보체 시스템과 면역의 이해 2015

[문형철]

REVIEW article

Front. Immunol., 26 May 2015

Sec. Molecular Innate Immunity

Volume 6 - 2015 | https://doi.org/10.3389/fimmu.2015.00257

This article is part of the Research TopicAntimicrobial peptides and Complement – maximising the inflammatory responseView all 14 articles

Complement system part II: role in immunity

Nicolas S. Merle1,2,3

Remi Noe1,2,3,4

Lise Halbwachs-Mecarelli1,2,3

Veronique Fremeaux-Bacchi1,2,3,5

Lubka T. Roumenina1,2,3*

• 1UMRS 1138, Centre de Recherche des Cordeliers, INSERM, Paris, France
• 2UMRS 1138, Centre de Recherche des Cordeliers, Sorbonne Paris Cité, Université Paris Descartes, Paris, France
• 3UMRS 1138, Centre de Recherche des Cordeliers, Sorbonne Universités, UPMC Université Paris 06, Paris, France
• 4Ecole Pratique des Hautes Études (EPHE), Paris, France
• 5Service d’Immunologie Biologique, Assistance Publique-Hôpitaux de Paris, Hôpital Européen Georges-Pompidou, Paris, France

The complement system has been considered for a long time as a simple lytic cascade, aimed to kill bacteria infecting the host organism. Nowadays, this vision has changed and it is well accepted that complement is a complex innate immune surveillance system, playing a key role in host homeostasis, inflammation, and in the defense against pathogens. This review discusses recent advances in the understanding of the role of complement in physiology and pathology. It starts with a description of complement contribution to the normal physiology (homeostasis) of a healthy organism, including the silent clearance of apoptotic cells and maintenance of cell survival. In pathology, complement can be a friend or a foe. It acts as a friend in the defense against pathogens, by inducing opsonization and a direct killing by C5b–9 membrane attack complex and by triggering inflammatory responses with the anaphylatoxins C3a and C5a. Opsonization plays also a major role in the mounting of an adaptive immune response, involving antigen presenting cells, T-, and B-lymphocytes. Nevertheless, it can be also an enemy, when pathogens hijack complement regulators to protect themselves from the immune system. Inadequate complement activation becomes a disease cause, as in atypical hemolytic uremic syndrome, C3 glomerulopathies, and systemic lupus erythematosus. Age-related macular degeneration and cancer will be described as examples showing that complement contributes to a large variety of conditions, far exceeding the classical examples of diseases associated with complement deficiencies. Finally, we discuss complement as a therapeutic target.

보체 시스템은

오랫동안 숙주 유기체를 감염시키는 세균을 사멸시키기 위한

단순한 용해성 연쇄반응으로 여겨져 왔다.

simple lytic cascade,

aimed to kill bacteria infecting the host organism

오늘날 이러한 관점은 변화하여

보체가 숙주의 항상성, 염증, 병원체 방어에서 핵심적인 역할을 수행하는

복잡한 선천성 면역 감시 시스템이라는 점이 널리 인정되고 있다.

본 리뷰는

생리학과 병리학에서 보체 역할에 대한

최근 이해의 진전을 논의한다.

건강한 유기체의 정상 생리학(항상성)에 대한 보체의 기여,

즉 세포 사멸 세포의 무증상 제거 및 세포 생존 유지에 대한 설명으로 시작한다.

병리학적으로

보완인자는 친구이자 적이 될 수 있다.

병원체 방어 시 친구 역할을 하며,

오포소니제이션 유도,

C5b-9 막공격복합체에 의한 직접적 살상,

아나필락소신 C3a 및 C5a를 통한 염증 반응 유발 등을 통해 작용한다.

오포소니제이션은

항원제시세포, T- 및 B-림프구와 관련된 적응면역 반응 구축에도

주요 역할을 한다.

그러나

병원체가 면역 체계로부터 자신을 보호하기 위해

보체 조절 인자를 탈취할 때 적의 역할을 하기도 합니다.

비정형 용혈성 요독 증후군,

C3 사구체병증,

전신성 홍반성 루푸스 등에서

보체 활성화의 부적절함이 질병 원인이 됩니다.

C3 사구체병증은 체액상과 사구체 미세환경에서 발생하는 보체 조절 이상을 특징으로 하는 희귀 신장 질환군으로, 신생검 표본에서 현저한 보체 C3 침착을 초래한다. C3 사구체병증의 두 주요 하위군인 고밀도 침착병(DDD)과 C3 사구체신염(C3GN)은 질병 연속체를 시사하는 중복된 임상적·병리학적 특징을 보인다. 보체 대체 경로의 조절 이상은 C3 사구체병증 발현의 근본적 원인이지만, 최종 경로 조절 이상도 흔히 관찰됩니다. 대부분의 환자에서 이 질환은 후천적 요인, 즉 C3 또는 C5 전환효소를 표적으로 하는 자가항체에 의해 유발됩니다. 이러한 자가항체는 중요하지만 정상적으로 수명이 짧은 이들 효소의 반감기를 증가시켜 보체 조절 이상을 촉진합니다. 보체 관련 유전자의 유전적 변이는 덜 흔한 원인입니다. 특이적 치료법은 없으나, 일부 환자에서는 면역억제제와 말단 보체 경로 차단제가 도움이 된다. 안타깝게도 보편적으로 효과적이거나 완치 가능한 치료법은 없다. 신장 이식에 관한 제한된 데이터는 이식편 수혜자에서 질병 재발 위험(DDD 및 C3GN 모두)이 높음을 시사한다. 대체 보체 경로를 표적으로 하는 여러 1세대 약물의 효능을 검증하기 위한 임상시험이 진행 중이다.

연령 관련 황반변성과 암은

보체 결핍과 관련된 고전적 질환 사례를 훨씬 뛰어넘는 다양한 상태에

보체가 기여함을 보여주는 예시로 설명될 것이다.

Age-related macular degeneration

and cancer 

마지막으로,

우리는 치료 표적으로서의 보체에 대해 논의한다.

The Complement System

Complement system represents a major part of the innate immunity. It is a cascade of soluble proteins and membrane expressed receptors and regulators (Figure 1), which operates in plasma, in tissues, on cell surface, and even within the cell. It is composed of more than 40 proteins, the soluble ones being produced mainly by the liver. Complement was discovered at the end of the nineteenth century and described as a “factor” or “principle” capable to induce bacterial lysis. After that, for a long time, complement system has been considered as a supportive part of the innate immunity and received relatively little attention from the immunologists. Over the years, it became clear that complement has versatile functions and that its action extends far beyond the simple bactericidal activity. In a healthy individual, it orchestrates the immunologically silent clearance of host cells after their programed cell death. Complement cascade is activated immediately after encountering the pathogen. Hence, complement participates in pathogen opsonization, tagging it for engulfment by antigen presenting cells (APC); it plays a central role in the inflammatory process and modulates the activity of T- and B-cells. After generation of pathogen-specific antibodies, complement contributes in the clearance of immune complexes and pathogen elimination. Studies over the years demonstrated that complement takes part in nearly every step of the immune reaction and that it deserves a central position in the immunological research. Unfortunately, the lack of coherence in complement proteins nomenclature and the complexity of the enzymatic cascade render complement one of the “most complicated and incomprehensible” parts of immunology and is frequently avoided by students and scientists. With this review, we aim to underline the crucial importance of complement in physiology and pathology.

보체 시스템

보체 시스템은

선천성 면역의 주요 부분을 차지한다.

이는 수용성 단백질과 막에 발현된 수용체 및 조절인자로 구성된 연쇄 반응(그림 1)으로,

혈장, 조직, 세포 표면, 심지어 세포 내부에서도 작동합니다.

cascade of soluble proteins and

membrane expressed receptors and regulators

40개 이상의 단백질로 구성되며,

수용성 단백질은 주로 간에서 생성됩니다.

보체는

19세기 말에 발견되어 세균 용해를 유도하는 “인자” 또는 “원리”로 설명되었습니다.

as a “factor” or “principle” capable to induce

bacterial lysis

그 후 오랜 기간 동안 보체 시스템은

선천성 면역의 보조적 부분으로 간주되어

면역학자들의 상대적으로 적은 관심을 받았다.

시간이 지나면서 보체가 다재다능한 기능을 가지고 있으며

그 작용이 단순한 살균 활성을 훨씬 넘어선다는 것이 분명해졌다.

건강한 개인에서는

보체가 프로그램된 세포 사후

숙주 세포의 면역학적으로 무증상적인 제거를 조율한다.

보체 계통은

병원체와 접촉한 직후 활성화된다.

따라서

보체는

병원체의 오포소니제이션(opsonization)에 참여하여

항원제시세포(APC)에 의한 포식을 위한 표지를 부여하며,

염증 과정의 핵심 역할을 수행하고

T세포 및 B세포의 활성을 조절한다.

보체 단백질은 
이미 혈액 내에 기본적으로 존재하고 있고, 
대부분 간에서 합성.

평소에는 비활성 형태로 돌고 있다가,
병원체나 손상 신호 같은 트리거가 생기면 즉각 연쇄적으로 활성화.

그래서 항상 몸속을 순환하며 면역계의 1차 방어선 역할

병원체 특이적 항체가 생성된 후에는

면역 복합체의 제거와 병원체 소멸에 기여한다.

수년간의 연구를 통해 보체는

면역 반응의 거의 모든 단계에 관여하며

면역학 연구에서 중심적 위치를 차지할 가치가 있음이 입증되었다.

안타깝게도

보체 단백질 명명법의 일관성 부족과

효소적 캐스케이드의 복잡성으로 인해

보체는 면역학에서 “가장 복잡하고 이해하기 어려운” 부분 중 하나로 꼽히며

학생과 과학자들이 자주 회피하는 분야이다.

본 리뷰를 통해

우리는 생리학 및 병리학에서 보체의 중대한 중요성을 강조하고자 한다.

FIGURE 1

Figure 1. Complement activation. Complement system is composed of three different pathways. CP is activated by immune complex formation on pathogen surface and by calreticulin expressed on apoptotic cells, leading to C1 complex association. LP recognizes mannose-terminating glycan on pathogens leading to MBL MASP complex activation. Both induce formation of the classical C3 convertase C4b2a. AP is permanently activated at low level by spontaneous hydrolysis of C3 into C3(H2O). Lack of complement inhibitor on pathogens induces alternative C3 convertase activation C3bBb. Complement activation leads to opsonization and phagocytosis by C3b deposition, bacterial lysis by C5b–9 complex formation and inflammation by recruitment of immune cells, endothelial and epithelial cells activation, and platelets activation.

그림 1. 보체 활성화. 보체 시스템은 세 가지 서로 다른 경로로 구성됩니다.

CP(고전적 경로)는

병원체 표면의 면역 복합체 형성 및 사멸 세포에 발현되는 칼레티쿨린에 의해 활성화되어

C1 복합체 결합을 유도합니다.

LP(대체 경로)는

병원체의 만노스 종결 당단백질을 인식하여

MBL-MASP 복합체 활성화를 유도합니다.

두 경로 모두

고전적 C3 전환효소 C4b2a의 형성을 유발합니다.

AP는 C3의 자발적 가수분해로

C3(H2O)로 전환되며 지속적으로 낮은 수준에서 활성화된다.

병원체에 보체 억제제가 결핍되면

대체 경로 C3 변환효소 활성화(C3bBb)가 유도된다.

보체 활성화는

C3b 침착에 의한 식균작용 및 포식작용,

C5b-9 복합체 형성에 의한 세균 용해,

면역 세포 동원, 내피세포 및 상피세포 활성화,

혈소판 활성화를 통한 염증 반응을 유발한다.

Complement in PhysiologySampling for Foreign and Altered Cells

The main complement rule is that everything that is not specifically protected has to be attacked. Host cells carry an armamentarium of “don’t attack me” molecules, which are either expressed by the cell or recruited to the cell membrane from the plasma. Therefore, any cell, debris, microorganism, or artificial material lacking these molecules (and carrying −OH or −NH2 chemical groups, which is the case of all biological and most synthetic materials) will represent an “activating surface” and will support complement deposition, i.e., covalent binding of C3b, an activated form of the central complement component C3. This action is provided by the so-called alternative complement pathway, which is permanently active and constantly probes the environment for the presence of activating surfaces (Figure 2A). In addition, several pattern recognition molecules recognize material that has to be eliminated, such as apoptotic cells, debris, pathogens, immune complexes, and activate the classical and lectin complement pathways (CP and LP) (Figure 2B). All pathways converge at the point of C3 cleavage, which results in generation of bioactive fragments C3a and C3b. C3b binds covalently to any surface and, if it is not specifically protected. The level of C3 deposition is increased by the so-called “amplification loop” of the alternative pathway (AP). Detailed description of the mechanisms of activation and regulation of the complement system are described in “Complement system part I – molecular mechanisms of activation and regulation” (1), from the same research topic of Frontiers in Immunology.

