 결함과 관련된 세포질 미토콘드리아 DNA의 방출로 이어집니다(4).

다시 말하지만,

이 연구에서 미토콘드리아 DNA가 방출되는 메커니즘은 밝혀지지 않았지만,

미토콘드리아의 손상된 미토파지 또는 자가포식 또는

미토파지 동안 미토콘드리아 DNA를 적절하게 분해할 수 없는 비효율적인 리소좀으로 인해

누출된 미토콘드리아가 누출된 것일 수 있습니다.

또한, 복제 정체 또는 손상으로 인해 제대로 분리되지 않는 핵소체는

미토콘드리아에서 추출되어 엔도리소좀 시스템을 통해 분해될 수 있습니다(42, 45).

그러나, 이 경로가 압도될 때

mtDNA는 분해에서 벗어나

세포질로 방출될 수 있습니다(42).

Extracellular Mitochondrial DNA Release and Circulating Cell-Free Mitochondrial DNA

In addition to cytoplasmic mtDNA escape, mtDNA can be released from cells passively, due to physical cell damage or injury or during certain immunogenic forms of cell death, or actively, via extracellular vesicles (EVs) or as a component of neutrophil extracellular traps (NETs) (46, 47). Furthermore, mtDNA can gain access to the circulatory system and be detected as so-called circulating cell-free mtDNA (CCF-mtDNA) (48–52). EVs containing mtDNA may arise from mitochondria-derived vesicles (MDVs), given that they frequently contain other immunogenic molecules (53). However, a recent study of MDVs did not identify mtDNA as cargo (54), suggesting that other mechanisms mediate the transfer of mtDNA to EVs or that there may be uncharacterized species of MDVs or other mitochondrial-membrane-derived compartments that carry mtDNA to EVs. PINK1, which regulates mitophagy, also promotes the packaging of mtDNA into EVs, thereby facilitating cellular mtDNA release (55, 56). This function of PINK1 appears separate from its role in mitophagy, as a kinase-dead PINK1 mutant, which cannot activate PARKIN, facilitates mtDNA packaging into EVs, and PARKIN expression‎ prevents packaging of other immunogenic molecules into EVs (53, 56). There remains much to be learned about how EVs interface with mitophagy and membrane trafficking of mitochondrial components, including mtDNA.

세포 외 미토콘드리아 DNA 방출과 순환하는 세포 외 미토콘드리아 DNA

세포질 미토콘드리아 DNA의 유출 외에도,

미토콘드리아 DNA는

물리적 세포 손상이나 상해 또는 특정 면역원성 세포 사멸 과정에서 수동적으로 세포에서 방출되거나,

세포 외 소포(EVs)를 통해 또는 호중구 세포 외 트랩(NETs)의 구성 요소로서

능동적으로 방출될 수 있습니다(46, 47).

또한, 미토콘드리아 DNA는 순환계에 접근하여 소위 순환성 무세포 미토콘드리아 DNA(CCF-mtDNA)로 검출될 수 있습니다(48-52). 미토콘드리아 DNA를 포함하는 EV는 미토콘드리아 유래 소포(MDV)에서 발생할 수 있는데, 이는 다른 면역원성 분자를 자주 포함하고 있기 때문입니다(53). 그러나 최근의 미토콘드리아 운반체의 연구에서는 미토콘드리아 DNA가 화물로 확인되지 않았습니다(54). 이는 미토콘드리아 DNA가 소포체 또는 미토콘드리아 막 유래 소기관으로 운반되어 소포체에 도달하는 다른 메커니즘이 존재하거나 미토콘드리아 DNA를 소포체로 운반하는 미토콘드리아 운반체의 미확인 종이 존재할 수 있음을 시사합니다. 또한, 미토파지를 조절하는 PINK1은 미토콘드리아 DNA를 소포체로 포장하여 세포 내 미토콘드리아 DNA 방출을 촉진합니다(55, 56). PINK1의 이 기능은 미토파지에서의 역할과는 별개로 나타납니다. 키나아제 결핍 PINK1 돌연변이는 PARKIN을 활성화할 수 없기 때문에, mtDNA를 EV로 포장하는 것을 촉진하고, PARKIN 발현은 다른 면역원성 분자의 EV 포장을 방지합니다(53, 56). EV가 미토파지와 어떻게 상호 작용하고 mtDNA를 포함한 미토콘드리아 구성 요소의 막 트래픽을 어떻게 하는지에 대해서는 아직 배울 것이 많습니다.

MITOCHONDRIAL DNA RELEASE-MEDIATED INNATE IMMUNE SIGNALING

Cells have evolved intricate systems to detect and defend against invading pathogens. Key to the initial cellular response is a diverse repertoire of pattern-recognition receptors (PRRs) that bind with specificity to various pathogen-associated molecular patterns (PAMPs), which are molecules from bacteria, viruses, and other pathogens that cells recognize as foreign. PRRs include a variety of PAMP-sensing proteins, including Toll-like receptors (TLRs), inflammasomes, RNA sensors of the RIG-I-like receptor (RLR) family, and DNA sensors like cGMP–AMP synthase (cGAS) (EC 2.7.7.86). RLRs, cGAS, and TLRs can activate type 1 interferon (IFN) responses and downstream ISGs via activation of IFNα and IFNβ and/or NF-κB and other signaling pathways to induce proinflammatory cytokines ( Figure 1 ). Alternatively, inflammasomes activate different proinflammatory cytokines [i.e., interleukin (IL)-1β and IL-18] and also promote pyroptosis (57) ( Figure 1 ). Consistent with their bacterial origin, several mitochondrial molecules (including mtDNA, mtRNA, N-formyl peptides, cardiolipin, and TFAM) can bind to PRRs and act as DAMPs, which are endogenous molecules liberated under various stress conditions that activate the innate immune system (8, 58). As we discuss in the sections titled cGAS-STING Signaling, Inflammasome Activation, and TLR9 Signaling, depending on the precise context and cell type, mtDNA release can activate any of these three classes of PRRs ( Figure 1 ).

미토콘드리아 DNA 방출 매개 선천성 면역 신호 전달

세포는

침입하는 병원체를 감지하고 방어하기 위해

복잡한 시스템을 발전시켜 왔습니다.

초기 세포 반응의 핵심은

세포가 이물질로 인식하는 박테리아, 바이러스 및 기타 병원체의 분자인

다양한 병원체 관련 분자 패턴(PAMP)에 특이적으로 결합하는

다양한 패턴 인식 수용체(PRR)의 레퍼토리입니다.

PRR에는

톨(Toll)-유사 수용체(TLR),

인플라마솜, RIG-I-유사 수용체(RLR) 계열의 RNA 센서,

cGMP-AMP 신타제(cGAS)와 같은 DNA 센서(EC 2.7.7.86)를 포함한

다양한 PAMP-감지 단백질이 포함됩니다.

RLR, cGAS, TLR은

IFNα와 IFNβ 및/또는 NF-κB와 기타 신호 전달 경로를 활성화하여

프로인플루엔자성 사이토카인(proinflammatory cytokines)을 유도함으로써

1형 인터페론(type 1 interferon, IFN) 반응과 다운스트림 ISG를 활성화할 수 있습니다( 그림 1).

또는,

인플라즈모솜은

다른 프로인플루엔자성 사이토카인[즉, 인터루킨(IL)-1β와 IL-18]을 활성화하고

파이로토시스(pyroptosis)도 촉진합니다(57)( 그림 1).

미토콘드리아의 박테리아 기원과 일치하는

여러 미토콘드리아 분자(mtDNA, mtRNA, N-formyl 펩티드, 카디오리핀, TFAM 포함)가

PRR에 결합하여 DAMPs 역할을 할 수 있습니다.

DAMPs는

다양한 스트레스 조건에서 방출되어

선천성 면역 체계를 활성화하는 내인성 분자입니다(8, 58).

cGAS-STING 신호,

염증성 사이토카인 활성화,

TLR9 신호라는 제목의 섹션에서 논의한 바와 같이,

정확한 맥락과 세포 유형에 따라,

미토콘드리아 DNA 방출은

이 세 가지 종류의 PRR 중 하나를 활성화할 수 있습니다(그림 1).

cGAS–STING Signaling

A major cellular DNA sensor is cGAS, a member of the nucleotidyltransferase family of enzymes that generates 2′3′ cyclic GAMP (cGAMP) from ATP and GTP (59). STING is an ER membrane-resident protein that binds cGAMP, after which it translocates to the Golgi, where it activates TANK-binding kinase 1 (TBK1) (EC 2.7.11.10). TBK1, in turn, phosphorylates the transcription factor interferon response factor 3 (IRF3) allowing it to translocate into the nucleus and activate the IFNβ gene to kick off a full type 1 IFN and ISG response (60, 61). This entire cascade of events is initiated by the ability of cGAS to bind double-stranded DNA (dsDNA) and undergo higher-order conformational and state changes that activate its enzymatic activity, which is reviewed elsewhere (62). Importantly for our discussions, cGAS is not only activated by exposure to viral DNA but also mis-localized cellular DNA, including both cytoplasmic chromatin fragments and mtDNA (63–67).

cGAS-STING 신호

주요 세포 DNA 센서는

cGAS로, ATP와 GTP(59)로부터 2'3' 사이클릭 GAMP(cGAMP)를 생성하는

뉴클레오티딜트랜스퍼라제 효소군의 일원입니다.

STING은

cGAMP에 결합한 후,

TANK-binding kinase 1(TBK1)(EC 2.7.11.10)을 활성화하는 골지(Golgi)로 이동하는

ER 막 상주 단백질입니다.

TBK1은 차례로 전사 인자 인터페론 반응 인자 3(IRF3)을 인산화하여 핵으로 이동시키고 IFNβ 유전자를 활성화하여 완전한 유형 1 IFN 및 ISG 반응을 시작합니다(60, 61). 이 모든 사건의 연쇄는 cGAS가 이중 나선 DNA(dsDNA)에 결합하고, 더 높은 수준의 구조적 및 상태적 변화를 겪으면서 효소 활성을 활성화하는 능력에 의해 시작됩니다. 이 내용은 다른 곳에서 검토됩니다(62). 논의의 관점에서 중요한 점은 cGAS가 바이러스 DNA에 노출될 때 활성화될 뿐만 아니라, 세포질 염색질 단편과 미토콘드리아 DNA(mtDNA)를 포함한 잘못 위치된 세포질 DNA에도 활성화된다는 것입니다(63-67).

TFAM depletion and its direct role in cGAS recognition.

The first report of mtDNA release caused by the deficiency of a mitochondrial protein involved directly in mtDNA metabolism was in cells depleted of TFAM (65). Because TFAM is needed for both transcription and replication of mtDNA, complete knockout of TFAM in mice causes embryonic lethality due to loss of mtDNA and OXPHOS (68). Interestingly, heterozygous TFAM knockout (Tfam+/ − ) mice are viable despite having 50–70% depletion of mtDNA in most tissues (68). While probing the potential consequences of partial mtDNA depletion in Tfam+/ − mouse embryonic fibroblasts (MEFs), West et al. (65) found ISGs are the top upregulated gene set, indicating upregulation of innate immune signaling. They went on to show in these cells and in TFAM-depleted bone marrow–derived macrophages that mtDNA is released into the cytoplasm, where it activated the cGAS–STING–TBK1 pathway. Furthermore, Tfam+/ − MEFs and mice are resistant to viral infection, demonstrating that mtDNA release can prime an antiviral innate immune response. The cells have elongated mitochondria and enlarged nucleoids, suggesting that inhibited mitochondrial fission downstream of an mtDNA replication defect is driving the release of mtDNA (42). Interestingly, bent, TFAM-bound DNA is a preferred substrate of cGAS (69), which indicates that cGAS activation by mtDNA is facilitated by the concomitant release of bound TFAM ( Figure 1 ). This is also consistent with TFAM-bound nucleoids being released in Tfam+/ − cells or through BAK/BAX pores during apoptotic signaling (24, 25, 42). Recently, a physiologically relevant context in which TFAM depletion drives mtDNA-release-mediated cGAS–STING signaling in humans was elucidated (70). In macrophages with reduced expression‎ of TET2 (EC 1.14.11.n2) or DNMT3A (EC 2.1.1.37), which causes clonal hematopoiesis and increased risk for atherosclerosis, TFAM expression‎ is reduced, driving mtDNA release. Interestingly, this is due to loss of direct binding of TET2 and DNMT3A to the TFAM promoter and recruitment of activating transcription factors, a function independent of their enzymatic activities. Reduced TFAM expression‎ may also play a direct role in mtDNA-release-mediated cGAS–STING activation that contributes to kidney inflammation and fibrotic disease (71) and is observed in cancer cells with decreased ATM expression‎ or activity (72).

TFAM 고갈과 cGAS 인식에 대한 직접적인 역할.

TFAM이 결핍된 세포(65)에서 미토콘드리아 단백질의 결핍으로 인해

mtDNA 대사에 직접 관여하는 mtDNA가 방출되었다는

첫 번째 보고가 있었습니다.

TFAM은 mtDNA의 전사와 복제에 모두 필요하기 때문에,

생쥐에서 TFAM을 완전히 제거하면

mtDNA와 OXPHOS의 손실로 인해 배아가 사멸하게 됩니다(68).

흥미롭게도, 이형접합 TFAM 결손(Tfam+/-) 마우스는 대부분의 조직에서 미토콘드리아 DNA가 50~70% 고갈된 상태임에도 불구하고 생존할 수 있습니다(68). Tfam+/- 마우스 배아 섬유 아세포(MEFs)에서 부분적인 미토콘드리아 DNA 고갈의 잠재적 결과를 조사하는 동안, West et al. (65)은 ISG가 가장 많이 발현된 유전자 집합임을 발견했으며, 이는 선천성 면역 신호 전달의 증가를 나타냅니다. 그들은 이러한 세포와 TFAM이 결핍된 골수 유래 대식세포에서 mtDNA가 세포질로 방출되어 cGAS-STING-TBK1 경로를 활성화한다는 것을 보여주었습니다. 또한, Tfam+/− MEF와 마우스는 바이러스 감염에 저항성을 보였으며, 이는 mtDNA 방출이 항바이러스성 선천성 면역 반응을 활성화할 수 있음을 보여줍니다. 세포에는 길쭉한 미토콘드리아와 커진 핵소체가 있는데, 이는 mtDNA 복제 결함의 하류에서 억제된 미토콘드리아 분열이 mtDNA 방출을 유도한다는 것을 시사합니다(42). 흥미롭게도, 휘어진 TFAM에 결합된 DNA는 cGAS의 선호하는 기질입니다(69). 이는 mtDNA에 의한 cGAS 활성화가 결합된 TFAM의 동시 방출에 의해 촉진된다는 것을 나타냅니다(그림 1). 이는 또한 TFAM 결합 핵소체가 Tfam+/− 세포에서 또는 세포 사멸 신호 전달 과정에서 BAK/BAX 기공을 통해 방출된다는 사실과도 일치합니다(24, 25, 42). 최근 TFAM 고갈이 인간에서 mtDNA 방출 매개 cGAS-STING 신호 전달을 유도하는 생리학적으로 관련된 맥락이 밝혀졌습니다(70). TET2(EC 1.14.11.n2) 또는 DNMT3A(EC 2.1.1.37)의 발현이 감소된 대식세포에서는, TET2 또는 DNMT3A의 발현이 감소되어 TFAM의 발현이 감소되고, 이로 인해 mtDNA가 방출됩니다. 흥미롭게도, 이것은 TET2와 DNMT3A가 TFAM 프로모터에 직접 결합하는 능력이 상실되고 활성화 전사 인자가 모집되는 것, 즉 효소 활동과는 무관한 기능 때문인 것으로 보입니다. TFAM 발현 감소는 또한 신장 염증과 섬유증 질환에 기여하는 mtDNA 방출 매개 cGAS-STING 활성화에 직접적인 역할을 할 수 있으며, 이는 ATM 발현 또는 활동이 감소된 암세포에서 관찰됩니다(72).

Other forms of mitochondrial DNA replication stress.

The TFAM paradigm suggested that other forms of mtDNA stress might also lead to mtDNA-release-mediated cGAS–STING signaling, which has turned out to be the case. Cells either lacking TOP1MT (EC 5.6.2.1) or expressing a pathogenic variant associated with lupus exhibit mtDNA release and activation of the cGAS–STING pathway (73). TOP1MT knockout cells have reduced mtDNA copy number and mitochondrial transcripts, defects in nucleoid organization, elongated mitochondria, and lower OXPHOS. While mtDNA depletion is rescued by expression‎ of the pathogenic variant, the OXPHOS defect is not, and the remaining phenotypes, including mtDNA release, are only partially rescued. Thus, this form of mtDNA and cGAS–STING activation may be involved in lupus pathology. In certain Friedreich's ataxia patient cells, there is a defect in mtDNA fork protection during replication that leads to mtDNA-release-mediated cGAS–STING activation in a manner that requires MRE11 (36). Loss of the mitochondrial CLPP protease (EC 3.4.21.92) causes mtDNA instability and nucleoid alterations that promote release of mtDNA by a VDAC-dependent mechanism resulting in cGAS–STING activation (74). While the precise role of CLPP in mtDNA maintenance is not known, mtDNA-release-mediated cGAS–STING signaling may be involved in Perrault syndrome caused by CLPP mutations. As mentioned in the section titled The Evolution of Mitochondrial DNA Release, knockout of YME1L results in mtDNA release in a VDAC-dependent manner and cGAS–STING activation (3). Here, the effect is mediated by stabilization of the mitochondrial pyrimidine carrier SLC25A33. Increased SLC25A33 activity depletes cytoplasmic pyrimidine pools by increasing their transport into mitochondria. This influx of nucleotides increases de novo synthesis of mtDNA and/or creates some type of replication stress that leads to mtDNA release. This situation is reminiscent of another involving cytidine/uridine monophosphate kinase 2 (CMPK2) (EC 2.7.4.14), a mitochondrial pyrimidine kinase that is increased in macrophages stimulated with LPS, leading to an increase in de novo mtDNA synthesis and mtDNA release via a VDAC-dependent mechanism (75). Therefore, an interesting connection between mitochondrial and cytoplasmic pyrimidine metabolism and mtDNA-mediated innate immune signaling is clearly emerging. Deletion of the mitochondrial nuclease ENDOG (EC:3.1.30) causes ROS-dependent release of small mtDNA fragments (100–200 bp) via VDAC pores and cGAS–STING activation (31). This was the first report of VDAC pore–mediated mtDNA release and mtDNA–cGAS–STING innate immune signaling in lupus (31). However, the nature of the mtDNA defect caused by the loss of ENDOG, the precise role of ROS, and the origin of the released mtDNA fragments (e.g., which nucleases or processes generate them) remain to be clarified.

미토콘드리아 DNA 복제 스트레스의 다른 형태.

TFAM 패러다임은 다른 형태의 mtDNA 스트레스도 mtDNA 방출 매개 cGAS-STING 신호 전달로 이어질 수 있다고 제안했는데, 이것이 사실로 밝혀졌습니다. TOP1MT(EC 5.6.2.1)가 결핍된 세포나 루푸스와 관련된 병원성 변이체를 발현하는 세포는 mtDNA 방출과 cGAS-STING 경로의 활성화를 나타냅니다(73). TOP1MT 녹아웃 세포는 mtDNA 복제 수와 미토콘드리아 전사체의 감소, 핵 조직의 결함, 길어진 미토콘드리아, 낮은 OXPHOS를 보입니다. mtDNA 고갈은 병원성 변이체의 발현으로 회복되지만, OXPHOS 결함은 그렇지 않으며, mtDNA 방출을 포함한 나머지 표현형은 부분적으로만 회복됩니다. 따라서, 이러한 형태의 미토콘드리아 DNA와 cGAS-STING 활성화는 루푸스 병리학에 관여할 수 있습니다. 특정 프리드리히 운동 실조증 환자의 세포에서는 복제 과정에서 미토콘드리아 DNA 포크 보호에 결함이 있어, MRE11(36)이 필요한 방식으로 미토콘드리아 DNA 방출 매개 cGAS-STING 활성화가 발생합니다. 미토콘드리아 CLPP 프로테아제(EC 3.4.21.92)의 손실은 mtDNA 불안정성과 뉴클레오이드 변화를 유발하여 VDAC 의존적 메커니즘에 의해 mtDNA가 방출되도록 촉진하고, 그 결과 cGAS-STING 활성화가 발생합니다(74). mtDNA 유지에 있어 CLPP의 정확한 역할은 알려져 있지 않지만, mtDNA 방출 매개 cGAS-STING 신호는 CLPP 돌연변이로 인한 페로 증후군에 관여할 수 있습니다. 미토콘드리아 DNA 방출의 진화라는 제목의 섹션에서 언급한 바와 같이, YME1L의 녹아웃은 VDAC 의존적 방식으로 미토콘드리아 DNA 방출과 cGAS-STING 활성화(3)를 초래합니다. 여기서 그 효과는 미토콘드리아 피리미딘 운반체 SLC25A33의 안정화에 의해 매개됩니다. SLC25A33의 활동이 증가하면 세포질 내 피리미딘 풀이 감소하여 미토콘드리아로의 수송이 증가합니다. 이러한 뉴클레오타이드의 유입은 미토콘드리아 DNA의 새로운 합성을 증가시키거나, 미토콘드리아 DNA 방출로 이어지는 일종의 복제 스트레스를 생성합니다. 이 상황은 LPS로 자극된 대식세포에서 증가하는 미토콘드리아 피리미딘 키나아제인 시티딘/우리딘 모노포스페이트 키나아제 2(CMPK2) (EC 2.7.4.14)와 관련된 또 다른 상황을 연상케 하는데, 이 키나아제는 VDAC 의존적 메커니즘을 통해 de novo mtDNA 합성 및 mtDNA 방출을 증가시킵니다(75). 따라서 미토콘드리아와 세포질 피리미딘 대사, 그리고 mtDNA 매개 선천성 면역 신호 전달 사이의 흥미로운 연관성이 분명하게 드러나고 있습니다. 미토콘드리아 뉴클레아제 ENDOG(EC:3.1.30)의 결핍은 VDAC 기공과 cGAS-STING 활성화를 통해 ROS 의존적인 작은 mtDNA 단편(100-200bp)의 방출을 유발합니다(31). 이것은 루푸스에서 VDAC 기공 매개 mtDNA 방출과 mtDNA-cGAS-STING 선천성 면역 신호 전달에 대한 최초의 보고서였습니다(31). 그러나 ENDOG의 손실로 인한 mtDNA 결함의 본질, ROS의 정확한 역할, 방출된 mtDNA 단편의 기원(예: 어떤 뉴클레아제 또는 과정이 이를 생성하는지)은 아직 밝혀지지 않았습니다.

Altered nucleoid–membrane interactions and endoplasmic reticulum interactions.

Nucleoid clustering and disorganization are frequently documented vis-à-vis mtDNA release, highlighting a role for the IMM in restraining innate immune signaling via proper nucleoid maintenance. As already mentioned, mtDNA interacts with the IMM via the MICOS/MIB complexes and cholesterol. Deletion of SAMM50, a component of the MIB complex, causes nucleoid clustering and release of whole nucleoids in a BAK/BAX-dependent fashion (26). BAK/BAX pore formation and mtDNA release were dependent upon the synthesis of cardiolipin, a mitochondrial lipid that is important for cristae curvature, as well as the transport of cardiolipin to the OMM (26). Notably, the MICOS complex binds cardiolipin, and depletion of the core MICOS subunit MIC60 also caused nucleoid clustering (26). Therefore, SAMM50 acts through MICOS to prevent cardiolipin externalization and mtDNA escape, thereby highlighting the importance of IMM integrity to mtDNA disorganization and mtDNA release (26). Loss of ATAD3A also causes mtDNA release through VDAC pores (76). ATAD3A regulates IMM morphology, presumably by maintaining domains of cholesterol at IMM/OMM boundary sites. ATAD3A deletion causes IMM disorganization (77) and prevents membrane association of the replicating nucleoid (78), again pointing to a role for IMM morphology in preventing mtDNA disorganization and release. ATAD3 was also reported to interact with the D-loop region of mtDNA (79), suggesting this interaction may also contribute to improper nucleoid localization and mtDNA release. Consistent with this line of evidence, ATAD3 coordinates with SAMM50 and TWINKLE to extract damaged mtDNA from mitochondria for elimination by lysosomes (45). Lastly, since mtDNA replication occurs at IMM/OMM boundary sites within close vicinity of mitochondria–ER contact sites, the ER is also linked to mtDNA release. Mitochondria–ER contacts license mtDNA replication as well as segregation, and wholesale perturbation of ER morphology causes enlarged nucleoids, consistent with a role for the ER in nucleoid organization (80). ER stress induces mitochondrial dysfunction and stimulates mtDNA release, leading to the activation of cGAS as well as the NLRP3 inflammasome (81, 82).