생리학적 보체외부 및 변형 세포 탐지

보체의 기본 원칙은

특이적으로 보호되지 않은 모든 것이 공격 대상이 되어야 한다는 것이다.

숙주 세포는 “나를 공격하지 마라”는

신호를 전달하는 분자들의 무기를 지니고 있으며,

이는 세포 자체에 발현되거나 혈장으로부터 세포막으로 모집된다.

따라서 이러한 분자를 결여한 모든 세포, 잔해,

미생물 또는 인공 물질(모든 생물학적 물질과 대부분의 합성 물질의 경우와 같이

−OH 또는 −NH2 화학적 그룹을 지닌)은 “활성화 표면”을 나타내며

보체 침착, 즉 보체 C3의 활성화 형태인 C3b의 공유 결합을 의미한다.

보체는 평소에 혈장에 비활성 상태로 떠다니다가, 
항원-항체 반응이나 병원체 표면을 인식하면 연쇄적으로 활성화.

그 결과 최종적으로 MAC,
즉 막공격복합체가 형성되면서 병원체의 세포막에 구멍을 뚫게 되고,
결국 그 병원체를 사멸시키는 거죠.

이게 바로 보체의 강력한 면역 반응 중 하나

이 작용은 소위 대체 보체 경로에 의해 수행되며,

이 경로는 지속적으로 활성화되어 환경 내 활성화 표면의 존재를 탐색한다(그림 2A).

또한 여러 패턴 인식 분자들은

사멸 세포, 잔해물, 병원체, 면역 복합체 등 제거되어야 할 물질을 인식하여

고전적 보체 경로(CP)와 렉틴 보체 경로(LP)를 활성화합니다(그림 2B).

모든 경로는 C3 절단 지점에서 수렴하며,

이는 생물학적 활성 단편 C3a와 C3b의 생성을 초래합니다.

C3b는 특정 보호가 없는 한

어떤 표면에도 공유 결합으로 결합합니다.

대체 경로(AP)의 소위 “증폭 루프”에 의해

C3 침착 수준이 증가합니다.

보체 시스템의 활성화 및 조절 메커니즘에 대한 자세한 설명은

Frontiers in Immunology의 동일한 연구 주제인

“보체 시스템 파트 I – 활성화 및 조절의 분자 메커니즘”(1)에 기술되어 있습니다.

FIGURE 2

A. 대안 경로(Alternative Pathway)를 통한 보체 시스템의 숙주 세포 보호 (Lack of complement attack on host cells)

주요 개념: 건강한 숙주 세포가 보체 시스템의 공격으로부터 보호되는 과정. 보체 대안 경로가 활성화되더라도 억제 단백질이 작용해 자가 면역 반응을 막습니다.
과정 설명:

초기 활성화: C3(H2O)가 자발적으로 C3(H2O)Bb로 변환되어 대안 경로를 시작합니다. 이는 FH(Factor H)와 같은 조절 단백질에 의해 제어됩니다.
억제 메커니즘: DAF(Decay-accelerating factor)와 MCP(Membrane cofactor protein)가 C3b를 분해하거나 안정화된 C3 전환체를 방해합니다. 결과적으로 C3b가 세포 표면에 축적되지 않아 보체 공격 복합체(MAC: Membrane Attack Complex)가 형성되지 않습니다 (X 표시로 억제됨).
결과: 건강한 숙주 세포가 보호되어 면역 공격을 피합니다. 이는 자가 면역 질환 예방에 핵심적입니다.



B. 세포 사멸(apoptotic cells)의 면역학적으로 조용한 제거 (Immunologically silent clearance of apoptotic cells)

주요 개념: 세포 사멸 후 발생한 apoptotic cells가 염증 없이 조용히 제거되는 과정. 이는 면역 균형을 유지하며, 과도한 면역 반응을 억제합니다.
과정 설명:

사멸 세포의 신호: Apoptotic cell은 PS(phosphatidylserine) 노출, dsDNA(이중 가닥 DNA), GAPDH 등의 "먹이 신호(eat-me signals)"를 발현합니다.
인식 및 제거: iMDC(immature dendritic cell, 미성숙 수지상 세포)가 C1q와 C1qR을 통해 apoptotic cells를 인식합니다. TGF-β와 같은 면역 억제 신호가 방출되어 Th1/Th17 같은 염증성 T 세포를 억제하고, Treg(조절 T 세포)를 촉진합니다.
결과: PD-L1/PD-1 경로와 IL-10 같은 항염증 사이토카인이 증가하여 염증을 최소화합니다. 이는 조직 손상을 방지하고 면역 관용을 유도합니다.



C. 인간 T 세포의 생존 메커니즘 (Human T cell survival)

주요 개념: T 세포(특히 CD8+ T 세포)의 생존과 활성화 과정. mTOR 신호와 사이토카인에 의해 조절되며, 항염증 환경을 형성합니다.
과정 설명:

T 세포 내부 신호: T 세포 내 mTOR 신호가 리소좀(lysosome)과 연결되어 세포 생존을 유지합니다. CTLs(Cytotoxic T lymphocytes) 관련 신호가 활성화됩니다.
외부 상호작용: T 세포는 CD28, PD-1, CTLA-4 등의 수용체를 통해 대식세포(macrophage)와 상호작용합니다. PGE2, IL-10, IL-37 같은 항염증 사이토카인이 분비되어 Th1/Th17을 억제하고, Treg를 증가시킵니다.
결과: PD-L1/PD-L2 경로가 T 세포의 과도한 활성화를 막아 면역 억제를 유도합니다. 이는 만성 염증이나 자가 면역 질환에서 T 세포 균형을 유지하는 데 중요합니다.

Figure 2. Role of complement in physiology. (A) Protection of host cells against complement. Complement AP is permanently activated and deposits C3b molecules to any surface. On host cells, these C3b molecules are rapidly inactivated by different membrane expressed or plasma complement regulators. (B) Immunologically silent clearance of apoptotic cells. Limited complement activation occurs on apoptotic cells. C1q recognizes “eat-me” signals on the surface of dying cells. It serves as a bridging molecule, facilitating the phagocytosis by dendritic cells or macrophages. Uptake of C1q-opsinized cargo induces an anti-inflammatory program, increased expression‎ of immunological checkpoint molecules, and prevents up-regulation of maturation markers. iC3b on apoptotic cells interacts with CR3 on phagocytes and induces anti-inflammatory response. (C) Complement in human T cell homeostasis. Cathepsin L cleaves C3 intracellularly, generating C3a and C3b. C3a binds on C3aR, expressed in the lysosomes, and stimulates mTOR signaling pathway. This signaling is important for the cell survival in resting state.

그림 2. 생리학적 보체 역할.

(A) 보체로부터 숙주 세포 보호. 보체 AP는 지속적으로 활성화되어 모든 표면에 C3b 분자를 침착시킵니다. 숙주 세포에서는 이러한 C3b 분자가 다양한 막 발현 또는 혈장 보체 조절인자에 의해 신속히 비활성화됩니다.

(B) 면역학적으로 무해한 세포 사멸 세포 제거. 세포 사멸 세포에서는 제한적인 보체 활성화가 발생합니다. C1q는 사멸 중인 세포 표면의 “먹어라” 신호를 인식합니다. 이는 다리 역할을 하는 분자로서 수지상 세포나 대식세포에 의한 식작용을 촉진한다. C1q-옵신화된 화물의 포식은 항염증 프로그램을 유도하고, 면역학적 체크포인트 분자의 발현을 증가시키며, 성숙 표지자의 상향조절을 방지한다. 사멸 세포상의 iC3b는 식세포상의 CR3와 상호작용하여 항염증 반응을 유도한다.

(C) 인간 T 세포 항상성에서의 보체. 카텝신 L은 세포 내 C3를 절단하여 C3a와 C3b를 생성합니다.

Briefly, in a healthy organism, the sentinel role is assured by the permanent activity of the AP (1 and 2). A number of complement components are produced in biologically inactive form, which allows them to co-exist in plasma, or to be produced by the same cells, without interacting with one another and inducing unnecessary and undesired complement activation. Complement components are activated in a cascade fashion after a triggering event, each step of the chain reaction, resulting in a conformational change or a cleavage of the downstream component, which becomes activated and gains the capacity to activate the subsequent component in the cascade. Spontaneous hydrolysis, called tick-over, of C3 plays an important role in the immune surveillance and AP activation (2). C3 is present in plasma at high concentrations (~1 mg/ml) and a small portion of it undergoes spontaneous hydrolysis of a particular thioester bond between the side chains of two aminoacids, located in the thioester domain (TED). This hydrolysis induces a dramatic conformational change in C3 and renders it biologically active due to exposure of novel binding sites. In this new form – the C3(H2O), it recruits two other plasma molecules – factor B (FB) and factor D (FD). FD cleaves C3(H2O)-bound FB to generate an enzymatic complex C3(H2O)Bb, called fluid phase C3 convertase. The name convertase indicates that this enzymatic complex can cleave (convert) a native C3 molecule into bioactive fragments C3a (the small fragment) and C3b (the big fragment). C3a is an anaphylatoxin – a pro-inflammatory molecule, which activates the surrounding cells when reaching a threshold concentration. Upon releasing the C3 ANA domain, which becomes the C3a molecule, the remaining part C3b undergoes a dramatic conformational change, similar to that of C3(H2O). In the newly generated C3b, contrary to C3(H2O), the thioester bond is not hydrolyzed but becomes transiently exposed, allowing, for a very short time, a covalent reaction with OH− or NH2− groups on any molecule or cell in its immediate surroundings. If this bond is not formed, the very short-lived nascent form is hydrolyzed and inactivated in few milliseconds, leaving the inactivated C3b molecule in the fluid phase. When covalently bound to a cell, C3b has different fates depending if it is on a host cell or on a foreign surface.

C3a는

리소좀에 발현되는 C3aR에 결합하여

mTOR 신호 전달 경로를 자극합니다.

이 신호는 휴지 상태에서의 세포 생존에 중요합니다.

간단히 말해,

건강한 유기체에서는 AP(1과 2)의 지속적인 활성으로

감시자 역할이 보장됩니다.

다수의 보체 성분은

생물학적으로 비활성 형태로 생성되어 혈장 내에서 공존하거나 동일한 세포에서 생성될 수 있으며,

이로 인해 서로 상호작용하지 않고 불필요하고

원치 않는 보체 활성화를 유도하지 않습니다.

보체 성분은

유발 사건 이후 연쇄 반응 방식으로 활성화되며,

이 연쇄 반응의 각 단계는 하류 성분의 구조적 변화나 절단을 초래하며,

이로 인해 활성화되어 다음 단계의 성분을 활성화할 수 있는 능력을 획득한다.

C3의 자발적 가수분해(틱오버)는

면역 감시 및 대식세포 활성화(AP)에 중요한 역할을 한다(2).

C3는 혈장에 고농도(~1 mg/ml)로 존재하며,

그 일부는 티오에스터 도메인(TED)에 위치한 두 아미노산 측쇄 사이의 특정 티오에스터 결합이

자발적으로 가수분해된다.

이 가수분해는 C3에 극적인 구조 변화를 유도하여

새로운 결합 부위를 노출시킴으로써 생물학적 활성을 부여한다.

이 새로운 형태인 C3(H2O)는

혈장 내 다른 두 분자, 즉 인자 B(FB)와 인자 D(FD)를 모집한다.