핵막과 소포체 간의 상호작용이 변경되었습니다.

핵소체의 응집과 해체는

mtDNA 방출과 관련하여 자주 문서화되어 있으며,

적절한 핵소체 유지를 통해 선천성 면역 신호 전달을 억제하는 IMM의 역할을 강조합니다.

이미 언급했듯이, mtDNA는 MICOS/MIB 복합체와 콜레스테롤을 통해 IMM과 상호 작용합니다.

MIB 복합체의 구성 요소인 SAMM50의 결핍은 핵소체의 응집과 BAK/BAX 의존적 방식으로 전체 핵소체의 방출을 유발합니다(26). BAK/BAX 기공 형성 및 mtDNA 방출은 미토콘드리아 지질인 카디오리핀의 합성에 의존하며, 이는 크리스타의 곡률에 중요할 뿐만 아니라 카디오리핀을 OMM으로 운반하는 데에도 중요합니다(26). 특히, 미코스 복합체는 카디오리핀을 결합하며, 미코스 핵심 서브유닛인 MIC60의 고갈은 핵소체 클러스터링을 유발합니다(26). 따라서, SAMM50은 MICOS를 통해 작용하여 카디오리핀의 외부화와 mtDNA 탈출을 방지함으로써, mtDNA의 무질서화와 mtDNA 방출에 대한 IMM의 완전성의 중요성을 강조합니다(26). ATAD3A의 손실은 또한 VDAC 기공을 통한 mtDNA 방출을 유발합니다(76). ATAD3A는 IMM/OMM 경계 부위의 콜레스테롤 도메인을 유지함으로써 IMM 형태를 조절합니다. ATAD3A의 결핍은 IMM의 조직화(77)를 방해하고 복제 핵의 막 결합(78)을 방해합니다. 다시 말해서, IMM의 형태가 미토콘드리아 DNA의 조직화 및 방출을 방해하는 역할을 한다는 것을 의미합니다. 또한, ATAD3은 미토콘드리아 DNA의 D-루프 영역과 상호 작용하는 것으로 보고되었습니다(79). 이 상호 작용이 핵의 부적절한 국소화와 미토콘드리아 DNA 방출에 기여할 수 있음을 시사합니다. 이러한 증거와 일치하는 것으로, ATAD3는 SAMM50 및 TWINKLE과 협응력을 발휘하여 리소좀에 의해 제거될 수 있도록 미토콘드리아에서 손상된 미토콘드리아 DNA를 추출합니다(45). 마지막으로, 미토콘드리아 DNA 복제는 미토콘드리아-ER 접촉 부위 근처의 IMM/OMM 경계 부위에서 발생하기 때문에, ER도 미토콘드리아 DNA 방출과 관련이 있습니다.

미토콘드리아-ER 접촉은

mtDNA 복제 및 분리를 담당하며,

ER 형태에 대한 전반적인 교란은

핵소체의 조직화에 대한 ER의 역할과 일치하는 핵소체의 확대를 유발합니다(80).

ER 스트레스는

미토콘드리아 기능 장애를 유발하고

mtDNA 방출을 촉진하여

cGAS와 NLRP3 염증성 복합체의 활성화를 유도합니다(81, 82).

Apoptosis and related signaling events.

It is well established that mitochondria are critical for cell death signaling, including regulating cell-intrinsic apoptosis via the release of various proapoptotic factors (e.g., cytochrome c) after mitochondrial outer membrane permeabilization (MOMP). However, two seminal studies demonstrated that mtDNA is also released during apoptosis and activates cGAS–STING signaling (63, 64). Unveiling this pathway required activating apoptosis under conditions of caspase inhibition, suggesting that one function of caspase activation is to keep apoptosis immunologically silent. Apoptosis and mtDNA release under these conditions requires BAK and BAX activation (63, 64), and it was subsequently shown for the first time that mtDNA escapes though BAK/BAX megapores (24, 25). More recently, the phenomenon of minority-MOMP has been described through which sublethal stress can cause the permeabilization of only a few mitochondria without inducing apoptosis, which could be the more physiological mechanism through which mtDNA is released via BAK/BAX pores for innate immune signaling (47, 83).

세포 자멸사 및 관련 신호 전달 과정.

미토콘드리아는

세포 자멸사 신호 전달에 중요한 역할을 한다는 사실이 잘 알려져 있습니다.

미토콘드리아 외막 투과화(MOMP) 이후

다양한 세포 자멸사 촉진 인자(예: 시토크롬 c)의 방출을 통해

세포 내 자멸사를 조절하는 것을 포함합니다.

그러나 두 가지 중요한 연구에 따르면,

mtDNA도 세포 자멸사 과정에서 방출되어

cGAS-STING 신호 전달을 활성화한다는 사실이 밝혀졌습니다(63, 64).

이 경로를 밝히기 위해서는 카스파제 억제 조건에서 세포자멸사를 활성화해야 하는데, 이는 카스파제 활성화의 기능 중 하나가 면역학적으로 세포자멸사를 침묵시키는 것임을 시사합니다. 이러한 조건에서 세포자멸사와 mtDNA 방출을 위해서는 BAK와 BAX의 활성화가 필요하며(63, 64), 이후 BAK/BAX 메가포어를 통해 mtDNA가 빠져나가는 것이 처음으로 밝혀졌습니다(24, 25). 최근에는 소수-MOMP 현상이 설명되었습니다. 이 현상을 통해 치사 수준을 넘지 않는 스트레스가 세포자살을 유도하지 않고 소수의 미토콘드리아만 투과성을 유발할 수 있으며, 이것이 타고난 면역 신호 전달을 위해 BAK/BAX 기공을 통해 mtDNA가 방출되는 생리학적 메커니즘일 수 있습니다(47, 83).

Altered lipid metabolism.

Mitochondria play an important role in lipid synthesis, which occurs at mitochondria–ER contact sites and the IMM. While still a developing area, many interesting new connections between lipid metabolism and mtDNA-release-mediated cGAS–STING signaling have been reported. As already discussed, cholesterol domains are important for IMM structure, as well as mtDNA replication, segregation, and nucleoid organization. Disruptions in cholesterol homeostasis cause nucleoid disorganization (84), and mitochondrial cholesterol overload triggers mitochondrial dysfunction and mtDNA release (85). Cholesterol metabolism is also linked to cGAS–STING and IFN signaling. Induction of type I IFN signaling decreases cholesterol synthesis, and increasing cholesterol via synthesis or supplementation dampens IFN signaling and antiviral resistance (86, 87). In addition, repressing cholesterol synthesis heightens type I IFN signaling by increasing the activity of the cGAS–STING pathway (86). Several players within the cholesterol synthesis pathway also directly regulate STING activity, including its trafficking, ability to activate TBK1–IRF3, and degradation via lysosomes (88, 89). Fatty acid metabolism is also emerging as a key regulator of mtDNA-release-mediated activation of cGAS–STING signaling. Loss of FABPB5, a chaperone important for fatty acid uptake, inhibits fatty acid elongation and desaturation and lowers cardiolipin levels in regulatory T cells (Tregs) (90). This causes mitochondrial dysfunction and mtDNA-release-mediated cGAS–STING activation, leading to increased Treg suppressive capacity (90). Others have reported that palmitic acid overload and lipotoxicity induce mtDNA release and cGAS–STING signaling (91–94), and mtDNA–STING driven inflammation is implicated in the pathology of several high-fat diet (HFD) mouse disease models ( Table 1 ) (92, 93, 95, 96). Thus, the intersection of lipid metabolism, mtDNA release, and cGAS–STING signaling will be an exciting area going forward.

지질 대사의 변화.

미토콘드리아는

미토콘드리아-ER 접촉 부위와 IMM에서 일어나는

지질 합성에 중요한 역할을 합니다.

아직 개발 중인 분야이지만,

지질 대사와 mtDNA 방출 매개 cGAS-STING 신호 전달 사이의

흥미로운 새로운 연관성이 많이 보고되고 있습니다.

이미 논의된 바와 같이,

콜레스테롤 도메인은 IMM 구조뿐만 아니라

mtDNA 복제, 분리, 핵 조직에도 중요합니다.

콜레스테롤 항상성의 붕괴는

핵소체 조직의 붕괴(84)를 야기하고,

미토콘드리아의 콜레스테롤 과부하는

미토콘드리아 기능 장애와 미토콘드리아 DNA 방출(85)을 유발합니다.

콜레스테롤 대사는

cGAS-STING과 IFN 신호 전달과도 관련이 있습니다.

유형 I IFN 신호 전달의 유도는 콜레스테롤 합성을 감소시키고,

합성 또는 보충을 통한 콜레스테롤 증가는

IFN 신호 전달과 항바이러스 저항성을 약화시킵니다(86, 87).

또한, 콜레스테롤 합성을 억제하면

cGAS-STING 경로의 활성을 증가시켜 제1형 인터페론 신호 전달을 강화합니다(86).

콜레스테롤 합성 경로 내의 여러 요소들도 STING의 트래픽, TBK1-IRF3 활성화 능력, 리소좀을 통한 분해 등을 포함하여 STING의 활동을 직접적으로 조절합니다(88, 89). 지방산 대사도 mtDNA 방출에 의해 매개되는 cGAS-STING 신호 전달의 활성화에 중요한 조절 요소로 떠오르고 있습니다. 지방산 흡수에 중요한 보호자 역할을 하는 FABPB5의 손실은 지방산 신장과 불포화도를 억제하고 조절 T세포(Tregs)의 카디오리핀 수준을 낮춥니다(90). 이로 인해 미토콘드리아 기능 장애와 mtDNA 방출 매개 cGAS-STING 활성화가 발생하여 Treg 억제 능력이 증가합니다(90). 다른 연구자들은 팔미트산 과다와 지방독성이 mtDNA 방출과 cGAS-STING 신호 전달(91-94)을 유도한다고 보고했으며, mtDNA-STING에 의한 염증은 여러 고지방식(HFD) 마우스 질병 모델(표 1 )의 병리학에 관여한다고 보고했습니다(92, 93, 95, 96). 따라서, 지질 대사, mtDNA 방출, cGAS-STING 신호 전달의 교차점은 앞으로 흥미로운 분야가 될 것입니다.

Other stimuli.

While the number of reports of conditions under which mtDNA is released is at this point too vast to summarize in this article due to space limitations, a sampling is provided here, and general categories are listed in Figure 2 . This includes exposure of cells to several chemicals and drugs, including eribulin mesylate (anticancer microtubule destabilizer) (97), rocaglamide (anticancer translation and autophagy inhibitor) (98), chitosan (vaccine adjuvant) (99), and 2-chloroethyl sulfide (toxin related to mustard gas) (100). Exposure to the cytokines IL-6, IL-1β, and TNF also leads to mtDNA-release-mediated cGAS signaling in some cell types and contexts (101–103). CD47-blockade-mediated mtDNA–cGAS–STING activation in dendritic cells might be able to be leveraged for immunotherapy approaches (104). LPS treatment of Kupffer cells induces mtDNA release and STING signaling in a DRP1-dependent manner, leading to cell death and liver injury (105). Additionally, reduced dicer expression‎ or Alu–RNA accumulation leads to mtDNA–cGAS–STING signaling in retinal pigment epithelial cells that is part of a noncanonical form of inflammasome activation (106).

기타 자극.

mtDNA가 방출되는 조건에 대한 보고의 수는 공간 제약으로 인해 이 글에서 요약하기에는 너무 방대하지만, 여기에서는 샘플링을 제공하고, 그림 2에 일반적인 범주를 나열했습니다. 여기에는 에리불린 메실레이트(항암 마이크로튜블 불안정화제) (97), 로카글라미드(항암 번역 및 자가포식 억제제) (98), 키토산(백신 보조제) (99), 2-클로로에틸설파이드(머스터드 가스와 관련된 독소) (100)를 포함한 여러 화학 물질과 약물에 대한 세포의 노출이 포함됩니다. 사이토카인 IL-6, IL-1β, TNF에 노출되면 일부 세포 유형과 맥락에서 mtDNA 방출 매개 cGAS 신호 전달이 발생하기도 합니다(101-103). 수지상 세포에서 CD47 차단 매개 mtDNA-cGAS-STING 활성화는 면역 요법 접근법에 활용될 수 있습니다(104). LPS에 의한 쿠퍼세포의 처리는 DRP1 의존적 방식으로 미토콘드리아 DNA 방출과 STING 신호를 유도하여 세포 사멸과 간 손상을 초래합니다(105). 또한, 디서(dicer) 발현 감소 또는 Alu-RNA 축적은 망막 색소 상피세포에서 미토콘드리아 DNA-cGAS-STING 신호를 유발하며, 이는 비정규적 형태의 염증성 사구체 활성화의 일부입니다(106).

Inflammasome Activation

In addition to DNA sensors like cGAS–STING and Z-DNA binding protein 1 (ZBP1), which largely control transcriptional inflammatory responses, there are inflammasome-associated DNA sensors that primarily drive posttranscriptional inflammatory responses (57). At this point, there are many reports of mtDNA release mediating inflammasome activation. Due to space limitations, we have focused on the literature describing mtDNA-release-mediated NLRP3 and AIM2 inflammasome activation ( Figure 3 ).

인플라마솜 활성화

전사적 염증 반응을 주로 조절하는 cGAS-STING 및 Z-DNA 결합 단백질 1(ZBP1)과 같은 DNA 센서 외에도, 주로 전사 후 염증 반응을 유도하는 인플라마솜 관련 DNA 센서가 있습니다(57).

현재까지,

인플라마솜 활성화를 매개하는

미토콘드리아 DNA 방출에 대한 많은 보고가 있습니다.

공간 제약 때문에,

우리는 mtDNA 방출 매개 NLRP3 및 AIM2 염증성 복합체 활성화에 관한

문헌에 초점을 맞추었습니다(그림 3).

Figure 3 mtDNA-driven inflammasome signaling. Inflammasome signaling requires an initial priming step. PAMPs and DAMPs activate TLRs within the endosomal compartment, initiating signaling cascades that culminate in the expression‎ of genes needed for inflammasome assembly, mediated by NF-κB in the nucleus. In parallel, ISGs are induced, including CMPK2, a mitochondrial nucleotide kinase that increases the rate of new mtDNA synthesis. Increased ROS associated with dysfunctional OXPHOS causes the accumulation of oxidized mtDNA (denoted by -ox), which outpaces the ability of OGG1 to excise 8-oxoguanine. FEN1 and likely other mitochondrial nucleases then process mtDNA into fragments. Conditions that also trigger mitochondrial calcium uptake via the mitochondrial calcium uniporter promote mPTP opening. Activation of inflammasomes is enabled by the released cytoplasmic mtDNA. Oxidized mtDNA fragments are released through mPTP/VDAC pores and activate the NLRP3 inflammasome. BAK/BAX pores, and possibly other mechanisms, enable release of mtDNA (possibly as either fragments or whole nucleoids), which can then bind and activate AIM2. Fully assembled inflammasomes enable caspase-1 to cleave pro-IL-1β and/or pro-IL-18, enabling secretion of the mature cytokines and downstream signaling.

그림 3 mtDNA에 의한 인플라마솜 신호 전달. 

인플라마솜 신호 전달에는 초기 프라이밍 단계가 필요합니다. PAMP와 DAMP는 엔도좀 구획 내에서 TLR을 활성화시켜 핵에서 NF-κB에 의해 매개되는 인플라마솜 조립에 필요한 유전자의 발현을 촉발하는 신호 전달 캐스케이드를 시작합니다. 이와 동시에, 새로운 mtDNA 합성 속도를 증가시키는 미토콘드리아 뉴클레오티드 키나아제인 CMPK2를 포함한 ISG가 유도됩니다. 기능 장애가 있는 OXPHOS와 관련된 ROS의 증가는 산화된 mtDNA(ox로 표시됨)의 축적을 유발하며, 이는 8-oxoguanine을 제거하는 OGG1의 능력을 능가합니다. FEN1과 다른 미토콘드리아 뉴클레아제는 mtDNA를 조각으로 처리합니다. 미토콘드리아 칼슘 유니포터(mitochondrial calcium uniporter)를 통해 미토콘드리아 칼슘 흡수를 유발하는 조건은 mPTP 개방을 촉진합니다. 방출된 세포질 mtDNA는 인플라즈모좀의 활성화를 가능하게 합니다. 산화된 mtDNA 조각은 mPTP/VDAC 구멍을 통해 방출되어 NLRP3 인플라즈모좀을 활성화시킵니다. BAK/BAX 구멍과 다른 메커니즘은 mtDNA(조각 또는 전체 핵소체일 수 있음)의 방출을 가능하게 하고, 이 mtDNA는 AIM2에 결합하여 활성화시킵니다. 완전히 조립된 인플라마솜은 카스파제-1이 프로-IL-1β 및/또는 프로-IL-18을 절단할 수 있게 해, 성숙한 사이토카인의 분비와 다운스트림 신호 전달을 가능하게 합니다.

Abbreviations: BAK, Bcl-2 homologous antagonist killer; BAX, Bcl-2-associated X protein; CMPK, cytidine/uridine monophosphate kinase; cyt C, cytochrome c; DAMP, damage-associated molecular pattern; IL, interleukin; IRF, interferon response factor; ISG, interferon-stimulated gene; mPTP, mitochondrial permeability transition pore; mtDNA, mitochondrial DNA; NF-κB, nuclear factor κB; NLRP3, NOD-, LRR-, and pyrin domain-containing protein 3; OXPHOS, oxidative phosphorylation; PAMP, pathogen-associated molecular pattern; ROS, reactive oxygen species; TFAM, transcription factor A mitochondrial; TLR, Toll-like receptor; VDAC, voltage-dependent anion channels.

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NLRP3.

NLRP3 (NOD-, LRR-, and pyrin domain-containing protein 3) is a cytosolic innate immune sensor that, in response to multiple PAMPs, DAMPs, and environmental irritants, forms inflammasomes that activate caspase-1 (EC 3.4.22.36) for cleavage of pro-IL-1β and pro-IL-18 into the mature proinflammatory cytokines and to process gasdermin to initiate pyroptosis (107). Like most inflammasomes, NLRP3 activation requires an initial TLR-dependent and NF-κB-dependent priming step, to transcriptionally induce the genes encoding NLRP3, caspase-1, and pro-IL-1β, and initiate other posttranscriptional events ( Figure 3 ). However, unlike most inflammasomes, NLRP3 is activated by many different types of seemingly unrelated stimuli. We (8, 58) and others (108) have reviewed previously the early work on how mitochondrial stress is an important, and perhaps the common, feature of NLRP3 inflammasome activation. This includes the seminal work showing that lack of mitophagy causes ROS and mtDNA release and that these conspire to promote this pathway (44, 109). Therefore, here, we summarize some of the more recent developments on the role of mtDNA, and in particular ox-mtDNA, in NLRP3 inflammasome activation.

There is now substantial evidence that mtDNA, and in particular ox-mtDNA, is a bona fide activator of the NLRP3 inflammasome under many different conditions. Consistent with the original proposal of Shimada et al. (109) that ox-mtDNA is the culprit in NLRP3 inflammasome activation, macrophages lacking the base-excision repair enzyme OGG1, which cannot repair oxidative purine damage (e.g., 8-oxoguanine) in mtDNA and nuclear DNA, show increased release of ox-mtDNA and NLRP3 inflammasome activation that is partially rescued by expressing OGG1 purposefully targeted to mitochondria (110). These authors also provide evidence consistent with ox-mtDNA driving NLRP3-dependent inflammation in mouse models of atherosclerosis. In atherosclerosis, there may also be a feedforward loop whereby mtDNA-driven NLRP3 activation of caspase-1 inhibits PARKIN-meditated mitophagy, which leads to the accumulation of additional mitochondrial damage and ox-mtDNA release (111). However, under non-atherogenic circumstances, NF-κB activates PARKIN/p62-mediated mitophagy to restrain excessive NLRP3 hyperactivation (112), and there is also communication between the endosomal pathway and mitophagy via the adaptor APPL1 that attenuates mtDNA release and NLRP3 activation (113). NLRP3 activation also causes localization of the SHP2 phosphatase (EC 3.1.3.48) to mitochondria, where it dephosphorylates ANT1 to prevent additional mPTP-mediated mtDNA release and NLRP3 hyperactivation (114). Additional recent evidence is consistent with various stressors leading to an accumulation of ox-mtDNA that activates NLRP3: Knockout of TRX2 (thioredoxin 2) debilitates a major mitochondrial antioxidant pathway in brown adipose tissue (115); diabetic murine and palmitate-conditioned murine peritoneal macrophages have defects in mitophagy due to reduced FOXO3a (EC 2.7.11.1)-driven PINK1 transcription (116); oxygen/glucose deprivation and reperfusion of BV2 increases mitochondrial ROS in microglial and PC12 neuronal cells (117); Kupffer cells experience oxidative stress during in vivo and in vitro ischemia/reperfusion injury (118); influenza infection of macrophages (119) and severe fever with thrombocytopenia syndrome virus (SFTSV) infection of THP-1 cells trigger release (120); induction of cyclooxygenase-2 (121) or nickel toxicity (122) in macrophages exacerbates mitochondrial damage and ROS; and depletion of MRE11a in T cells causes mtDNA release associated with impaired mitochondrial function (123). There are also several conditions reported to inhibit mtDNA-release-mediated NLRP3 activation that all point to reducing mitochondrial ROS directly or via inhibiting OXPHOS as the cause of inhibition, consistent with ox-mtDNA as the activating signal. This includes exposure of macrophages to molecular hydrogen (124), carbon monoxide (125), ethyl pyruvate (126), dimethyl fumarate (127), or metformin (128).

Interestingly, acetylcholine also inhibits mtDNA release and NLRP3 activation in macrophages, suggesting a novel neurotransmitter–immune cell anti-inflammatory signaling pathway (129). In addition, the tumor suppressor PML promotes mitochondrial ROS production, mtDNA release, and NLRP3 activation (130). In summary, the complicated mix of factors that control mtROS production and accumulation and ox-mtDNA release may begin to explain how NLRP3 activation is responsive to so many different stimuli and operates under many physiological and pathological stress conditions.

Detailed mechanistic studies in macrophages have illuminated a novel connection between increased mtDNA replication and release of ox-mtDNA that activates NLRP3. Karin and colleagues (75) found that TLR signaling in macrophages induces IRF1-mediated activation of the mitochondrial nucleotide salvage enzyme, CMPK2, which promotes an increase in mtDNA synthesis ( Figure 3 ). They proposed that the newly synthesized (and hence unpackaged and unprotected) mtDNA is more prone to oxidative damage, providing more ox-mtDNA for release and NLRP3 activation. They went on to show that downstream of several NLRP3 activators that promoted mitochondrial calcium uptake, the endonuclease FEN1 is required to generate fragments of ox-mtDNA that are released from mitochondria in an mPTP- and VDAC-pore dependent manner (34). Interestingly, this also led to cGAS–STING activation and extracellular mtDNA release. Consistent with this model, myeloid-specific deletion of CMPK2 reduced pathology in a mouse model of acute respiratory distress syndrome, suggesting a role for ox-mtDNA-mediated NLRP3 activation in this disease (34). Although it is now clear that ox-mtDNA is a major activating signal for the NLRP3 inflammasome, NLRP3 itself lacks any predicted or empirically defined DNA-binding domain. Thus, exactly how ox-mtDNA engages NLRP3 and whether other DNA-binding components of the system exist is an open question.