FD는 C3(H2O)에 결합된 FB를 절단하여 유체상 C3 전환효소(fluid phase C3 convertase)라 불리는 효소 복합체 C3(H2O)Bb를 생성한다. 전환효소라는 명칭은 이 효소 복합체가 천연 C3 분자를 생물학적 활성 단편인 C3a(소단편)와 C3b(대단편)로 절단(전환)할 수 있음을 나타냅니다. C3a는 아나필락토신으로, 특정 농도 이상에 도달하면 주변 세포를 활성화하는 전염증성 분자입니다. C3 ANA 도메인이 C3a 분자로 전환되면서 방출되면, 잔여 부분인 C3b는 C3(H2O)와 유사한 극적인 구조적 변화를 겪습니다. 새로 생성된 C3b에서는 C3(H2O)와 달리 티오에스터 결합이 가수분해되지 않고 일시적으로 노출되어, 극히 짧은 시간 동안 주변 분자나 세포의 OH− 또는 NH₂− 그룹과 공유 결합 반응을 일으킬 수 있습니다. 이 결합이 형성되지 않으면, 매우 짧은 수명의 초기 형태는 수 밀리초 내에 가수분해되어 비활성화되며, 비활성화된 C3b 분자가 유체 상에 남게 됩니다. 세포에 공유 결합된 C3b는 숙주 세포에 존재하는지, 아니면 외부 표면에 존재하는지에 따라 서로 다른 운명을 가집니다.

Protection of the Host Cells Against Complement Attack

The deposition of C3b is highly controlled on host cells. Host cells express complement regulatory molecules on their surface (membrane bound such as membrane cofactor protein, MCP, CD46 or complement receptor 1, CR1, CD35), or recruit plasma regulators, like factor H (FH), which bind to C3b. These proteins serve as cofactors, allowing interaction with a plasma serine protease factor I (FI), which cleaves C3b into iC3b (Figure 2A). This results in a conformational change, which suppresses the ability to interact with FB but exposes of novel binding sites in the iC3b molecule, allowing it to interact with other complement molecules. FH also blocks the binding of FB and FD to C3b, thus preventing the formation of C3 convertases. The overall action of all these regulators results in the prevention of complement activation on host cells. In the absence of surface regulators, such as in the case of pathogens or other foreign surface, C3b interacts with FB and FD, forms C3 convertases, which cleave more molecules of C3 to C3a and C3b, thus fueling the amplification loop and allowing full-blown complement activation and, finally, pathogen elimination.

보체 공격으로부터 숙주 세포 보호

C3b의 침착은

숙주 세포에서 매우 엄격하게 조절됩니다.

숙주 세포는

표면에 보체 조절 분자(막 결합형: 막 보조인자 단백질(MCP),

CD46 또는 보체 수용체 1(CR1, CD35))를 발현하거나,

C3b에 결합하는 인자 H(FH)와 같은 혈장 조절 인자를 모집합니다.

이러한 단백질들은

보조인자 역할을 하여 혈장 세린 프로테아제인 인자 I(FI)와의 상호작용을 가능하게 하며,

이는 C3b를 iC3b로 절단합니다 (그림 2A).

이로 인해 구조적 변화가 발생하여 FB와의 상호작용 능력은 억제되지만, iC3b 분자 내 새로운 결합 부위가 노출되어 다른 보체 분자와 상호작용할 수 있게 됩니다. FH는 또한 FB와 FD가 C3b에 결합하는 것을 차단하여 C3 변환효소(C3 convertase)의 형성을 방지합니다. 이러한 모든 조절 인자들의 종합적인 작용은 숙주 세포에서의 보체 활성화를 방지하는 결과를 가져옵니다. 표면 조절인자가 결여된 경우(예: 병원체나 기타 이물질 표면)에는 C3b가 FB 및 FD와 상호작용하여 C3 변환효소를 형성합니다. 이 효소는 더 많은 C3 분자를 C3a와 C3b로 분해하여 증폭 고리를 촉진하고, 완전한 보체 활성화를 가능케 하여 결국 병원체를 제거합니다.

간 기능 저하와 관련된 면역 문제는 크게 두 가지.

하나는 보체 단백질 합성이 줄어들면서 생기는 ‘보체 시스템 결핍’,
그리고 또 하나는 전반적인 면역 단백질 생산이 부족해져서 나타나는 ‘이차 면역결핍(Secondary Immunodeficiency)’ 상태.

이차 면역결핍은 간경화나 만성 질환 같은 후천적 요인에 의해 면역력이 떨어지는 걸 말하고,
보체 시스템 결핍은 그 중에서 보체 단백질의 부족으로 인해 세균이나 바이러스 방어 능력이 특히 약해지는 걸 의미.

결국 간 기능이 나빠지면 이 두 가지가 동시에 나타날 수 있고,
그로 인해 감염에 훨씬 취약해지는 상황

Immunologically Silent Phagocytosis of Apoptotic Cells

Between these two extremes (healthy cell and pathogen) remains the case of stressed and apoptotic host cells. The human body is composed to a myriad of different cells, forming a highly organized system. The proliferation, differentiation, activity, and also the death of cells in this system are tightly controlled. Programed cell death induces major cellular modifications. During a classical cell death, the cell surface undergoes many structural and molecular modification, leading to “eat-me” signals expression‎. Phagocytes recognize these signals and execute the degradation of apoptotic cell without mounting of an immunologic response. Among these modifications, a major one is the expression‎ of phosphatidylserine (PS) on the external side of the cell membrane, which is normally sequestered in the inner surface of the cell membrane (3). Also, the expression‎ level of some complement regulators (such as MCP) can be reduced. Clearance of apoptotic cells is critical for many physiological processes, including development, tissue remodeling, and maintenance of homeostasis.

The complement system plays a major role in the tolerogenic perception of apoptosis, which is in part mediated by opsonization with C1q and iC3b and subsequent clearance of dying cells (4, 5) (Figure 2B). C1q, which is the recognition molecule of the CP, is produced by macrophages and dendritic cells (DCs) and binds to a variety of ligands that can be expressed on the surface of apoptotic cells such as PS, double stranded DNA, GAPDH, or calreticulin (6–9). C1q has complex immune-modulatory effects and a failure of C1q to opsonize apoptotic cells results in defective phagocytosis by monocytes (10) and activation of the DCs (11). Consistently, a quantitative or functional deficiency in C1q may be related to improper apoptotic cell clearance and autoimmunity (12, 13). Similar functions are described for mannose binding lectin (MBL), one of the recognition molecules of the LP (14).

C1q coated apoptotic cells suppress macrophage inflammation through induction of interleukine 10 (IL-10), IL-27, IL-33, and IL-37, inhibit inflammasome activation and increase the expression‎ of negative regulators ASC2 and NLRP12 (15). It has recently been demonstrated that opsonization of apoptotic cells by C1q induced an increase of the expression‎ of PD-L1 and PD-L2 and a diminution of CD40 at the surface of macrophages (16). Similar effects are observed also on dendritic cells. Presentation of self-antigens by DC in the presence of C1q promotes the development of regulatory T cells (Treg) and the production of anti-inflammatory cytokines such as TGF-b, IL-10, PGE2, IL-37, and IL-27 and thus confers tolerance. In addition, opsonization of the apoptotic cells with C1q induced a high expression‎ of PD-L2 and less CD86 on dendritic cells surface after phagocytosis. This “polarization” by C1q-induced decrease of T helper 1 (Th1) and Th17 and proliferation. The non-maturation of the phagocytes, which is showed by the expression‎ of CD40 and CD86 on macrophages and dendritic cells, respectively, and by the secretion of anti-inflammatory cytokines, makes the phagocytosis immunologically silent (16). Therefore, C1q is of critical importance for the silent, non-immunogenic clearance of apoptotic cells (17) (Figure 2B).

The inactivated fragment of the central complement component C3–iC3b participates in the clearance of apoptotic cells via interaction with CR3 on monocytes, macrophages, DC, and microglial cells (18–20). iC3b opsonization and CR3-dependent phagocytosis is accompanied by a down-regulation of the pro-inflammatory mediator IL-12 and a lack of oxidative burst in macrophages (21, 22) or by a reduction in the expression‎ of costimulatory molecules and impaired maturation of DC (23, 24). This confers anti-inflammatory properties and supports tolerogenic apoptotic cell clearance.

사멸 세포의 면역학적 침묵성 식균작용

이 두 극단(건강한 세포와 병원체) 사이에는

스트레스를 받은 세포 및 아포토시스 호스트 세포의 사례가 존재합니다.

인체는 수많은 다양한 세포로 구성되어

고도로 조직화된 시스템을 형성합니다.

이 시스템 내 세포의 증식, 분화, 활동 및 사멸은 엄격히 조절됩니다.

프로그램된 세포 사멸은

주요 세포 변화를 유발합니다.

전형적인 세포 사멸 과정에서 세포 표면은

다수의 구조적·분자적 변화를 겪으며,

이는 “먹어라(eat-me)” 신호 발현으로 이어집니다.

식세포는

이러한 신호를 인식하여 면역 반응을 일으키지 않고

사멸 세포의 분해를 수행한다.

이러한 변화 중 주요한 것은

세포막 외부 면에 포스파티딜세린(PS)이 발현되는 것으로,

이는 일반적으로 세포막 내부 면에 격리되어 있다(3).

또한 일부 보체 조절 인자(예: MCP)의

발현 수준이 감소할 수 있다.

세포사멸 세포의 제거는

발생, 조직 재구성, 항상성 유지 등 많은 생리적 과정에 필수적이다.

보체 시스템은

C1q 및 iC3b에 의한 포식작용과 이후 사멸 세포의 제거를

부분적으로 매개하는 세포사멸의 내성 인식에 주요한 역할을 한다(4, 5)(그림 2B).

CP의 인식 분자인 C1q는

대식세포와 수지상 세포(DC)에 의해 생성되며,

세포막에 발현될 수 있는 다양한 리간드(예: 인지질(PS),

이중 가닥 DNA, GAPDH, 칼레티쿨린)에 결합한다(6–9).

C1q는 복잡한 면역 조절 효과를 가지며,

C1q가 세포사멸 세포를 포식작용할 수 없을 경우

단핵구의 식작용 결함(10) 및 DC 활성화(11)가 발생합니다.

일관되게, C1q의 양적 또는 기능적 결핍은

부적절한 세포사멸 세포 제거 및 자가면역과 관련될 수 있습니다(12, 13).

만노스 결합 렉틴(MBL) 역시

LP의 인식 분자 중 하나로 유사한 기능이 보고되었다(14).

C1q로 코팅된 사멸 세포는

인터루킨 10(IL-10), IL-27, IL-33, IL-37 유도를 통해 대식세포 염증을 억제하고,

인플라마좀 활성화를 억제하며,

음성 조절인자 ASC2 및 NLRP12 발현을 증가시킨다(15)

최근 연구에서

C1q에 의한 사멸 세포의 오포소니제이션이

대식세포 표면에서 PD-L1 및 PD-L2 발현 증가와

CD40 감소로 이어진다는 사실이 입증되었다(16).

유사한 효과는

수지상 세포에서도 관찰된다.

C1q 존재 하에서 DC에 의한 자가항원 제시가

조절 T 세포(Treg)의 발달과

TGF-β, IL-10, PGE2, IL-37, IL-27과 같은

항염증성 사이토카인의 생산을 촉진하여 내성을 부여한다.

또한, C1q에 의한 세포사멸 세포의 오포소니제이션은

식작용 후 수지상 세포 표면에서 PD-L2의 높은 발현과

CD86의 감소로 이어진다.

이러한 C1q에 의한 “분극화”는

T 헬퍼 1(Th1) 및 Th17의 감소와 증식을 유도한다.

대식세포와 수지상 세포에서

각각 CD40 및 CD86 발현과 항염증성 사이토카인 분비로 나타나는 식세포의 비성숙은

식작용을 면역학적으로 침묵 상태로 만듭니다(16).

따라서 C1q는

사멸 세포의 무반응성, 비면역원성 제거에 결정적으로 중요하다(17)(그림 2B).

보체 중심 구성 요소 C3의 비활성화 단편인 iC3b는

단핵구, 대식세포, DC, 미세아교세포의 CR3와의 상호작용을 통해 사

멸 세포 제거에 관여한다(18–20).

iC3b 오포소니제이션 및 CR3 의존적 식균작용은

대식세포에서 전염증성 매개체 IL-12의 발현 억제 및 산화적 폭발의 부재(21, 22)

또는 보조 자극 분자의 발현 감소 및 DC 성숙 장애(23, 24)를 동반한다.

이는 항염증 특성을 부여하고

내성 유도적 사멸 세포 제거를 지원한다.

Cell Homeostasis

In the native state, different cell types secrete complement components and generate C3a and C5a in their microenvironment, an important fact for their viability and function. Liszewski et al. demonstrated that C3 activation can occur continuously within human T cells, mediated by cathepsin L (CTSL) and in a C3 convertase-independent manner (25) (Figure 2C). In resting T cells, this C3a binds to intracellular C3aR, expressed in lysosomes, but not on the cell surface. Intracellular C3aR signaling sustains basal mTOR activation (25), required for homeostatic cell survival (26). Of note, C3a generated outside the cell cannot restore the mTOR signaling in cells with inhibited CTSL, suggesting the importance of intracellular generated C3a (25). Upon T cell receptor (TCR) activation, C3aR is expressed on the cell surface and contributes to the mounting of Th1 response in concert with CD46 signaling.

Of note, the phenomenon of intracellular C3 cleavage seems to be species specific, because it does not operate in mice. In mice, resting T cells synthesize complement components constitutively, complement activation occurs in their microenvironment, and the resultant C5a and C3a signaling, through the C5aR and C3aR, participates in cell viability by maintaining the level of phosphorylated AKT (PKB), a T cell activation intermediate that suppresses apoptosis (27). In the absence or after blockade of C5aR and C3aR, the expression‎ of MHC class II and costimulatory-molecules is decreased on dendritic cells (27, 28). The exact contribution to T cells survival of the intracellular and extracellular C3a generation and C3aR signaling is still not well defined. It is important to note that AKT (PKB) and mTOR belong to the same signaling cascade, which has anti-apoptotic, survival, and proliferation effects (29). The intracellular complement activation is not restricted to T cells (25), and may have an important role in the physiology of other human cell types.

세포 항상성

자연 상태에서 다양한 세포 유형은

보체 성분을 분비하여 미세환경 내에서 C3a와 C5a를 생성하며,

이는 세포 생존과 기능에 중요한 사실이다.

Liszewski 등은 카텝신 L(CTSL)에 의해 매개되고

C3 전환효소 독립적인 방식으로

인간 T 세포 내에서 C3 활성화가 지속적으로 발생할 수 있음을 입증하였다(25)(그림 2C).

휴지 상태의 T 세포에서 이 C3a는 세포 표면이 아닌 리소좀에 발현되는 세포 내 C3aR에 결합한다. 세포 내 C3aR 신호전달은 항상성 세포 생존에 필수적인 기초 mTOR 활성화를 유지한다(25)(26). 주목할 점은, 세포 외부에서 생성된 C3a는 CTSL이 억제된 세포에서 mTOR 신호전달을 회복시키지 못한다는 것으로, 이는 세포 내에서 생성된 C3a의 중요성을 시사한다(25) T 세포 수용체(TCR) 활성화 시, C3aR은 세포 표면에 발현되며 CD46 신호전달과 함께 Th1 반응의 증강에 기여한다.

특히, 세포 내 C3 분해 현상은 종 특이적인 것으로 보이며, 이는 생쥐에서는 작동하지 않기 때문이다. 마우스에서는 휴지 상태의 T 세포가 보체 성분을 지속적으로 합성하며, 보체 활성화는 미세환경에서 발생한다. 결과적으로 생성된 C5a와 C3a 신호는 C5aR 및 C3aR을 통해 세포 생존성에 관여하는데, 이는 세포 사멸을 억제하는 T 세포 활성화 중간체인 인산화 AKT(PKB) 수준을 유지함으로써 이루어진다(27). C5aR 및 C3aR이 결핍되거나 차단된 경우, 수지상 세포에서 MHC II급 및 공동자극 분자의 발현이 감소한다(27, 28). 세포 내외부 C3a 생성 및 C3aR 신호전달이 T 세포 생존에 정확히 어떻게 기여하는지는 아직 명확히 규명되지 않았다. AKT(PKB)와 mTOR가 동일한 신호 전달 경로에 속하며, 이는 항세포사멸, 생존 및 증식 효과를 가짐을 주목할 필요가 있다(29). 세포 내 보체 활성화는 T 세포에만 국한되지 않으며(25), 다른 인간 세포 유형의 생리학에서도 중요한 역할을 할 수 있다.

Complement as a First Line of Defense Against PathogensDirect Killing

Pathogens are attacked by all complement pathways, but the preval‎ence of one or another pathway depends on the exact membrane composition. C3b generated by the spontaneous activation of the AP tag all pathogens and, when no regulator is present, the cascade and the deposition of C3b are accelerated (Figure 3A). In addition, the pathogen-associated molecular patterns can be recognized by the recognition molecules of the CP and LP C1q and MBL or ficolins. C1q recognizes mostly charged patterns and can bind to more than 100 different target molecules (30), including pathogen-associated molecular patterns such as lipopolysaccharide (LPS) (31) or bacterial porins (32). MBL binds to a wide range of repeating sugar arrays normally presented by many microorganisms, including mannose structures on fungal and micrococcal surfaces, and N-acetylglucosamine residues in cell walls of bacteria, in order to initiate neutralization of these organisms (33). C1q may bind also on natural antibodies, which due to their polyreactivity can recognize the pathogens (34). Upon target recognition, C1q undergoes conformational change and activates the two serine proteases C1r and C1s, associated with it in the context of the C1 complex (35, 36). Despite the similarity between C1 and MBL/MASP complex architectures, the mechanism of activation of the CP and LP differ (37). In particular, the serine proteases of the LP, MASP-1, and 2, are associated with different MBL (or ficolin) molecules, thus requiring a juxtaposition to allow MASP-1 from one complex to activate MASP-2 from the adjacent complex (38, 39). However, MASP-2 alone provides about 10% to cleave its natural substrate C4 by auto-activation (40). Activated serine proteases of the CP and LP cleave C4 and C2 to allow formation of the CP C3 convertase C4b2a, which cleaves C3. If this convertase is not regulated, C3 deposition will be accelerated and the amplification loop will be turned on. Binding of an additional C3b molecule in the immediate proximity, or most probably on the C3 convertase itself, modifies the specificity of the enzyme (41). It then starts to cleave C5, thus turning on a C5 convertase of the classical (C4b2aC3b) or alternative (C3bBbC3b) pathway. Cleavage of C5 gives rise to a powerful anaphylatoxin C5a and to a C5b fragment, which initiates the terminal part of the cascade, common for all activation pathways.

병원체에 대한 첫 번째 방어선으로서의 보체직접 살상

병원체는

모든 보체 경로에 의해 공격받지만,

특정 경로의 우세성은 정확한 막 구성에 따라 달라집니다.

AP의 자발적 활성화로 생성된 C3b는

모든 병원체를 표지하며,

조절 인자가 존재하지 않을 경우

캐스케이드와 C3b 침착이 가속화됩니다(그림 3A).

또한 병원체 관련 분자 패턴(PAMPs)은

CP(보체 활성 경로) 및 LP(보체 억제 경로)의 인식 분자인 C1q, MBL(다중병독소)

또는 피콜린에 의해 인식될 수 있습니다.

C1q는 주로 전하를 띤 패턴을 인식하며,

지질다당류(LPS)(31)나 세균성 포린(32)과 같은 병원체 관련 분자 패턴을 포함하여

100개 이상의 다양한 표적 분자에 결합할 수 있습니다(30).

MBL은

곰팡이 및 미소구균 표면의 만노스 구조, 박테리아 세포벽의 N-아세틸글루코사민 잔기 등

다양한 미생물이 일반적으로 제시하는

반복 당 배열에 광범위하게 결합하여 이들 유기체의 중화를 시작합니다(33).

C1q는 또한 다중 반응성으로 인해

병원체를 인식할 수 있는 자연 항체에도 결합할 수 있습니다(34).

표적 인식 시 C1q는 구조적 변화를 겪으며 C1 복합체 내에서 연관된 두 가지 세린 프로테아제인 C1r과 C1s를 활성화합니다(35, 36). C1과 MBL/MASP 복합체의 구조적 유사성에도 불구하고, CP와 LP의 활성화 메커니즘은 다릅니다(37). 특히 LP의 세린 프로테아제인 MASP-1과 2는 서로 다른 MBL(또는 피콜린) 분자와 결합하므로, 한 복합체의 MASP-1이 인접 복합체의 MASP-2를 활성화하려면 인접 배열이 필요하다(38, 39). 그러나 MASP-2는 자가활성화로 자연 기질인 C4를 절단하는 능력이 약 10%에 불과하다 (40). 활성화된 CP 및 LP의 세린 프로테아제는 C4와 C2를 절단하여 CP C3 변환효소 C4b2a의 형성을 가능하게 하며, 이는 C3를 절단한다. 이 변환효소가 조절되지 않으면 C3 침착이 가속화되고 증폭 루프가 활성화된다. 인접한 위치, 또는 가장 가능성이 높은 C3 변환효소 자체에 추가적인 C3b 분자가 결합하면 효소의 특이성이 변합니다(41). 그러면 C5를 절단하기 시작하여, 고전적 경로(C4b2aC3b) 또는 대안적 경로(C3bBbC3b)의 C5 변환효소를 활성화시킵니다. C5의 절단은 강력한 아나필락토신 C5a와 C5b 단편을 생성하며, 이는 모든 활성화 경로에 공통적인 캐스케이드의 최종 단계를 시작합니다.

FIGURE 3

Figure 3. Complement in the defense against pathogens. (A) Complement-mediated bacterial killing. C3b is deposited on any pathogen surfaces due to the constant activity of the AP. Since most pathogens do not have complement regulatory molecules, C3b is not inactivated and interacts with FB and FD to form a C3 convertase C3bBb. This enzymatic complex cleaves more C3 molecules, resulting in pathogen opsonization with C3b. Further, the cascade proceeds to a C5 convertase and MAC formation, contributing to bacterial killing. (B) Complement receptors-mediated phagocytosis of C3b and iC3b-opsonized pathogens. Extracellular stimulatory signals, which are necessary for the CR3-mediated phagocytosis, include chemoattractants (not only chemokines but also bacterial formylpeptides and C5a for neutrophils), cytokines (e.g., TNF-α), and bacterial products (e.g., lipopolysaccharide). External stimuli activate the integrin CR3, (i.e., change to a conformation with high affinity for iC3b) by a Rap-1-mediated signaling. Stabilization of CR3 high-affinity conformation by its engagement with iC3b triggers a RhoA-mediated signaling, which drives the actin polymerization to engulf iC3b-coated target. Complex actin movements are then involved in the intracellular movement of the phagosome during its maturation to the phagolysosome.

그림 3. 병원체 방어에서의 보체.

(A) 보체 매개 세균 사멸. AP의 지속적인 활성으로 인해 C3b는 모든 병원체 표면에 침착됩니다. 대부분의 병원체는 보체 조절 분자를 보유하지 않으므로 C3b는 비활성화되지 않고 FB 및 FD와 상호작용하여 C3bBb C3 전환효소 복합체를 형성합니다. 이 효소 복합체는 더 많은 C3 분자를 절단하여 병원체의 C3b 오포소니제이션을 유발합니다. 또한, 이 연쇄 반응은 C5 변환효소와 MAC(마이크로카스텔) 형성을 거쳐 세균 사멸에 기여한다.

(B) 보체 수용체 매개 C3b 및 iC3b-오포니제이션된 병원체의 식균작용. CR3 매개 식균작용에 필요한 세포외 자극 신호에는 케모인자(케모카인뿐만 아니라 세균 포르밀펩타이드 및 호중구용 C5a), 사이토카인(예: TNF-α), 세균 생성물(예: 지질다당류)이 포함됩니다. 외부 자극은 Rap-1 매개 신호전달을 통해 인테그린 CR3를 활성화시킵니다(즉, iC3b에 대한 높은 친화력을 가진 구조로 변화). CR3의 높은 친화력 구조는 iC3b와의 결합을 통해 안정화되며, 이는 RhoA 매개 신호전달을 유발하여 액틴 중합을 촉진하여 iC3b로 코팅된 표적 물질을 포식하게 합니다. 복잡한 액틴 운동은 이후 식세포체가 식세포소체에서 식세포리소좀으로 성숙하는 동안 세포 내 이동에 관여한다.

Activation of the terminal complement pathway results in the formation of the membrane-attack complexes (MAC), which forms large, 10 nm wide, pores in the target membrane (42). In fact, most pathogens are able to repair MAC-induced lesions and are resistant to complement lysis by MAC, as Gram-positive bacteria (43). Nevertheless, some Gram-negative bacteria are relatively sensitive to complement killing, particularly the meningitis causing Neisseria species (44, 45). This is illustrated by the susceptibility of individuals, deficient in terminal complement components as well as in properdin, to recurrent meningitis. Gram-positive bacteria have a very thick cell wall, which MAC cannot penetrate, therefore being resistant to complement-mediated lysis. Metabolically active nucleated cells are also resistant to lysis by complement (46, 47). However, increase of Ca flux and signal transduction have been described as the result of the insertion of multiple MAC in the membrane, inducing either apoptosis and cell killing or leading to cell proliferation depending on the cell type (48, 49). The molecular mechanisms of complement activation on pathogens are reviewed in detail and illustrated in Merle et al. (1).