NLRP3.

NLRP3 (NOD-, LRR-, and pyrin domain-containing protein 3) 사이토솔 내재 면역 센서로서,

여러 PAMP, DAMP, 환경 자극에 반응하여 프

로-IL-1β와 프로-IL-18을 성숙한 전염증성 사이토카인으로 분해하고

가스더민을 처리하여 파이로토시스(pyroptosis)를 시작하는

카스파제-1(EC 3.4.22.36)을 활성화하는 인플라즈모좀을 형성합니다(107).

대부분의 염증성 단백질과 마찬가지로 NLRP3의 활성화는

TLR 의존적 및 NF-κB 의존적 프라이밍 단계를 필요로 합니다.

이 단계는

NLRP3, 카스파제-1, 프로-IL-1β를 암호화하는 유전자를 전사적으로 유도하고,

다른 전사 후 사건을 시작하기 위한 것입니다(그림 3).

그러나 대부분의 염증성 단백질과 달리, NLRP3는 서로 관련이 없어 보이는 다양한 유형의 자극에 의해 활성화됩니다. 저희(8, 58)와 다른 연구자들(108)은 미토콘드리아 스트레스가 NLRP3 염증성 분해효소 활성화의 중요한, 어쩌면 공통적인 특징인 이유에 대한 초기 연구를 검토했습니다. 여기에는 미토파지 결핍이 ROS와 mtDNA 방출을 유발하고, 이 두 가지가 이 경로를 촉진하는 데 공모한다는 것을 보여주는 중요한 연구가 포함됩니다(44, 109). 따라서, 여기서는 NLRP3 염증성 복합체의 활성화에 있어서 mtDNA, 특히 소의 mtDNA의 역할에 관한 최근의 연구 결과를 요약해 보겠습니다.

현재 mtDNA, 특히 소의 mtDNA가 다양한 조건에서 NLRP3 염증성 복합체의 진정한 활성화 인자라는 상당한 증거가 있습니다. Shimada 등의 초기 제안과 일치합니다. (109) ox-mtDNA가 NLRP3 염증성 복합체의 활성화에 관여하는 원인이라는 것을 밝혀냈습니다. 산화성 퓨린 손상(예: 8-옥소구아닌)을 복구할 수 없는 염기 절단 복구 효소 OGG1이 결핍된 대식세포는 mtDNA와 핵 DNA에서 ox-mtDNA의 방출이 증가하고 NLRP3 염증성 복합체의 활성화가 증가하는 것으로 나타났습니다. 이 현상은 미토콘드리아를 표적으로 하는 OGG1을 의도적으로 발현함으로써 부분적으로 회복될 수 있습니다(110). 이 저자들은 또한 ox-mtDNA가 동맥경화증 마우스 모델에서 NLRP3 의존성 염증을 유발한다는 증거를 제시합니다. 동맥경화증에서는 mtDNA에 의해 활성화된 NLRP3가 caspase-1을 억제함으로써 PARKIN에 의해 유도된 미토파지를 억제하는 피드포워드 루프가 존재할 수 있으며, 이로 인해 추가적인 미토콘드리아 손상이 축적되고 ox-mtDNA가 방출될 수 있습니다(111). 그러나 비염증성 환경에서는 NF-κB가 PARKIN/p62 매개 미토파지를 활성화하여 과도한 NLRP3 과활성화(112)를 억제하고, 또한 mtDNA 방출과 NLRP3 활성화를 약화시키는 어댑터 APPL1을 통해 엔도소말 경로와 미토파지 간에 소통이 이루어집니다(113). NLRP3 활성화는 또한 SHP2 인산 가수분해 효소(EC 3.1.3.48)를 미토콘드리아로 국소화시켜 ANT1의 인산화를 제거함으로써 추가적인 mPTP 매개 mtDNA 방출과 NLRP3 과잉 활성화를 방지합니다(114). 최근의 추가 증거는 NLRP3를 활성화하는 ox-mtDNA의 축적을 유발하는 다양한 스트레스 요인과 일치합니다. TRX2(티오레독신 2)의 결핍은 갈색 지방 조직(115)의 주요 미토콘드리아 항산화 경로를 약화시킵니다. 당뇨병 쥐와 팔미틴산으로 조절된 쥐의 복막 대식세포는 FOXO3a(EC 2.7.11.1)에 의해 유도된 PINK1 전사(116)의 감소로 인해 미토파지 결함이 있습니다. 산소/포도당 결핍과 BV2의 재관류는 미세아교세포와 PC12 신경세포에서 미토콘드리아 ROS를 증가시킵니다(117); 쿠퍼세포는 생체 내 및 생체 외 허혈/재관류 손상 동안 산화 스트레스를 경험합니다(118); 대식세포의 인플루엔자 감염(119)과 THP-1 세포의 SFTSV(Severe Fever with Thrombocytopenia Syndrome Virus) 감염은 방출을 유발합니다(120); 사이클로옥시게나제-2(121) 또는 니켈 독성(122)이 대식세포에서 유도되면 미토콘드리아 손상 및 ROS가 악화되고, T 세포에서 MRE11a가 고갈되면 미토콘드리아 기능 장애와 관련된 mtDNA 방출이 발생합니다(123). 또한, mtDNA 방출 매개 NLRP3 활성화를 억제하는 몇 가지 조건이 보고되었는데, 이 조건들은 모두 미토콘드리아 ROS를 직접적으로 감소시키거나 OXPHOS를 억제하는 것을 억제 원인으로 지적하고 있으며, 이는 ox-mtDNA가 활성화 신호라는 주장과 일치합니다. 이에는 대식세포에 대한 분자 수소(124), 일산화탄소(125), 에틸 피루브산(126), 디메틸 푸마레이트(127), 또는 메트포르민(128)의 노출이 포함됩니다.

흥미롭게도, 아세틸콜린은 대식세포에서 mtDNA 방출과 NLRP3 활성화를 억제하여 새로운 신경전달물질-면역세포 항염증 신호 전달 경로를 제시합니다(129). 또한, 종양 억제제인 PML은 미토콘드리아 ROS 생성, mtDNA 방출, NLRP3 활성화를 촉진합니다(130). 요약하면, mtROS 생성 및 축적과 ox-mtDNA 방출을 조절하는 복잡한 요소들의 혼합은 NLRP3 활성화가 다양한 자극에 어떻게 반응하고 많은 생리적, 병리학적 스트레스 조건에서 어떻게 작용하는지를 설명할 수 있습니다.

대식세포에 대한 상세한 기계적 연구에 따르면, mtDNA 복제 증가와 NLRP3를 활성화하는 ox-mtDNA 방출 사이에 새로운 연관성이 밝혀졌습니다. Karin과 동료 연구진(75)은 대식세포에서 TLR 신호가 IRF1 매개 미토콘드리아 뉴클레오타이드 회수 효소 CMPK2의 활성화를 유도하여 mtDNA 합성 증가를 촉진한다는 사실을 발견했습니다( 그림 3 ). 그들은 새로 합성된(따라서 포장되지 않고 보호되지 않은) mtDNA가 산화적 손상에 더 취약하여 더 많은 산화 mtDNA를 방출하고 NLRP3 활성화를 촉진한다고 제안했습니다. 그들은 미토콘드리아 칼슘 흡수를 촉진하는 여러 NLRP3 활성화제의 하류에서 mPTP 및 VDAC 기공 의존적 방식으로 미토콘드리아에서 방출되는 산화 mtDNA 단편을 생성하는 데 엔도뉴클레아제 FEN1이 필요하다는 것을 보여주었습니다(34). 흥미롭게도, 이로 인해 cGAS-STING 활성화와 세포 외 mtDNA 방출이 일어났습니다. 이 모델과 일치하는 결과로, 급성 호흡 곤란 증후군 마우스 모델에서 골수성 특이적 CMPK2 결실이 병리학을 감소시켰고, 이 질병에서 ox-mtDNA 매개 NLRP3 활성화의 역할을 시사했습니다(34). 지금은 ox-mtDNA가 NLRP3 염증성 복합체의 주요 활성화 신호라는 것이 분명해졌지만, NLRP3 자체에는 예측되거나 경험적으로 정의된 DNA 결합 도메인이 없습니다. 따라서 ox-mtDNA가 NLRP3에 어떻게 관여하는지, 그리고 시스템의 다른 DNA 결합 구성 요소가 존재하는지 여부는 아직 밝혀지지 않은 질문입니다.

AIM2.

AIM2 is a key sensor of cytosolic DNA that leads to inflammasome activation. It has a C-terminal HIN (hematopoietic interferon-inducible nuclear protein) domain that binds to dsDNA but is held in an autoinhibited state through intermolecular interactions between its HIN and pyrin domains (131, 132). DNA binding liberates the AIM2 pyrin domain, allowing it to interact with ASC and promoting the subsequent CARD–CARD interactions with procaspase-1 that assemble an active inflammasome complex. In some contexts, AIM2 activation also requires a type-1 IFN response mediated by other DNA sensors (57). As predicted from its ability to bind dsDNA from bacteria and other pathogens, AIM2 can also detect cytoplasmic host DNA, including mtDNA. Interestingly, one of the first indications that mtDNA can activate the AIM2 inflammasome was a study showing bee venom can lead to cytoplasmic mtDNA release in keratinocytes due to one of its components, melittin, which damages mitochondrial membranes (133). Subsequently, in macrophages with altered cholesterol metabolism due to knockout of the gene encoding cholesterol-25-hydroxylase, an anti-inflammatory ISG, there is mitochondrial OXPHOS dysfunction and release of mtDNA into the cytoplasm that activates the AIM2 inflammasome (85). Impaired mitophagy in the hearts of a type II diabetes mouse model is associated with mtDNA-release-mediated AIM2 activation in cardiomyocytes and macrophages after myocardial infarction (134). Similarly, HFD-induced liver AIM2 activation, due to free-fatty-acid overload, also has been reported to be driven, in part, by mitochondrial damage-mediated mtDNA release, which can be suppressed by overexpression‎ of the TGFβ-family cytokine, GDF15 (135). Also in a potentially related process in liver, even though AIM2 was not implicated per se, the mitophagy receptor FUNCDC1 prevents mtDNA-release-mediated inflammasome activation, inflammation, and hepatocellular carcinoma in mice (136). The proteasome inhibitor, epoxomicin, causes mtDNA release in retinal pigment endothelial cells that may drive the AIM2 inflammasome activation observed under these conditions; however, the strict requirement for mtDNA was not tested (137). Perfluorooctane sulfonate, a representative of a class of widely used industrial chemicals, causes mtDNA-release-mediated AIM2 activation, which may underlie its proinflammatory toxicity (29). In that study, mtDNA release occurred via BAK/BAX pores, and AIM2 activation required non-oxidized mtDNA, as opposed to the oxidized mtDNA that activated NLRP3 (29). This likely explains why AIM2 does not interact with endogenous mtDNA under NLRP3-activating conditions (109) but does bind to and is activated by endogenously added mtDNA (44, 109), but of course other factors (e.g., how the DNA is packaged or localized during and after release) could also be important. At this point, most of the examples of mtDNA-mediated AIM2 activation involve harsh stress conditions in which mitochondria are damaged and AIM2 is inappropriately activated. Whether AIM2 also senses mtDNA under less stressful physiological conditions remains to be determined. In this regard, an inflammasome-independent role for AIM2 in regulating mitochondrial fusion in cancer cells has been described (138), which is interesting given the known connections between mitochondrial dynamics and mtDNA replication and maintenance (65, 80).

AIM2.

AIM2는 염증성 사슬 활성화로 이어지는 세포질 DNA의 핵심 센서입니다. 이 센서에는 dsDNA에 결합하지만, HIN과 피린 도메인 간의 분자간 상호작용을 통해 자가 억제 상태로 유지되는 C-말단 HIN(조혈 인터페론 유도성 핵 단백질) 도메인이 있습니다(131, 132). DNA 결합은 AIM2 피린 도메인을 해방시켜 ASC와 상호작용할 수 있도록 하고, 이후에 활성 인플라마솜 복합체를 조립하는 procaspase-1과의 CARD-CARD 상호작용을 촉진합니다. 일부 상황에서는 AIM2 활성화가 다른 DNA 센서에 의해 매개되는 유형 1 IFN 반응도 필요로 합니다(57). 박테리아와 다른 병원체로부터 dsDNA를 결합하는 능력으로 예측할 수 있듯이, AIM2는 mtDNA를 포함한 세포질 숙주 DNA도 감지할 수 있습니다. 흥미롭게도, mtDNA가 AIM2 염증성 복합체를 활성화할 수 있다는 최초의 증거 중 하나는 꿀벌 독이 미토콘드리아 막을 손상시키는 멜리틴이라는 성분 중 하나 때문에 각질 세포에서 세포질 mtDNA가 방출될 수 있다는 것을 보여주는 연구였습니다(133). 그 후, 염증성 ISG인 콜레스테롤-25-하이드록실라제를 암호화하는 유전자의 결손으로 인해 콜레스테롤 대사가 변화된 대식세포에서는 미토콘드리아의 OXPHOS 기능 장애가 발생하고, AIM2 인플라미소좀을 활성화하는 미토콘드리아 DNA가 세포질로 방출됩니다(85). 제2형 당뇨병 마우스 모델의 심장에서 미토파지 장애는 심근경색 후 심근세포와 대식세포에서 미토콘드리아 DNA 방출 매개 AIM2 활성화와 관련이 있습니다(134). 마찬가지로, HFD로 인한 간 AIM2 활성화는 유리 지방산의 과다로 인해 부분적으로 미토콘드리아 손상 매개 mtDNA 방출에 의해 유발되는 것으로 보고되었으며, 이는 TGFβ 계열 사이토카인인 GDF15(135)의 과발현에 의해 억제될 수 있습니다. 또한 간에서 잠재적으로 관련된 과정에서도 AIM2가 직접적으로 관여하지는 않았지만, 미토파지 수용체 FUNCDC1은 mtDNA 방출 매개 염증성 복합체 활성화, 염증, 그리고 마우스에서 간세포암을 예방합니다(136). 프로테아좀 억제제인 에폭소마이신은 망막 색소 내피 세포에서 미토콘드리아 DNA 방출을 유발하여 이러한 조건에서 관찰되는 AIM2 염증성 복합체의 활성화를 유도할 수 있습니다. 그러나 미토콘드리아 DNA에 대한 엄격한 요구 사항은 테스트되지 않았습니다(137). 널리 사용되는 산업용 화학물질의 대표격인 퍼플루오로옥탄설포네이트는 mtDNA 방출 매개 AIM2 활성화를 유발하여, 염증 유발 독성의 기초가 될 수 있습니다(29). 이 연구에서 mtDNA 방출은 BAK/BAX 기공을 통해 발생했으며, AIM2 활성화에는 NLRP3를 활성화하는 산화된 mtDNA가 아닌 비산화 mtDNA가 필요했습니다(29). 이것이 아마도 AIM2가 NLRP3 활성화 조건 하에서 내인성 mtDNA와 상호작용하지 않지만(109), 내인성 mtDNA에 결합하고 활성화되는 이유를 설명해 줄 것입니다(44, 109). 물론 다른 요인(예를 들어, DNA가 방출되는 동안과 방출된 후에 DNA가 어떻게 포장되거나 국소화되는지)도 중요할 수 있습니다. 이 시점에서, 미토콘드리아 DNA 매개 AIM2 활성화의 대부분의 예는 미토콘드리아가 손상되고 AIM2가 부적절하게 활성화되는 가혹한 스트레스 조건을 포함합니다. AIM2가 덜 스트레스가 많은 생리학적 조건에서도 미토콘드리아 DNA를 감지할 수 있는지는 아직 밝혀지지 않았습니다. 이와 관련하여, 암세포에서 미토콘드리아 융합을 조절하는 데 있어 AIM2가 인플라마솜과 무관한 역할을 한다는 사실이 밝혀졌습니다(138). 미토콘드리아의 역동성과 미토콘드리아 DNA 복제 및 유지 사이의 알려진 연관성을 고려할 때 흥미로운 사실입니다(65, 80).

TLR9 Signaling

TLRs are a family of ten innate immune sensors that are primarily expressed within innate immune cells and recognize a wide variety of PAMPs and DAMPs (139). TLRs are trafficked to endosomes and the plasma membrane via the ER and can recognize PAMPs or DAMPs from either the extracellular environment or within endosomes during degradation. TLR9 recognizes DNA within the endosome that is enriched for hypomethylated CpG motifs, which includes mtDNA (46, 47). DNases generate degradation products that are ligands for TLR9, with DNase I (EC 3.1.21.1) and DNase 1L3 digesting DNA before internalization and DNase II (EC 3.1.22.1) acting from within acidified compartments. In contrast to cGAS, which is activated by longer, looping fragments of DNA, TLR9 recognizes DNA degradation products. This difference is highlighted by the fact that Dnase2a− / − mice display increased inflammation that is driven by STING and not TLR9, suggesting that DNA that escapes endosomal degradation can leak into the cytosol (140, 141). Upon binding to a ligand, TLR9 dimerizes and activates MYD88, leading to NF-κB signaling. Further trafficking of TLR9 to a lysosome-related organelle allows for activation of IRF7 and type-I IFN signaling (142).

We previously reviewed the early key studies that showed that mtDNA can activate TLR9 signaling and inflammation (8), so we do not reproduce that here due to space limitations. Suffice it to say that there is now a vast literature demonstrating that mtDNA can activate TLR9 when it is released from cells and/or into circulation via cell injury, NETs, or EVs, thereby driving local and systemic inflammatory responses (46, 47). Dysfunctional mitophagy and autophagy can also cause TLR9 activation by shuttling mtDNA into lysosomal compartments, which are capable of activating TLR9 cells autonomously (40, 41, 43). Beyond membrane trafficking, other factors can facilitate mtDNA–TLR9 signaling by binding to mtDNA, including TFAM, which is also a DAMP (143–145). An interesting future direction is to determine whether other mitochondrial DAMPs besides TFAM that are present in EVs (53) can also modulate TLR9 or other PRRs. Mounting evidence also indicates that budding of vesicles from mitochondria enables the escape of mtDNA via EVs (53, 146), which then trigger TLR9 signaling when internalized by the endocytic pathway of recipient cells. In addition, mtDNA-TLR9 signaling has been implicated in many inflammatory pathological states ( Table 1 ).

ZBP1 and Other DNA Sensors

ZBP1 (also known as DAI and DLM-1) was one of the first cellular nucleic-acid sensors discovered (147). ZBP1 is a member of a family of related proteins that share one or two copies of the Z-DNA-binding domain, which includes the RNA-editing enzyme ADAR (EC 3.5.4.37) and the protein kinase PKZ, all of which are involved in pathogen defenses (148). While originally described as a DNA sensor, ZBP1 is now appreciated to also bind and sense viral and endogenous double-stranded and Z-RNAs, including within the nucleus. ZBP1 also binds large helical RNP structures generated during influenza virus infection. ZBP1 contains two RHIM domains that are important for cell death pathways involving RIP kinases 1 and 3 (e.g., necroptosis) and inflammatory responses, including activation of NF-κB. There are several reports of released mtDNA binding ZBP1. In response to hydrogen peroxide produced by the addition of glucose oxidase to cultured lung epithelial cells, ox-mtDNA is released and binds ZBP1 (149), which subsequently activates TBK1–IRF3 signaling. This also results in the extracellular release of mtDNA fragments via exosomes that have paracrine inflammatory effects on naïve epithelial cells in culture. Similar results were reported in retinal pigment epithelial cells (150). In mouse breast cancer cells, glucose deprivation leads to mtDNA release, binding to ZBP1, and RIP1K-independent necroptosis (151). HT29 cells and MEFs undergoing necroptosis release mtDNA in a p53 upregulated modulator of apoptosis (PUMA)-specific manner, which activates both ZBP1 and STING (152). In addition, other innate immune sensors have been implicated in mtDNA sensing that cannot be covered in detail due to space limitations. For example, deletion of IRGM1 in mice results in defective mitophagy with activation of cGAS–STING in fibroblasts but activation of TLR7 in macrophages (153). Interestingly, TLR7 was shown previously to enhance mtDNA release in neutrophils in the context of lupus (154). Likewise, the DNA sensor IFI16 detects released mtDNA in cellular models of Parkinson's disease (PD) and induces a mixed inflammatory response (6). These examples emphasize that we currently do not know the full cast of innate immune sensors that can respond to released mtDNA under various circumstances, an area that clearly deserves more attention.

MITOCHONDRIAL DNA RELEASE IN INFECTION, AGING, AND DISEASE

Release During Viral Infection

Release of mtDNA and activation of antiviral responses occurs as part of the warfare between viruses and cells. Activation of cGAS–STING signaling by released mtDNA provides broad viral resistance (63, 65). Thus, cytosolic mtDNA release can prime antiviral innate immune signaling. The herpes simplex DNA viruses HSV-1 and HSV-2 encode a nuclease, UL12.5, that localizes to the mitochondrial matrix upon infection and depletes mtDNA (155, 156), indicating that depletion of mtDNA may benefit viral replication. However, infection by HSV-1 or expression‎ of UL12.5 causes mtDNA nucleoid clustering and mitochondrial elongation transiently before the complete degradation of mtDNA. In other words, the same mtDNA stress and release pathways active in response to TFAM depletion are also activated during HSV-1 infection (42, 65). Infection by UL12-deficient HSV-1 strains results in reduced cGAS–STING signaling and infection compared to wild-type HSV-1, strongly suggesting that cytosolic mtDNA release activates cGAS–STING signaling during HSV-1 infection and provides antiviral resistance in vivo (65). We have since found that HSV-1 UL12.5 promotes endosomal extraction of enlarged nucleoids, further phenocopying TFAM deficiency and strongly implicating this mtDNA release mechanism during HSV-1 infection (42). Why HSVs encode an apparently antiviral protein that causes mtDNA release is not clear, but other viruses have now been shown to also cause mtDNA release and cGAS activation ( Table 1 ). For example, this has been documented with dengue (DENV), porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV), influenza A virus (IAV), and encephalomyocarditis virus (ECMV) infection, with enlarged nucleoids observed in the latter two cases (157–159). Infection of macrophages with IAV triggers the release of ox-mtDNA and activation of NLRP3 and AIM2 inflammasomes (119). In dendritic cells, the release of ox-mtDNA during DENV infection leads to TLR9 activation, spurred by ROS, mPTP opening, NLRP3 inflammasome activation, and reduction of mtDNA bound to TFAM (159). In cultured cells, mtDNA-driven activation of cGAS restricts DENV replication, and the DENV protein NS2B promotes the degradation of cGAS to facilitate its replication (158). Similarly, PRRSV infection triggers mtDNA–cGAS signaling, which restricts viral replication (160). Infection by Zika virus (ZIKV), measles virus (MeV), or severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) also causes mtDNA release and cGAS–STING signaling (161–163). SARS-CoV-2 infection also causes mtDNA release and cGAS–STING signaling in endothelial cells (163), as well as TLR9 activation (164). While it is appreciated that mtDNA-driven antiviral signaling can restrict viral replication, overactivation of mtDNA-associated inflammatory responses can also drive pathological inflammation associated with viral infection (120, 163, 164), supported by the observation that circulating mtDNA is associated with severe COVID-19 (165).