말단 보체 경로의 활성화는 표적막에 10nm 너비의 큰 구멍을 형성하는 막공격복합체(MAC)의 생성을 초래한다(42). 실제로 대부분의 병원체는 MAC에 의해 유발된 손상을 복구할 수 있으며, 그람 양성균(43)처럼 MAC에 의한 보체 용해에 저항성을 보인다. 그럼에도 일부 그람 음성균은 보체 살상 작용에 상대적으로 민감하며, 특히 수막염을 유발하는 Neisseria 속 균종이 그러하다(44, 45). 이는 말단 보체 성분 및 프로퍼딘 결핍 환자들이 재발성 수막염에 취약하다는 사실로 입증된다. 그람양성균은 매우 두꺼운 세포벽을 가지고 있어 MAC가 침투할 수 없으므로 보체 매개 용해에 저항성을 보인다. 대사적으로 활성인 핵을 가진 세포 또한 보체에 의한 용해에 저항성을 보인다(46, 47). 그러나 다중 MAC이 막에 삽입됨에 따라 Ca 유입 증가와 신호 전달이 관찰되며, 이는 세포 유형에 따라 세포 사멸 또는 증식으로 이어질 수 있다(48, 49). 병원체에 대한 보체 활성화의 분자적 기전은 Merle 등(1)에서 상세히 검토 및 설명되었다.

Opsonization and Phagocytosis

The main role of complement in pathogen elimination is indirect, namely, the deposition of complement fragments on the surface of pathogen targets, so-called opsonization that allows their recognition, ingestion, and destruction by phagocytic cells, neutrophils, monocytes, and macrophages (Figure 3B). Both IgG antibodies and C3 fragments are the classical opsonins. But complement opsonization, resulting from the direct activation of the AP on pathogens surface allows their elimination by phagocytes before the mounting of an adaptive immune response and the appearance of antibodies (Figure 3). Phagocytes express specific receptors for C3 fragments, described in “Complement system part I – molecular mechanisms of activation and regulation” (1).

CR1 is a complement component molecule (CCP) domain containing molecule, involved in the control of C3 convertases. It is present on erythrocytes, on phagocytes, and on kidney glomerular podocytes and binds C3b and C4b. CR1 on erythrocytes plays a major role in the clearance of soluble immune complexes, by transporting them to the liver and spleen, where they are cleared by macrophages. The binding of C3b-coated targets to phagocyte CR1 is not sufficient to trigger phagocytosis, but C3b–CR1 interaction enhances the FcγR-mediated phagocytosis of targets bearing both IgG and C3b. Moreover, immune mediators that activate phagocytes, such as fibronectin (50) or LPS (51), induce the phagocytosis of targets opsonized with C3b only. However, this is probably partially mediated by CR1 in that case, since elastase, a major protease released by activated phagocytes, is able both to degrade CR1 and to cleave C3b into iC3b, allowing then iC3b-coated targets to be recognized by the efficient phagocytic receptor CR3 (52).

CR3 and CR4 are specific receptors for iC3b, among C3 fragments, able to induce the phagocytosis of iC3b-coated targets (53, 54). CR3 and CR4 belong to the integrin family, involved in cell adhesion processes, due to their ability to interact, in particular, with intercellular molecule-1 (ICAM-1), present on many cells, including endothelial cells. Integrins are formed from two chains, alpha and beta bearing magnesium ions necessary for their function. CR3 (also called MAC-1, αMβ2 or CD11bCD18) and CR4 (p150,95, αxβ2 or CD11cCD18) form, with LFA-1 and αDβ2, the leukocyte-specific integrin subfamily sharing the β2 chain (CD18). The CR3 also bear a lectin site, different from the iC3b and ICAM-1 binding site, and able to recognize microorganism-derived sugar ligands. If both the lectin and the iC3b-binding sites of CR3 are engaged, the strength of the CR3-mediated phagocytic response is enhanced (55).

CR3 is present on monocytes and its expression‎ is up-regulated upon monocyte to macrophage differentiation. Resting neutrophils express low levels of CR3 on their surface but these levels increase dramatically following cell activation, due to the externalization of large intra-granular pools of receptors. CR4 is expressed poorly on neutrophils and monocytes, but its expression‎ increases upon monocyte differentiation to macrophage or to dendritic cells.

The cellular processes involved in the phagocytosis of IgG- or C3-opsonized targets are different. When phagocytosis is mediated primarily via CR3, the reaction is slow and pathogens gently sink into the phagocyte, by a process involving actin polymerization dependent on the small GTPase Rho (53). By contrast, the Fcγ receptors provide a very vigorous engulfment of IgG-coated pathogens, with membrane extensions driven by small GTPases Rac and Cdc42. However, the CR3-mediated phagocytic response to iC3b-coated targets is boosted by the participation of additional receptors such as toll-like receptors (TLRs) recognizing pathogen patterns.

Indeed, it is worth noting that CR3 and CR4 induce phagocytosis mainly in conjunction with stimuli, such as pro-inflammatory cytokines, which activate phagocytic cells (56). These stimuli induce an inside-out signaling, which switches integrins to an active conformation with a higher affinity for iC3b and ICAM-1 (53). This may represent a control mechanism to avoid unwanted responses to host cells passively coated with a few iC3b molecules resulting from the continuous low-grade activation of the AP.

Apart from CR3 and CR4, some resident macrophages such as liver Kupffer cells express CRIg, a receptor for iC3b belonging to the immunoglobulin family and able to mediate the phagocytosis of iC3b-coated pathogens (57).

The main consequence of phagocytosis is the elimination of pathogens. Internalized microorganisms are killed both by toxic reactive oxygen compounds, generated through a NADPH oxidase complex assembled at the phagosomal membrane, and by microbicidal components, such as lysozyme and proteases, present in phagocyte granules fused with the phagosome to form the phagolysosome. Finally, CR3-mediated phagocytosis results in the apoptosis of phagocytic cells, an important step of the resolution of infection and inflammation (58).

오포소니제이션과 식작용

보체는 병원체 제거에서 주로 간접적인 역할을 수행하는데,

이는 병원체 표적에 보체 단편을 침착시키는

이른바 오포소니제이션(opsonization)을 통해

식세포성 세포(호중구, 단핵구, 대식세포)가 이를 인식하고

포식하여 파괴할 수 있도록 하는 것이다(그림 3B).

IgG 항체와 C3 단편 모두

고전적 오포소닌이다.

그러나

병원체 표면에서 AP의 직접 활성화로 인한 보체 오포소니제이션은

적응 면역 반응이 시작되고

항체가 생성되기 전에 식세포에 의한 병원체 제거를 가능하게 한다(그림 3).

식세포는 “보체 시스템 파트 I – 활성화 및 조절의 분자적 메커니즘” (1).

CR1은 보체 구성 분자(CCP) 도메인을 포함하는 분자로, C3 전환효소 조절에 관여한다. 적혈구, 식세포, 신장 사구체 포도세포에 존재하며 C3b 및 C4b와 결합한다. 적혈구의 CR1은 용해성 면역 복합체를 간과 비장으로 운반하여 대식세포에 의해 제거되도록 함으로써 이들의 제거에 주요 역할을 한다. C3b로 코팅된 표적과 식세포의 CR1 결합만으로는 식작용을 유발하기에 충분하지 않으나, C3b-CR1 상호작용은 IgG와 C3b를 모두 지닌 표적의 FcγR 매개 식작용을 증강시킵니다. 또한, 섬유연결단백질(fibronectin)(50)이나 리포폴리사카라이드(LPS)(51)와 같은 식세포를 활성화하는 면역 매개체는 C3b로만 오포소화된 표적의 식세포작용을 유도한다. 그러나 이 경우에도 부분적으로 CR1에 의해 매개될 가능성이 있다. 활성화된 식세포가 분비하는 주요 프로테아제인 엘라스타제는 CR1을 분해할 뿐만 아니라 C3b를 iC3b로 절단할 수 있으며, 이로 인해 iC3b로 코팅된 표적 세포가 효율적인 식세포 수용체인 CR3(52)에 의해 인식될 수 있게 된다.

CR3와 CR4는 C3 단편 중 iC3b에 특이적인 수용체로, iC3b로 코팅된 표적의 식세포작용을 유도할 수 있다(53, 54). CR3와 CR4는 특히 내피세포를 포함한 많은 세포에 존재하는 세포간 분자-1(ICAM-1)과 상호작용할 수 있는 능력으로 인해 세포 접착 과정에 관여하는 인테그린 계열에 속한다. 인테그린은 기능에 필수적인 마그네슘 이온을 보유한 알파(α) 및 베타(β) 두 사슬로 구성됩니다. CR3(MAC-1, αMβ2 또는 CD11bCD18로도 불림)와 CR4(p150,95, αxβ2 또는 CD11cCD18)는 LFA-1 및 αDβ2와 함께 β2 사슬을 공유하는 백혈구 특이적 인테그린 아과를 형성합니다 (CD18). CR3는 또한 iC3b 및 ICAM-1 결합 부위와 다른 렉틴 부위를 지니며, 미생물 유래 당 리간드를 인식할 수 있다. CR3의 렉틴 부위와 iC3b 결합 부위가 모두 활성화되면 CR3 매개 식균 반응의 강도가 증강된다(55).

CR3는 단핵구에서 발견되며, 단핵구가 대식세포로 분화할 때 발현이 증가한다. 휴지 상태의 호중구는 표면에 낮은 수준의 CR3를 발현하지만, 세포 활성화 후 세포 내 과립 내 대량의 수용체가 외부로 노출되면서 발현 수준이 급격히 증가한다. CR4는 호중구와 단핵구에서 발현이 미미하지만, 단핵구가 대식세포나 수지상 세포로 분화할 때 발현이 증가한다.

IgG 또는 C3에 의해 오포니화된 표적의 식작용에 관여하는 세포 과정은 서로 다릅니다. 식작용이 주로 CR3를 통해 매개될 경우, 반응은 느리게 진행되며 병원체는 소형 GTPase Rho에 의존하는 액틴 중합 과정을 통해 식세포 내로 서서히 침투합니다(53). 반면, Fcγ 수용체는 소형 GTPase인 Rac 및 Cdc42에 의해 구동되는 막 확장을 통해 IgG로 코팅된 병원체를 매우 활발하게 포식합니다. 그러나 iC3b로 코팅된 표적에 대한 CR3 매개 식균 반응은 병원체 패턴을 인식하는 톨 유사 수용체(TLRs)와 같은 추가 수용체의 참여로 증폭됩니다.

실제로 주목할 점은 CR3 및 CR4가 주로 식세포 활성화를 유도하는 프로염증성 사이토카인 같은 자극과 연동하여 식작용을 유발한다는 것이다(56). 이러한 자극은 내부에서 외부로의 신호전달을 유도하여 인테그린을 iC3b 및 ICAM-1에 대한 친화력이 높은 활성 구조로 전환시킨다(53). 이는 항원인식경로(AP)의 지속적인 저등급 활성화로 인해 소량의 iC3b 분자로 수동적으로 코팅된 숙주 세포에 대한 원치 않는 반응을 피하기 위한 조절 메커니즘을 나타낼 수 있습니다.

CR3 및 CR4 외에도 간 쿠프퍼 세포와 같은 일부 상주 대식세포는 면역글로불린 계열에 속하는 iC3b 수용체인 CRIg를 발현하며, 이는 iC3b로 코팅된 병원체의 식작용을 매개할 수 있습니다(57).

식작용의 주요 결과는 병원체의 제거이다. 내화된 미생물은 식포체 막에 조립된 NADPH 산화효소 복합체를 통해 생성된 독성 활성산소 화합물과, 식포체와 융합하여 식포리소좀을 형성하는 식세포 과립 내에 존재하는 리소자임 및 프로테아제 같은 살균성 성분에 의해 사멸된다. 결국 CR3 매개 식균작용은 식균세포의 세포사멸(아포토시스)로 이어지며, 이는 감염과 염증의 해결 과정에서 중요한 단계이다(58).