An interesting observation from the above studies is the large number of RNA viruses (IAV, DENV, PRRSV, ZIKV, ECMV, MeV, SARS-CoV-2) that stimulate mtDNA release and cGAS–STING signaling ( Table 1 ). Therefore, mtDNA appears to have antiviral signaling properties against RNA viruses in addition to DNA viruses. Though cGAS senses cytosolic DNA, activation of the cGAS–STING pathway restricts the replication of RNA viruses in addition to DNA viruses (160–162). Both DENV and ZIKV promote the degradation of cGAS, apparently to limit antiviral responses initiated by mtDNA (158, 161). How RNA viral infection stimulates mtDNA release is still unclear; however, it is worth noting that MAVS, the adaptor required for dsRNA-driven antiviral responses, localizes to the outer mitochondrial membrane (166). Therefore, RNA viral attack upon dsRNA sensing occurring at mitochondria could trigger mitochondrial dysfunction that causes mtDNA stress and subsequent mtDNA release in response.

Release During Bacterial Infection

In addition to viruses, mtDNA release occurs during bacterial infection ( Table 1 ), strengthening the role for mtDNA-mediated innate immune signaling in general pathogen defenses. Infection by Pseudomonas aeruginosa induces mitochondrial damage and mtROS alongside the release of ox-mtDNA in a BAX-dependent manner that activates the cGAS, TLR9, and NLRP3 and NLRC4 inflammasomes (167, 168). Activation of cGAS by released mtDNA upregulates autophagy, facilitating the removal of damaged mitochondria and suppressing inflammasome signaling (167–169). Deletion of cGAS, therefore, leads to higher cytokine production, increased bacterial loads, and lung injury in mice (168). Chemical inhibition of OGG1, which increases the levels of ox-mtDNA, enhances mtDNA release, cGAS–STING signaling, and apoptosis, improving cellular responses to P. aeruginosa infection both in cultured cells and in vivo (169). In a similar vein, Escherichia coli O157:H7 infection causes mtDNA release and NLRP3 inflammasome activation, and upregulation of autophagy restrains inflammasome activation by restoring mitochondrial function (170). Release of mtDNA also occurs during Salmonella Typhimurium infection, and mtDNA–cGAS–STING signaling inhibits bacterial replication (171). Certain strains of Mycobacterium tuberculosis also trigger mtDNA–cGAS–STING signaling (172). Mitochondrial dysfunction exacerbates inflammatory responses to M. tuberculosis, as macrophages with the PD disease mutation Lrrk2 G2019S exhibit mitochondrial dysfunction, enhanced mtDNA release, and AIM2 inflammasome activation upon infection. Increased mtROS production in Lrrk2 G2019S macrophages drives the localization of gasdermin D to mitochondria, enhancing mitochondrial DAMP release and ultimately causing necroptosis (173). Mycobacterium abscessus infection also causes mitochondrial dysfunction and increased mtROS, which aids in pathogen escape from the phagosome but also causes ox-mtDNA release leading to cGAS and NLRP3 inflammasome activation (174). These studies highlight that, while mtDNA–innate immune signaling is important for combating bacterial pathogens, overactivation of mtDNA-driven signaling can contribute to harmful inflammation and tissue injury during the course of infection.

Release in Aging and Senescence

Two broadly accepted hallmarks of aging are mitochondrial damage and dysfunction (175) and chronic, low-grade inflammation (176). The now well-established role of mitochondria in innate immune signaling and inflammation begs the question: To what degree are these two aging hallmarks connected? The answer is likely not simple, since mitochondria have both negative (e.g., loss of energetic and metabolic capacity, promotion of ROS-mediated oxidative stress) and positive (e.g., adaptive/mitohormetic signaling) roles in aging and longevity (175, 177). Here, we focus on a potentially negative role of mtDNA release as a driver of age-related inflammation, the evidence for which (pro or con) is only beginning to amass, especially in humans. The hypothesis that CCF-mtDNA induces age-associated inflammation with systemic effects on many tissues is supported by the observation that it increases with age in a Caucasian cohort study, with a significantly increased rate after age ∼50 (178). Furthermore, circulating inflammatory cytokines were highest in those individuals with the highest CCF-mtDNA. CCF-mtDNA also correlated with serum GDF15, a biomarker of mitochondrial stress that may also play an anti-inflammatory role (179). Interestingly, the amount of CCF-mtDNA correlates with age-related neutrophil phenotypes (180), suggesting it may be involved in age-related dysfunction of the immune system. The relevant form of CCF-mtDNA in circulation (membrane-free versus membrane-encapsulated) is also important to consider since it has been reported that the level of mtDNA in EVs actually decreases with age (181).

There is some evidence that intracellular mtDNA release also promotes age-related phenotypes (182). Oxidative mitochondrial and mtDNA damage have long been implicated in age-related macular degeneration (183). Recently, reduced dicer expression‎ and increased Alu–RNA were shown to cause mtDNA release, amplified cGAS–STING signaling, and noncanonical inflammasome activation that may contribute to this disease (106, 184). Similarly, melatonin decreases with age and its deficiency causes defects in mitochondrial homeostasis, increased mtDNA release, and a complex inflammatory phenotype in mouse neurons (185). This study also reported increased mtDNA-release-mediated inflammation in Huntington's disease model mice that is rescued by exogenous melatonin. In aged mouse macrophages, mtDNA-release-mediated cGAS–STING signaling occurs downstream of defects in mitophagy due to a combination of deficient PINK1–PARKIN activity and impaired lysosome biogenesis, which may contribute to liver inflammation (186). Age-dependent increases in mtDNA-release-mediated cGAS–STING–IRF3 signaling may also contribute to age-related hearing loss (187). In addition, the progeroid, proofreading-deficient Polγ (mtDNA mutator) mouse has increased mtDNA release and ISG expression‎ in macrophages that are STING dependent, as well as elevated CCF-mtDNA in plasma that drives type 1 IFN signaling and systemic inflammation (188).

Cellular senescence is another hallmark of aging and is linked to chronic inflammation through the senescence-associated secretory phenotype (SASP) (189). It is already appreciated that cytosolic chromatin fragments can drive cellular senescence and the SASP via cGAS–STING signaling (66, 67). Mitochondrial dysfunction, ROS, and innate immune signaling (e.g., DNA sensing through cGAS–STING) are also known to contribute to senescence and the SASP, and these are even linked through a retrograde JNK signaling pathway (190–193). While the involvement of mtDNA-release-mediated inflammation in senescence and the SASP is not yet clear, there is some evidence that it might play a role. In late-generation Terc −/− mice, which lack telomerase activity, macrophages with short telomeres exhibited a senescence phenotype and had increased mtDNA-release-mediated cGAS–STING signaling upon influenza infection that might contribute to enhanced viral pneumonia susceptibility with age (194). In aged mice, senescent pancreatic β cells accumulate and exhibit mtDNA-release-mediated cGAS–STING signaling that is exacerbated by a high-fat diet and associated with a SASP phenotype (92). Release of mtDNA also appears to promote senescence in lung fibroblasts and alveolar endothelial cells from idiopathic pulmonary fibrosis patients, as well as in control cells, when senescence was induced, all of which is cGAS dependent (195, 196). These results suggest that mtDNA-release-mediated inflammation is involved in this age-related disease. Passos and colleagues (197) recently found that minority-MOMP induces mtDNA release through BAK/BAX pores and mediates cGAS–STING signaling during cellular senescence, and inhibiting this in vivo decreases inflammatory markers and improves health span measures in mice. Thus, it is becoming clear that mtDNA-mediated inflammation is involved in aging and age-related pathology. The well-documented damage and decline in function of mitochondria with age (175), which is accompanied by alterations in mitochondrial dynamics, mtDNA damage, ROS generation, and decreased autophagy and mitophagy due to lysosomal dysfunction (and other factors) (198), could be a perfect storm for enhanced mtDNA release driving age-related chronic inflammation. More studies testing the validity of this intriguing mitoflammation (42) hypothesis in aging are certainly warranted, which likely will involve other mitochondrial DAMPs in addition to mtDNA (e.g., TFAM, N-formyl peptides, cardiolipin, and mtRNA) (8, 58).

Release in Disease Pathology

Twenty years ago, it was reported that injecting mtDNA into mouse joints caused inflammation and arthritis, while injecting nuclear DNA did not. This was due to ox-mtDNA, and the authors also found increased CCF-mtDNA in the synovial fluid of patients with rheumatoid arthritis (33, 199). Zhang et al. (200) subsequently showed that intraperitoneal-injected mtDNA in rats can quickly enter the circulation, where it could have systemic effects. These early observations were the tip of the iceberg, as it is now known that mtDNA is involved in inflammatory pathology due to the activation of multiple innate immune pathways downstream of its intracellular and extracellular release. Extracellular CCF-mtDNA enters plasma, serum, synovial fluid, and cerebrospinal fluid by mechanisms that remain unclear but are important in terms of systemic inflammation (46), the paracrine effects of which may involve complexes with IL-26 (201). In Table 1 , we summarize the literature reporting the role of released mtDNA in inflammatory disease pathology and infection. This highlights the need for standardized methods to detect cytoplasmic mtDNA and CCF-mtDNA for research and clinical applications (202, 203).

질병 병리학에서 mtDNA 분비

20년 전, 쥐의 관절에 미토콘드리아 DNA를 주입하면 염증과 관절염이 유발되는 반면, 핵 DNA를 주입하면 그렇지 않다는 사실이 보고되었습니다. 이것은 소 미토콘드리아 DNA 때문이었는데, 저자들은 류마티스 관절염 환자의 활액에서 CCF-미토콘드리아 DNA가 증가한다는 사실도 발견했습니다(33, 199). Zhang et al. (200)은 이후 쥐의 복강 내 주사된 미토콘드리아 DNA가 순환계로 빠르게 유입되어 전신에 영향을 미칠 수 있음을 보여주었습니다. 이러한 초기 관찰은 빙산의 일각에 불과합니다. 현재 미토콘드리아 DNA가 세포 내 및 세포 외 방출의 하류에 있는 여러 선천성 면역 경로의 활성화로 인해 염증성 병리에 관여하는 것으로 알려져 있기 때문입니다. 세포 외 CCF-mtDNA는 불분명한 메커니즘을 통해 혈장, 혈청, 활액, 뇌척수액에 들어갑니다. 그러나 이러한 메커니즘은 전신 염증(46)과 관련하여 중요하며, 그 파라크린 효과는 IL-26(201)과의 복합체를 포함할 수 있습니다. 표 1에는 염증성 질환 병리 및 감염에서 방출된 mtDNA의 역할을 보고한 문헌을 요약했습니다. 이는 연구 및 임상 응용을 위해 세포질 mtDNA와 CCF-mtDNA를 검출하는 표준화된 방법의 필요성을 강조합니다(202, 203).

BREAKING THE CODE: WHAT ARE THE REQUIREMENTS FOR MITOCHONDRIAL DNA RELEASE AND INNATE IMMUNE RECOGNITION?

As a relatively nascent field, there are many remaining questions regarding the mechanisms and biochemistry of mtDNA release. First, concerning intracellular release, the BAK/BAX and VDAC pore-mediated mechanisms were first on the scene. At first glance, it seems easy to conclude that whole nucleoids, which are not oxidized, are released by BAK/BAX pores and that this occurs mostly under apoptotic or sub-apoptotic (i.e., minority-MOMP) conditions. And, furthermore, that this is mainly a mechanism for cGAS–STING activation. Likewise, the mPTP–VDAC pore mechanism might easily be slotted into the fragmented, ox-mtDNA release category that is more or less specific for NLRP3 inflammasome activation. The dogma is that TLR9 is primarily a DNA sensor that responds to mtDNA because of its paucity of CpG methylation. While perhaps a good starting point, this is not a sufficient framework to explain even the current literature. For example, as we discuss in the section titled Mechanisms of Mitochondrial DNA Release, (a) there are clearly other release mechanisms that are independent of BAK/BAX and mPTP/VDAC, for which the requirements and exact form of mtDNA released are not yet documented, (b) multiple innate immune sensors can be activated simultaneously, suggesting that multiple forms of mtDNA, alone or in combination with other DAMPs, are at play, and (c) the same perturbation can lead to different mtDNA-release-mediated immune responses ( Figure 1 ) and pathology in different cell and tissue types (153). So, there is still much to be learned about which stresses cause the release of which mtDNA species and why they activate one innate immune sensor versus another versus multiple sensors at the same time.

The physical state of released mtDNA is certainly a major determinant of innate immune recognition. While its oxidation state and intactness (fragmented or whole nucleoids) are key factors, whether it is bound by proteins or encapsulated in membranes is equally important. For example, because cGAS multimerizes when it recognizes DNA, longer DNA substrates can facilitate cGAS activation (69). For the same reason, proteins that induce bends in DNA (e.g., HMG-box proteins like TFAM) aid the presentation of DNA to cGAS for optimal activation, although high TFAM:DNA ratios prevent cGAS activation, presumably due to over-compaction of DNA (69). Therefore, TFAM-bound but not fully compacted mtDNA nucleoids might represent ideal substrates for cGAS. In terms of oxidation, the field has converged on 8-oxoguanine as a key aspect of ox-mtDNA for innate immune recognition, mostly due to observed effects of manipulating the BER enzyme OGG1 that removes this common oxidative mtDNA damage lesion. However, there are additional BER glycosylases in mitochondria, and many other types of oxidative damage can occur in DNA to the purines, pyrimidines, and deoxyribose backbone. Thus, the oxidation code for innate immune recognition may be much more complex. Lastly, the primary sequence requirements for mtDNA innate immune recognition are largely unexplored. Many studies have probed the D-loop region of mtDNA and concluded that it is preferentially released. The exact role of this stable three-stranded region of mtDNA (9) remains a mystery in the field. It is intriguing to consider that it may be part of a specialized cellular stress and immune-sensing mechanism. However, it instead may be the case that the increased steady-state abundance of the D-loop strand itself (as part of the stable three-stranded DNA structure) relative to other mtDNA sequences leads to its preferential detection by PCR or other methods used to assay mtDNA release.

We speculate that each state of mtDNA (described in the paragraph above), when released, is indicative of a certain type of mitochondrial, mtDNA, or cellular stress ( Figure 2 ) that is being detected by the various innate immune receptors to initiate a cognate response ( Figure 1 ). For example, this could be mtDNA stress due to oxidative damage, defective mtDNA replication or repair, or impaired mtDNA segregation during fission. There are also multiple points allowing for the degradation of mtDNA as mitochondria or mtDNA-containing vesicles progress through the mitophagy and autophagy pathways, ultimately fusing with lysosomes to dispose of cargo. Thus, one function of different innate immune sensors might be to determine which step of mtDNA replication or degradation is going awry. Altered mitochondrial and nucleoid morphology are also commonly observed under circumstances when mtDNA is released. For example, elongated mitochondria and enlarged or clustered nucleoids can be indicative of a defect in mtDNA replication or segregation that causes a delay in fission (42, 80, 204).

However, many factors can cause changes in mitochondrial and nucleoid morphology (18), and hence these types of morphological indices are not necessarily predictive of the activation of any particular mtDNA release mechanism or innate immune signaling pathway. In addition, there are also mechanisms to prevent or reduce the immunogenicity of mtDNA once released, including degradation by nucleases and deamination by the APOBEC3 enzyme (EC 3.5.4.1) (205). However, one of the main nucleases likely responsible for this, TREX1, cannot efficiently degrade ox-DNA, providing one potential explanation for how released ox-mtDNA can accumulate and signal (206). Clearly, we are far from fully understanding why, when, and how mtDNA is released (inside the cell, outside the cell, and into circulation) and what determines which innate immune sensor is activated under different physiological and pathological circumstances. Breaking this code will indeed be a very exciting area of biochemistry at the interface of cell biology and immunology.

암호 해독: 미토콘드리아 DNA 방출과 선천성 면역 인식에 필요한 조건은 무엇입니까?

비교적 초기 단계인 이 분야에서는 미토콘드리아 DNA 방출의 메커니즘과 생화학에 관한 많은 질문이 남아 있습니다. 첫째, 세포 내 방출과 관련하여 BAK/BAX와 VDAC 기공 매개 메커니즘이 처음 등장했습니다. 언뜻 보기에는 산화되지 않은 전체 뉴클레오이드가 BAK/BAX 기공에 의해 방출되고, 이는 주로 세포 자멸사 또는 아세포 자멸사(즉, 소수 MOMP) 조건에서 발생한다고 결론을 내리기 쉽습니다. 그리고 이것은 주로 cGAS-STING 활성화를 위한 메커니즘입니다. 마찬가지로, mPTP-VDAC 기공 메커니즘은 NLRP3 염증성 사슬 활성화에 어느 정도 특화된 산화적 미토콘드리아 DNA 방출 범주에 쉽게 포함될 수 있습니다. 통설은 TLR9가 CpG 메틸화가 부족하기 때문에 주로 미토콘드리아 DNA에 반응하는 DNA 센서라는 것입니다. 좋은 출발점일 수도 있지만, 현재의 문헌을 설명하기에는 이 프레임워크가 충분하지 않습니다. 예를 들어, 미토콘드리아 DNA 방출 메커니즘이라는 제목의 섹션에서 논의한 바와 같이, (a) BAK/BAX 및 mPTP/VDAC와는 독립적인 다른 방출 메커니즘이 분명히 존재하며, 이 메커니즘에 대한 요구 사항과 방출되는 mtDNA의 정확한 형태는 아직 문서화되지 않았습니다. (b) 여러 가지 선천성 면역 센서가 동시에 활성화될 수 있으며, 이는 단독으로 또는 다른 DAMP와 결합된 여러 가지 형태의 mtDNA가 작용하고 있음을 시사합니다. 그리고 (c) 동일한 스트레스가 다른 mtDNA 방출 매개 면역 반응(그림 1)과 다른 세포 및 조직 유형의 병리(153)를 유발할 수 있습니다. 따라서 어떤 스트레스가 어떤 mtDNA 종의 방출을 유발하는지, 그리고 왜 어떤 스트레스가 하나의 선천성 면역 센서를 활성화하고, 어떤 스트레스가 여러 개의 센서를 동시에 활성화하는지에 대해 아직 많은 것을 배울 수 있습니다.

방출된 mtDNA의 물리적 상태는 선천성 면역 인식의 주요 결정 요인입니다. 산화 상태와 온전성(단편화 또는 전체 뉴클레오이드)이 핵심 요소이지만, 단백질에 결합되어 있는지 또는 막에 캡슐화되어 있는지도 마찬가지로 중요합니다. 예를 들어, cGAS가 DNA를 인식하면 다중화되기 때문에, 더 긴 DNA 기질은 cGAS 활성화를 촉진할 수 있습니다(69). 같은 이유로, DNA의 구부러짐을 유도하는 단백질(예: TFAM과 같은 HMG-박스 단백질)은 최적의 활성화를 위해 DNA를 cGAS에 제시하는 것을 돕지만, 높은 TFAM:DNA 비율은 아마도 DNA의 과도한 압축으로 인해 cGAS 활성화를 방지합니다(69). 따라서, TFAM에 결합되어 있지만 완전히 압축되지 않은 미토콘드리아 DNA 뉴클레오이드는 cGAS에 이상적인 기질일 수 있습니다. 산화 측면에서 볼 때, 이 분야에서는 선천성 면역 인식에 대한 산화 mtDNA의 핵심 측면으로 8-옥소구아닌이 수렴되었습니다. 이는 주로 이 일반적인 산화 mtDNA 손상 병변을 제거하는 BER 효소 OGG1을 조작하는 효과가 관찰되었기 때문입니다. 그러나 미토콘드리아에는 추가적인 BER 글리코실라제들이 존재하며, DNA에서 퓨린, 피리미딘, 데옥시리보스 골격에 대한 많은 다른 유형의 산화적 손상이 발생할 수 있습니다. 따라서, 선천성 면역 인식에 대한 산화 코드는 훨씬 더 복잡할 수 있습니다. 마지막으로, mtDNA 선천성 면역 인식에 대한 1차 서열 요건은 아직 대부분 연구되지 않았습니다. 많은 연구에서 mtDNA의 D-루프 영역을 조사한 결과, 이 영역이 우선적으로 방출된다는 결론을 내렸습니다. mtDNA의 이 안정된 3중 가닥 영역(9)의 정확한 역할은 이 분야에서 여전히 미스터리로 남아 있습니다. 이 현상이 스트레스와 면역에 대한 세포의 특수한 감지 메커니즘의 일부일 수 있다는 것은 흥미롭습니다. 그러나, 다른 미토콘드리아 DNA 서열에 비해 D-루프 가닥 자체(안정적인 3가닥 DNA 구조의 일부)의 정상 상태에서의 증가된 풍부도가 PCR 또는 미토콘드리아 DNA 방출을 분석하는 데 사용되는 다른 방법들에 의해 우선적으로 검출되는 경우가 있을 수 있습니다.

우리는 각 상태의 미토콘드리아 DNA(위의 단락에 설명되어 있음)가 방출될 때, 다양한 선천성 면역 수용체에 의해 감지되어 인지 반응을 시작하는 특정 유형의 미토콘드리아, 미토콘드리아 DNA 또는 세포 스트레스(그림 2)를 나타낸다고 추측합니다. 예를 들어, 이것은 산화적 손상, 결함 있는 미토콘드리아 DNA 복제 또는 복구, 또는 핵분열 중 손상된 미토콘드리아 DNA 분리로 인한 미토콘드리아 DNA 스트레스일 수 있습니다. 또한 미토콘드리아 또는 미토콘드리아를 포함하는 소포가 미토파지 및 자가포식 경로를 통해 진행되면서 궁극적으로 리소좀과 융합되어 화물을 처리하는 과정에서 mtDNA가 분해되는 여러 지점이 존재합니다. 따라서, 다양한 선천성 면역 센서의 기능 중 하나는 mtDNA 복제 또는 분해의 어느 단계가 잘못되었는지를 판단하는 것일 수 있습니다. 또한, mtDNA가 방출되는 상황에서는 미토콘드리아와 핵형성의 형태가 변하는 것이 흔히 관찰됩니다. 예를 들어, 길쭉한 미토콘드리아와 커지거나 뭉쳐진 핵소체는 핵산 복제 또는 분리에 결함이 있어 핵분열이 지연된다는 것을 나타낼 수 있습니다(42, 80, 204).

그러나 미토콘드리아와 핵소체의 형태에 변화를 일으키는 요인은 많기 때문에(18), 이러한 유형의 형태적 지표가 반드시 특정 미토콘드리아 방출 메커니즘이나 선천성 면역 신호 전달 경로의 활성화를 예측하는 것은 아닙니다. 또한, 핵산분해효소에 의한 분해와 APOBEC3 효소(EC 3.5.4.1)에 의한 탈아미노화를 포함하여, 일단 방출된 mtDNA의 면역원성을 방지하거나 감소시키는 메커니즘도 존재합니다(205). 그러나, 이것의 주요 원인인 핵산분해효소 중 하나인 TREX1은 ox-DNA를 효율적으로 분해할 수 없기 때문에, 방출된 ox-mtDNA가 어떻게 축적되고 신호 전달을 할 수 있는지에 대한 하나의 잠재적 설명을 제공합니다(206). 분명히 우리는 왜, 언제, 어떻게 mtDNA가 방출되는지(세포 내부, 외부, 순환계로) 그리고 다양한 생리적, 병리학적 상황에서 어떤 선천성 면역 센서가 활성화되는지를 완전히 이해하지 못하고 있습니다. 이 코드를 해독하는 것은 세포 생물학과 면역학의 접점에서 생화학 분야에서 매우 흥미로운 분야가 될 것입니다.

disclosure statement

The authors are not aware of any affiliations, memberships, funding, or financial holdings that might be perceived as affecting the objectivity of this review.

acknowledgments

We are grateful to Dr. Joao Passos for permission to discuss unpublished data from his laboratory. This work was supported by National Institutes of Health grants K99GM141482 to L.E.N. and R01 AR069876 to G.S.S., who also holds the Audrey Geisel Chair in Biomedical Science.

literature cited

1.  [Google Scholar]
2.  [Google Scholar]
3.  [Google Scholar]
4.  [Google Scholar]
5.  [Google Scholar]
6.  [Google Scholar]
7.  [Google Scholar]
8.  [Google Scholar]
9.  [Google Scholar]
10.  [Google Scholar]
11.  [Google Scholar]