Complement in InflammationAnaphylatoxins and Their Receptors

Complement anaphylatoxins C3a and C5a play a critical role in the modulation of immune system activity by complement. C3a and C5a are the small fragments released after cleavage of C3 and C5 by the C3 and C5 convertases of the classical and APs. They contribute to the inflammation and activate immune cells and non-myeloid cells, which express G-protein coupled anaphylatoxin receptors C3aR and C5aR (59, 60) (Figure 4). Anaphylatoxins stimulate inflammation by inducing an oxidative burst in macrophages (61), eosinophils (62), and neutrophils (63). Moreover, C3a and C5a induce histamine production by basophils (64) and mast cells (65), resulting in vasodilatation. Even if pro-inflammatory effects of C3a are not in question, studies highlight the anti-inflammatory role of C3a in different contexts (66). Neutrophil migration and degranulation are prevented by the presence of C3a, whether others granulocytes are activated by this anaphylatoxin (63, 67, 68). Thus, this suggests an anti-inflammatory role in acute phase of inflammation, and in cases of ischemia–reperfusion injury and in sepsis mouse models (69, 70).

염증에서의 보체아나필락토신과 그 수용체

보체 아나필락토신 C3a와 C5a는

보체를 통한 면역 체계 활동 조절에 중요한 역할을 합니다.

C3a와 C5a는

고전적 경로(classical pathway)와 대안 경로(AP)의 C3 및 C5 전환효소에 의해

C3와 C5가 분해된 후 방출되는 작은 단편입니다.

이들은 염증에 기여하며,

G-단백질 결합 아나필락토신 수용체 C3aR 및 C5aR을 발현하는 면역 세포와

비골수성 세포를 활성화합니다(59, 60)(그림 4).

아나필락토신은

대식세포(61), 호산구(62), 호중구(63)에서

산화적 폭발을 유도하여 염증을 자극합니다.

또한 C3a와 C5a는

호염기구(64)와 비만세포(65)에서 히스타민 생성을 유도하여

혈관확장을 초래합니다.

C3a의 친염증 효과는 의문의 여지가 없지만,

여러 연구에서 C3a의 항염증 역할이 다양한 맥락에서 강조되고 있습니다(66).

다른 과립구가 이 아나필라톡신에 의해 활성화되더라도(63, 67, 68),

C3a의 존재는 호중구의 이동과 탈과립을 방지한다.

따라서

이는 염증의 급성기, 허혈-재관류 손상 및 패혈증 마우스 모델에서 항염증 역할을 시사한다(69, 70).

FIGURE 4

Figure 4. Role of anaphylatoxins C3a and C5a.

Anaphylatoxins C3a and C5a participate in inflammation by interacting and activating immune cells via C3aR and C5aR, respectively. C3a is implicated in the adaptive immunity by inducing monoclonal response from B cells and up-regulation of pro- inflammatory cytokines. Moreover, C3a facilitates the contraction phase of T cells by increasing IL-10 synthesis. C5a is implicated in Th1 expansion to improve adaptive immunity response, and allows C5aR internalization in presence of C5L2 to induce ERK signalization and pro-inflammatory effect of macrophages. Both are chemoattractant molecule, and allow mast cells migration for C3a, basophils, macrophages, neutrophils, and lymphocytes recruitment for C5a at the inflammatory site. Nevertheless, C3a has an anti-inflammatory effect on neutrophils by inhibiting their degranulation and recruitment.

그림 4. 아나필락토신 C3a 및 C5a의 역할.

아나필락토신 C3a와 C5a는 각각 C3aR 및 C5aR을 통해 면역 세포와 상호작용하고 활성화함으로써 염증에 관여합니다. C3a는 B 세포의 단클론 항체 반응 유도 및 전염증성 사이토카인 발현 증가를 통해 적응 면역에 관여한다. 또한 C3a는 IL-10 합성 증가를 통해 T 세포의 수축 단계를 촉진한다. C5a는 적응 면역 반응 개선을 위한 Th1 세포 증식에 관여하며, C5L2 존재 시 C5aR 내재화를 허용하여 대식세포의 ERK 신호전달 및 전염증 효과를 유도한다. 둘 다 화학유인 분자로, C3a는 비만세포 이동을, C5a는 염증 부위로의 호염기구, 대식세포, 호중구 및 림프구 모집을 가능하게 합니다. 그러나 C3a는 호중구의 탈과립 및 모집을 억제함으로써 항염증 효과를 나타냅니다.

The activation product of C4, C4a, seems also to have a functional activity on macrophages and monocytes (71, 72). Nevertheless, no C4a receptor has been reported, making it difficult to ascertain the physiological role of C4a (73). More studies are needed to understand whether C4a is an anapylatoxin and what is its mode of action.

In plasma, C3a and C5a are quickly converted by carboxypeptidase N and carboxypeptidase B into C3a-desArg and C5a-desArg, by cleavage of the C-terminal arginine (74–76). Recent study determined a central role of C3a in carboxypeptidase B2 (CBP2) negative mice, which are unable to convert C3a and C5a to C3a-desArg and C5a desArg (77). Using a treatment with blocking antibody against C3aR or C5aR, mice with only a functional C3a/C3aR axis present better survival after sepsis induction, whereas mice with only a functional C5a/C5aR axis present a less survival compare to wild-type mice. These data demonstrate two opposite effects between C3a and C5a, highlighting the complex role of C3a depending on the context. Another particularity of C3a and C5a is that C3a-desArg loses its ability to bind to C3aR and C5a-desArg has 90% weaker pro-inflammatory activity compared to C5a, as shown in human astrocyte model (78). By contrast, murine C5a-desArg is as potent as murine C5a upon binding to C5aR on murine cells (79). These inter-species differences have to be taken into account when in vivo experiments are analyzed.

Human C3a specifically binds its receptor C3aR (80), whereas C3a-desArg and C5a cannot bind to this receptor (81). C3aR belongs to the G-protein coupled receptor (GPCR) family with seven transmembrane domains. C3a binding leads to transduction of intracellular signals via heterotrimeric G-proteins and phosphorylation of PI3K, Akt, and mitogen-activated protein kinase (MAPK), leading to chemokine synthesis in human (82). Moreover, in human mast cells, C3a plays a role of chemoattractant molecule and can play an important role in hypersensitivity and inflammatory process (83). In case of chronic inflammation, C3a has pro-inflammatory activity and contributes to disease progression (60). In human monocytes and monocyte-derived macrophages, C3aR and TLR-4 costimulation induce the production of pro-inflammatory mediators, such as IL-1β, tumor necrosis factor alpha (TNF-α), IL-6, and PGE2 (84, 85). Contrary to these pro-inflammatory functions, in acute inflammation conditions C3a prevents mobilization and degranulation of neutrophils (66, 68). The difference in the response of inflamed tissues to C3a, between the acute and chronic phases of inflammation, may well be due to the differing cell types involved (e.g., neutrophils versus monocyte/macrophages) (66).

C3a modulates also the responses of the cells of the adaptive immunity. Human C3a has been described to regulate B cell function by suppressing the polyclonal immune response, IL-6 and TNFα release, in a dose-dependent manner (86). Mice C3aR signaling on DCs is important for the generation of Th1 cells (28, 87). A lack of C3aR activation on DC induces a Th2 polarization and favors the emergence of Treg. C3aR is also expressed on adaptive immune cells, such as T lymphocytes. Indeed, the importance of C3aR and C5aR expression‎ for Th1 induction has been demonstrated in mice (27, 88, 89). Moreover, C3 deficiency induced a decreased expression‎, on T cells, of the α and β chains of the IL2 receptor. This may explain the aberrant Th1 response observed in patients with C3 deficiency. C3a also participates in the contraction phase of Th1 by regulating IL-10 expression‎ (88).

C3aR is expressed not only by the immune cells but also by endothelial and epithelial cells. Stimulation of C3aR on endothelial cells induces a rapid mobilization of intracellular granules, Weibel–Palade bodies, containing von Willebrand factor and P-selectin. Hence, the cell acquire a pro-inflammatory and pro-thrombotic phenotype, since P-selectin helps the recruitment of leukocytes via binding to PSGL-1 (90) and von Willebrand factor mediates platelet adhesion (91). Moreover, human and mouse P-selectin binds to C3b on cell surfaces and serves as a platform for the formation of C3 convertases and the activation of the AP (92, 93). C3a activation of endothelial cells thus forms an amplification loop of complement activation, implicated in microvascular thrombosis, including in a mouse model of Shiga-toxin (Stx2)/LPS induced hemolytic uremic syndrome (HUS) (93).

Human and mouse C5a bind to C5aR, which also belongs also to the GPCR family (94). C5aR stimulation induces downstream effect such as activation of PI3K-γ (95, 96), phospholipase Cβ2 (97), phospholipase D (98), and Raf-1/B-Raf-mediated activation of MEK-1 (99). C5a is known to be a powerful chemoattractant molecule and plays a critical role in the inflammatory response by recruiting immune cells such as macrophages (100), neutrophils (101), basophils (102), and myeloid-derived suppressor cells (MDSCs) (103). Human C5a also recruits adaptive immune cells, such as T cells, which express constitutively C5aR on their surface (104). Human B cells express C5aR but respond to C5a only in case of activation (105). In a CD55−/− mouse model, it has been demonstrated that C5a production by APC is essential for differentiation of T cell in Th1 effector cells (106). Indeed, addition of C5a on CD80−/−, CD86−/−, and CD40−/− APC restored T cell activation, providing a link between GPCR, costimulation signals via CD28 and T cell survival (27). The axis C5a/C5aR appears to have a crucial role in sepsis, based on the observation that the inhibition of C5a/C5aR interaction decreased the mortality in a rat model (107). Another function of C5a is to induce vascular endothelial growth factor (VEGF) expression‎ and to promote angiogenesis in a human retinal model (108). In a model of enteric infection, C5a is generated thanks to the stabilization of the AP C3 convertase by properdin and leads to IL-6 release from colonic epithelial cells (109). Then, IL-6 regulates inflammation induced by bacteria. In properdin deficient mice, the C5a-dependent IL-6 production is impaired, aggravating the infection. This provides evidences of the implication of C5a in the defense against bacteria-triggered epithelial injury.

C3a, C5a, and C5a desArg are also able to bind C5L2. In human, C3a-desArg is able to bind C5L2 and regulates triglyceride synthesis rate (110). C5a has a lower affinity for C5L2, as compared to C5a desArg in human basophil cell lineage (111). As C5a- and C3a-receptors, C5L2 is composed by seven transmembrane domains but it is not coupled with G protein (112). Previous work on human neutrophil determined a role of C5L2 as a negative regulator of anaphylatoxin receptor activity after activation and interaction with β-arrestin, this was confirmed in mouse model (113, 114). However, its role remains unclear. C5L2 has been described as an anti-inflammatory receptor, because C5L2−/− mice have increased production of pro-inflammatory cytokines IL-6 and TNF-α (115). Nevertheless, deficiency of C5L2 on macrophages, neutrophils, and fibroblasts decreased their proinflammatory capacity in vitro. C5L2 is also essential for the C5a-mediated cell infiltration in in vivo, in a mouse model, suggesting a role of positive modulator of C5a-induced responses (67).

C5L2 expression‎ in human atherosclerosis lesions is correlated with an increase of IL-1β and TNF-α release, supporting the pro-inflammatory effect of C5L2 (116). It has recently been reported that human C5L2 and C5aR are able to form a heterodimer (117). This complex induces internalization of C5aR upon C5a binding and promotes ERK and MEK signaling in a mouse model of acute experimental colitis (118). This internalization of GPCR has already been demonstrated in in vitro assays as essential for the induction of the late stage of ERK signaling (119, 120).

C4의 활성화 생성물인 C4a 역시 대식세포와 단핵구에서 기능적 활성을 가지는 것으로 보인다(71, 72). 그러나 C4a 수용체는 보고된 바 없어 C4a의 생리적 역할을 규명하기 어렵다(73). C4a가 아나필락토신인지 여부와 그 작용 기전을 이해하기 위해서는 추가 연구가 필요하다.

혈장 내 C3a와 C5a는 카르복시펩티다제 N 및 카르복시펩티다제 B에 의해 C말단 아르기닌 절단을 통해 신속히 C3a-desArg 및 C5a-desArg로 전환된다(74–76). 최근 연구에서 C3a 및 C5a를 C3a-desArg 및 C5a-desArg로 전환할 수 없는 카복시펩티다제 B2(CBP2) 음성 마우스에서 C3a의 중심적 역할을 확인하였다(77). . C3aR 또는 C5aR에 대한 차단 항체 치료를 사용했을 때, 기능적인 C3a/C3aR 축만 존재하는 생쥐는 패혈증 유도 후 생존율이 더 높았으나, 기능적인 C5a/C5aR 축만 존재하는 생쥐는 야생형 생쥐에 비해 생존율이 낮았다. 이러한 데이터는 C3a와 C5a 사이의 상반된 효과를 보여주며, 상황에 따라 달라지는 C3a의 복잡한 역할을 강조한다. C3a와 C5a의 또 다른 특징은 C3a-desArg가 C3aR에 결합하는 능력을 상실하고, C5a-desArg는 인간 성상세포 모델에서 C5a에 비해 90% 약한 전염증 활성을 보인다는 점이다(78). 반면, 생쥐 C5a-desArg는 생쥐 세포의 C5aR에 결합할 때 생쥐 C5a와 동일한 효능을 나타낸다(79). 이러한 종간 차이는 생체 내 실험을 분석할 때 반드시 고려해야 한다.

인간 C3a는 특이적으로 그 수용체인 C3aR에 결합하지만(80), C3a-desArg와 C5a는 이 수용체에 결합할 수 없습니다(81). C3aR은 7개의 막횡단 도메인을 가진 G단백질 결합 수용체(GPCR) 계열에 속합니다. C3a 결합은 이종 삼량체 G단백질을 통한 세포 내 신호 전달과 PI3K, Akt 및 미토겐 활성화 단백질 키나제(MAPK)의 인산화를 유도하여 인간에서 케모카인 합성을 촉진한다(82). 또한 인간 비만세포에서 C3a는 화학유인물질 분자의 역할을 하며 과민반응 및 염증 과정에 중요한 역할을 할 수 있다(83). 만성 염증의 경우 C3a는 염증 촉진 활성을 가지며 질병 진행에 기여한다(60). 인간 단핵구 및 단핵구 유래 대식세포에서 C3aR과 TLR-4의 공동자극은 IL-1β, 종양괴사인자 알파(TNF-α), IL-6, PGE2 등의 프로염증성 매개체 생성을 유도한다(84, 85). 이러한 프로염증성 기능과 대조적으로, 급성 염증 상태에서는 C3a가 호중구의 동원 및 탈과립을 억제한다(66, 68). 염증 조직의 C3a에 대한 반응 차이는 염증의 급성기와 만성기 간에 관여하는 세포 유형(예: 호중구 대 단핵구/대식세포)의 차이에 기인할 수 있다(66).

C3a는 또한 적응 면역 세포의 반응을 조절한다. 인간 C3a는 용량 의존적 방식으로 다클론성 면역 반응, IL-6 및 TNFα 방출을 억제함으로써 B 세포 기능을 조절하는 것으로 알려져 있다(86). DC 상의 마우스 C3aR 신호전달은 Th1 세포 생성에 중요하다(28, 87). DC에서 C3aR 활성화 결핍은 Th2 편향을 유도하고 Treg 출현을 촉진한다. C3aR은 T 림프구와 같은 적응 면역 세포에도 발현됩니다. 실제로 C3aR 및 C5aR 발현이 Th1 유도에서 중요하다는 점이 생쥐에서 입증되었습니다(27, 88, 89). 또한 C3 결핍은 T 세포에서 IL2 수용체의 α 및 β 사슬 발현 감소를 유발했습니다. 이는 C3 결핍 환자에서 관찰되는 비정상적인 Th1 반응을 설명할 수 있습니다. C3a는 또한 IL-10 발현을 조절함으로써 Th1의 수축 단계에 관여합니다(88).

C3aR은 면역 세포뿐만 아니라 내피 세포 및 상피 세포에서도 발현됩니다. 내피 세포의 C3aR 자극은 폰 빌레브란트 인자와 P-셀렉틴을 포함하는 세포 내 과립인 바이벨-팔라데 소체의 신속한 동원을 유도합니다. 따라서 세포는 염증 촉진 및 혈전 촉진 형질을 획득하게 되는데, 이는 P-셀렉틴이 PSGL-1 결합을 통해 백혈구 모집을 돕고(90), 폰 빌레브란트 인자가 혈소판 접착을 매개하기 때문이다(91). 또한 인간 및 마우스 P-셀렉틴은 세포 표면의 C3b에 결합하여 C3 변환효소 형성과 AP 활성화의 플랫폼 역할을 한다 (92, 93). 따라서 내피세포의 C3a 활성화는 보체 활성화의 증폭 고리를 형성하며, 이는 시가 독소(Stx2)/LPS 유발 용혈성 요독 증후군(HUS) 마우스 모델을 포함한 미세혈관 혈전증과 관련이 있습니다(93).

인간과 쥐의 C5a는 GPCR 계열에 속하는 C5aR에 결합한다(94). C5aR 자극은 PI3K-γ(95, 96), 포스포리파아제 Cβ2(97), 포스포리파아제 D(98)의 활성화 및 Raf-1/B-Raf 매개 MEK-1 활성화(99)와 같은 하류 효과를 유도한다. C5a는 강력한 화학유인 분자로 알려져 있으며, 대식세포(100), 호중구(101), 호염기구(102), 골수유래억제세포(MDSCs)(103)와 같은 면역 세포를 모집함으로써 염증 반응에서 중요한 역할을 합니다. . 인간 C5a는 또한 표면에 C5aR을 지속적으로 발현하는 T 세포와 같은 적응 면역 세포를 모집합니다(104). 인간 B 세포는 C5aR을 발현하지만 활성화된 경우에만 C5a에 반응합니다(105). CD55−/− 마우스 모델에서, 항원제시세포(APC)에 의한 C5a 생산이 Th1 효과기 세포로의 T 세포 분화에 필수적임이 입증되었다(106). 실제로, CD80−/−, CD86−/− 및 CD40−/− APC에 C5a를 추가하면 T 세포 활성화가 회복되어, GPCR, CD28을 통한 공동자극 신호 및 T 세포 생존 사이의 연관성을 제공하였다 (27). C5a/C5aR 축은 쥐 모델에서 C5a/C5aR 상호작용 억제가 사망률을 감소시킨다는 관찰에 근거하여 패혈증에서 중요한 역할을 하는 것으로 보인다(107). C5a의 또 다른 기능은 인간 망막 모델에서 혈관 내피 성장 인자(VEGF) 발현을 유도하고 혈관 신생을 촉진하는 것이다(108). 장 감염 모델에서 C5a는 프로퍼딘에 의한 AP C3 변환효소 안정화를 통해 생성되며, 이로 인해 대장 상피세포에서 IL-6가 방출된다(109). 이후 IL-6은 세균에 의해 유발된 염증을 조절한다. 프로퍼딘 결핍 마우스에서는 C5a 의존적 IL-6 생산이 저해되어 감염이 악화된다. 이는 C5a가 세균에 의해 유발된 상피 손상 방어에 관여한다는 증거를 제공한다.

C3a, C5a 및 C5a desArg 또한 C5L2에 결합할 수 있다. 인간에서 C3a-desArg는 C5L2에 결합하여 트리글리세라이드 합성 속도를 조절한다(110). 인간 호염기구 세포 계통에서 C5a는 C5a desArg에 비해 C5L2에 대한 친화도가 낮다(111). C5a 및 C3a 수용체와 마찬가지로 C5L2는 7개의 막횡단 도메인으로 구성되지만 G 단백질과 결합하지 않습니다(112). 인간 호중구를 대상으로 한 이전 연구에서 C5L2는 활성화 후 β-아레스틴과의 상호작용을 통해 아나필락토신 수용체 활성의 음성 조절자로서의 역할을 확인했으며, 이는 마우스 모델에서도 입증되었습니다(113, 114). 그러나 그 역할은 여전히 불분명하다. C5L2는 항염증성 수용체로 기술되어 왔는데, C5L2−/− 마우스에서 염증성 사이토카인 IL-6 및 TNF-α의 생산이 증가했기 때문이다(115). 그럼에도 불구하고 대식세포, 호중구, 섬유아세포에서 C5L2 결핍은 시험관 내(in vitro)에서 이들 세포의 염증 유발 능력을 감소시켰다. C5L2는 생쥐 모델에서 생체 내(in vivo) C5a 매개 세포 침윤에도 필수적이어서 C5a 유도 반응의 양성 조절자 역할을 시사한다(67).

인간 동맥경화 병변에서의 C5L2 발현은 IL-1β 및 TNF-α 방출 증가와 상관관계를 보이며, 이는 C5L2의 염증 촉진 효과를 뒷받침한다(116). 최근 보고에 따르면 인간 C5L2와 C5aR은 이종 이합체를 형성할 수 있다 (117). 이 복합체는 C5a 결합 시 C5aR의 내부화를 유도하며, 급성 실험적 대장염 마우스 모델에서 ERK 및 MEK 신호전달을 촉진한다(118). 이러한 GPCR의 내부화는 이미 in vitro 실험에서 ERK 신호전달 후기 단계 유도에 필수적임이 입증된 바 있다(119, 120).

Crosstalk between C3aR and C5aR Signaling Pathways with Toll-Like Receptor Signaling

C3a and C5a are able to induce potent inflammatory pathways via their receptors C3aR and C5aR. The implication of intermediates such as NF-kB, MAPK, and c-Jun N-terminal kinase (JNK) in their transduction pathways suggests a potential crosstalk with other pathways, such as those of TLRs. Indeed, complement is involved in TLR-induced inflammation (121) (Figure 5). Co-activation of MyD88-dependent TLRs (TLR-2, TLR-4, and TLR-9) and complement in CD55−/− knockout mice increased plasma inflammatory cytokines such as IL-6, TNF-α, and IL-1beta. Moreover, complement activation by the fluid phase cobra venom factor (CVF) synergizes with LPS to cause a dramatic increase of IL-6 production. These results suggest a strong interaction between TLRs and complement signaling in vivo to promote inflammation and modulate adaptive immunity (121). Complement may interact with TLR signaling by C3aR and C5aR, because of the involvement of MAPK, extracellular signal-regulated kinase (ERK1/2), and the JNK, but not p38 MAPK (121). TLR2 also crosstalks with CR3, since TLR2 can transactivate CR3 via PI3K by an inside-out signal (122). In turn, CR3 can regulate TLR2 signalization by recruiting TIRAP and facilitating the recruitment of MyD88 signaling adaptor to initiate TLR signaling (123). Several studies have shown a crosstalk between complement and TLR-4. It is known that TLR-4 activation by LPS can induce C5aR up-regulation on hepatocytes mediated by IL-6 (124). Another, immune-modulatory function of C5a is to reduce the production of IL-12 family cytokines by mouse inflammatory macrophages stimulated by TLR-4 ligands (125). In turn, this resulted in regulation of Th1 cells polarization and a limitation of their expansion. A synergy between C5a and TLR ligands on mouse DC stimulation was found upon stimulation of these cells with a fusion protein composed of C5a and an endogenous ligand for TLR-4 (extra domain A) and an antigen (126). This induced strong antigen-specific T cell responses in vivo, without production of immunosuppressive molecules. In humans, the C5a-mediated immature DC stimulation appears more complex. C5a increases the cytokines production in immature DCs, but upon TLR-4 stimulation, C5a inhibits the production of IL-12, IL-23, and TNFα, thus having an anti-inflammatory role (127). These results emphasize that the effects of anaphylatoxins on immune response depend on the crosstalk not only with TLRs but also with other receptors.

C3aR 및 C5aR 신호 전달 경로와 Toll-like 수용체 신호 전달 간의 교차 통신

C3a와 C5a는 각각의 수용체인 C3aR 및 C5aR을 통해 강력한 염증 경로를 유도할 수 있습니다. 이들의 신호전달 경로에서 NF-kB, MAPK, c-Jun N-말단 키나제(JNK)와 같은 중간체들의 관여는 TLR과 같은 다른 경로와의 잠재적 교차작용을 시사한다. 실제로 보체는 TLR에 의해 유발된 염증에 관여한다(121)(그림 5). MyD88 의존성 TLR(TLR-2, TLR-4, TLR-9)과 보체의 공동 활성화는 CD55−/− 노크아웃 마우스에서 IL-6, TNF-α, IL-1β와 같은 혈장 염증성 사이토카인을 증가시켰다. 또한 액상 코브라 독소 인자(CVF)에 의한 보체 활성화는 LPS와 시너지 효과를 발휘하여 IL-6 생산을 극적으로 증가시킨다. 이러한 결과는 생체 내에서 TLR과 보체 신호전달 간 강력한 상호작용이 염증을 촉진하고 적응면역을 조절함을 시사한다(121). 보체는 C3aR 및 C5aR을 통해 TLR 신호전달과 상호작용할 수 있는데, 이는 MAPK, 세포외 신호 조절 키나아제(ERK1/2), JNK의 관여 때문이며 p38 MAPK는 관여하지 않기 때문이다 (121). TLR2는 또한 CR3와 교차작용하는데, 이는 TLR2가 내부-외부 신호(inside-out signal)를 통해 PI3K를 경유하여 CR3를 상호활성화할 수 있기 때문이다(122). 반대로 CR3는 TIRAP을 모집하고 MyD88 신호 전달 어댑터의 모집을 촉진하여 TLR 신호 전달을 개시함으로써 TLR2 신호 전달을 조절할 수 있다(123). 여러 연구에서 보체와 TLR-4 간의 교차작용이 확인되었다. LPS에 의한 TLR-4 활성화가 IL-6 매개로 간세포에서 C5aR 발현을 증가시킬 수 있다는 것이 알려져 있다(124). C5a의 또 다른 면역조절 기능은 TLR-4 리간드에 의해 자극된 마우스 염증성 대식세포에서 IL-12 계열 사이토카인 생산을 감소시키는 것이다(125). 이는 결과적으로 Th1 세포 분화 조절과 그 증식 제한으로 이어졌다. C5a와 TLR 리간드 간의 시너지 효과는 C5a와 TLR-4 내인성 리간드(엑스트라 도메인 A) 및 항원(126)으로 구성된 융합 단백질로 마우스 DC를 자극했을 때 관찰되었다. 이는 면역억제 분자 생산 없이 생체 내에서 강력한 항원 특이적 T 세포 반응을 유도했다. 인간에서는 C5a 매개 미성숙 DC 자극이 더 복잡하게 나타난다. C5a는 미성숙 DC에서 사이토카인 생산을 증가시키지만, TLR-4 자극 시 C5a는 IL-12, IL-23 및 TNFα 생산을 억제하여 항염증 역할을 한다 (127). 이러한 결과는 아나필라톡신이 면역 반응에 미치는 영향이 TLR뿐만 아니라 다른 수용체와의 교신(crosstalk)에 의존함을 강조한다.

FIGURE 5

Figure 5. Crosstalk between complement and TLR pathways. C5a/C5aR signaling pathway can cooperate with TLR-4 activation by LPS on macrophages. Intermediate signaling pathways JNK and MAPK are activated and thus lead to pro-inflammatory effect by TNF-α, IL6, and IL1-β synthesis. On dendritic cells (DCs), TLR-4 and C5aR cooperate in different manner between mice and human. In vivo experiments have demonstrated an implication in Th1 cells expansion, whereas in human, an anti-inflammatory role of TLR-4/C5aR collaboration has been described by an antagonized effect on IL-12 and IL-23 synthesis by DC.

그림 5. 보체와 TLR 경로의 상호작용.

C5a/C5aR 신호전달 경로는 대식세포에서 LPS에 의한 TLR-4 활성화와 협력할 수 있다. 중간 신호전달 경로인 JNK와 MAPK가 활성화되어 TNF-α, IL6, IL1-β 합성을 통한 친염증 효과를 유도한다. 수지상 세포(DC)에서는 TLR-4와 C5aR의 협력 방식이 쥐와 인간 사이에서 다르게 나타난다. 생체 내 실험에서는 Th1 세포 증식에 관여하는 것으로 밝혀진 반면, 인간에서는 DC에 의한 IL-12 및 IL-23 합성에 대한 길항 효과로 TLR-4/C5aR 협력의 항염증 역할이 보고되었다.

Complement and Adaptive Immunity

Discoveries over five decades have shown that the complement system plays an important role not only in the inflammation but also in the adaptive immunity.

The Complement System and Its Interplay with B Cells

The relationship between complement and B cells has already been demonstrated 40 years ago in vitro and using in vivo models. C3 plays important role in antibody generation by B cells (Figure 6). In case of C3 depletion [by a structural analog of C3 from snake venom (CVF), which is capable to bind to FB and to activate complement in fluid phase], the humoral immunity toward certain thymus-dependent antigens and the lymphocyte cooperation was impaired (128, 129). These and other early studies demonstrated that complement binds and localizes foreign antigens within sites where the lymphocytes response takes place. B cells express complement receptor CR2 (CD21), which interacts with C3d and iC3b on the surface of the antigen and forms also a co-receptor complex with CD19 and CD81 (130). Thus, the complex C3d:CR2 induces an increase of B cell receptor (BCR) signaling in the presence of C3d-opsonized antigen on B cell surface (131). In vivo, C3 is required for the induction and maintenance of memory cells of the B cell lineage within the microenvironment of germinal centers (GCs), where B cells encounter antigen–antibody–C3 complexes on the surfaces of follicular dendritic cells (FDCs) (132). When C3d-opsonized antigen binds to CR2 on FDCs, they can present the antigen in the GC and induce effector and memory B cells (133). This underlines the importance of CR2 expression‎ on FDCs and B cell surface for the generation of antigen-specific IgG. C3d serves as a molecular adjuvant by lowering the threshold for B cell activation by 1000 to 10,000 times (134).

보체와 적응 면역

50년에 걸친 연구를 통해 보체 시스템이 염증뿐만 아니라 적응 면역에서도 중요한 역할을 한다는 사실이 밝혀졌습니다.

보체 시스템과 B 세포와의 상호작용

보체와 B 세포 간의 관계는 이미 40년 전 in vitro 및 in vivo 모델을 통해 입증되었습니다. C3는 B 세포에 의한 항체 생성에서 중요한 역할을 합니다(그림 6). C3 고갈(뱀 독(CVF)의 C3 구조 유사체에 의해, 이는 FB에 결합하고 유체 상에서 보체를 활성화할 수 있음)의 경우, 특정 흉선 의존성 항원에 대한 체액성 면역과 림프구 협력이 손상되었다(128, 129). 이러한 초기 연구들은 보체 시스템이 림프구 반응이 일어나는 부위 내에서 외래 항원을 결합하고 국소화함을 보여주었다. B 세포는 보체 수용체 CR2(CD21)를 발현하며, 이는 항원 표면의 C3d 및 iC3b와 상호작용하고 CD19 및 CD81과 공동수용체 복합체를 형성한다(130). 따라서 C3d:CR2 복합체는 B 세포 표면에 C3d-옵소나이즈드 항원이 존재할 때 B 세포 수용체(BCR) 신호 전달을 증가시킵니다(131). 생체 내에서 C3는 생식소(GC)의 미세환경 내에서 B 세포 계통의 기억 세포의 유도 및 유지에 필요합니다. 생식소에서는 B 세포가 여포수지상세포(FDC)의 표면에서 항원-항체-C3 복합체를 만나게 됩니다(132). C3d-opsonized 항원이 FDC의 CR2에 결합하면, FDC는 GC에서 항원을 제시하고 효과기 및 기억 B 세포를 유도할 수 있습니다 (133). 이는 항원 특이적 IgG 생성에 있어 FDC 및 B 세포 표면의 CR2 발현이 중요함을 강조한다. C3d는 B 세포 활성화 임계값을 1000~10,000배 낮춤으로써 분자 보조제 역할을 한다(134).

그림 6

FIGURE 6

Figure 6. Complement receptors implication in adaptive immunity. CR2 activation by interaction with C3d-opsonized antigen on follicular dendritic cells increases CMH expression‎ and allows antigen presentation to TCR. Then, costimulatory molecules are expressed and T lymphocytes help in memory B cells maturation in germinal centers. Moreover, C3d/CR2 interaction lowers the activation threshold of B cells and increases BCR signaling activity. Cumulated, C3d/CR2 interaction induces specific IgG generation by B cells, and C3d works as a natural adjuvant. CR3 and CR4, expressed on immune cells.

그림 6. 보체 수용체의 적응 면역에서의 역할. 여포수지상세포(FDC)에서 C3d-오포소화된 항원과의 상호작용에 의한 CR2 활성화는 CMH 발현을 증가시키고 TCR에 대한 항원 제시를 가능하게 합니다. 이후 공동자극 분자가 발현되며 T 림프구는 생식소(GC) 내 기억 B 세포 성숙을 돕습니다. 또한 C3d/CR2 상호작용은 B 세포의 활성화 역치를 낮추고 BCR 신호 전달 활성을 증가시킵니다. 종합적으로 C3d/CR2 상호작용은 B 세포에 의한 특이적 IgG 생성을 유도하며, C3d는 천연 보조제 역할을 합니다. CR3 및 CR4는 면역 세포에 발현됩니다.

The human complement regulator of the CP C4b binding protein (C4BP) has functions extending beyond the dissociation of the classical C3 convertase and serving as cofactor for FI for C4b inactivation. It binds directly to the costimulatory protein CD40 on human B cells at a site that differs from that used by the CD40 ligand. C4BP induces proliferation, the up-regulation of CD54 and CD86 expressions, and IL4-dependent IgE isotype switching in normal B cells. These observations suggest that C4BP is an activating ligand for CD40 and establish another interface between complement and B cell activation (135).

The auto-reactivity of B cell is also tightly regulated by complement. C4 has been demonstrated to be essential to maintain peripheral B cell tolerance (136). Deficiency in C4 promotes the emergence of autoreactive B cells during the maturation in the GCs. These results could be explained by a lack in the clearance of apoptotic cells in GCs that leads to an impairment in host antigen presentation by APC, essential for the education and the peripheral B cell tolerance.

The complement system can contribute to autoimmune diseases by decreasing the threshold for B cell activation. For example, in a collagen-induced arthritis (CIA) mouse model, C3 depletion delays and decreases severity of the disease (137). Complement via C3d plays a key role in B cell function, and C3d antigen can break anergy in autoreactive B cells (138). Complement can modify the antigen-specific B cell response in experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) and possibly in multiple sclerosis (MS). In EAE mouse model, consumption of complement, using CVF, significantly attenuates clinical and histological EAE (139). The authors suggest that complement breaks the anergy of autoreactive B cells, leading to autoantigen-specific IgG production, while the total IgG response remained unaffected.

인간 보체 조절인자인 C4b 결합 단백질(C4BP)은 고전적 C3 전환효소 해리 기능을 넘어 C4b 비활성화에 있어 제1인자(FI)의 보조인자 역할을 한다. 이는 인간 B 세포의 공자극 단백질 CD40에 CD40 리간드가 결합하는 부위와 다른 위치에 직접 결합한다. C4BP는 정상 B 세포에서 증식, CD54 및 CD86 발현의 상향 조절, 그리고 IL4 의존적 IgE 이소형 전환을 유도합니다. 이러한 관찰 결과는 C4BP가 CD40의 활성화 리간드임을 시사하며, 보체와 B 세포 활성화 사이의 또 다른 인터페이스를 확립합니다(135).

B 세포의 자가반응성도 보체에 의해 엄격히 조절된다. C4는 말초 B 세포 관용 유지에 필수적임이 입증되었다(136). C4 결핍은 GC 성숙 과정에서 자가반응성 B 세포의 출현을 촉진한다. 이러한 결과는 GC 내 세포사멸 세포 제거 부족으로 인해 항원제시세포(APC)의 숙주 항원 제시 기능이 손상되기 때문으로 설명될 수 있으며, 이는 B 세포 교육 및 말초 B 세포 내성에 필수적이다.

보체 시스템은 B 세포 활성화 역치를 낮춤으로써 자가면역 질환에 기여할 수 있다. 예를 들어, 콜라겐 유발 관절염(CIA) 마우스 모델에서 C3 고갈은 질병 발병을 지연시키고 중증도를 감소시킨다(137). C3d를 통한 보체는 B 세포 기능에 핵심적인 역할을 하며, C3d 항원은 자가반응성 B 세포의 무반응 상태를 깨뜨릴 수 있다(138). 보체는 실험적 자가면역 뇌척수염(EAE) 및 다발성 경화증(MS)에서 항원 특이적 B 세포 반응을 수정할 수 있다. EAE 마우스 모델에서 CVF를 이용한 보체 소모는 임상적 및 조직학적 EAE를 현저히 완화시킨다 (139). 저자들은 보체 시스템이 자가반응성 B 세포의 무반응성을 깨뜨려 자가항원 특이적 IgG 생산을 유도하는 반면, 총 IgG 반응은 영향을 받지 않는다고 제안한다.

The Complement System and Its Interplay with T Cells

The importance of complement for the survival of resting T cells has been described above. Upon infection with a pathogen, T cell proliferation and differentiation are controlled by APC and their microenvironment. Complement is able to polarize T cells and participates to the induction and effector phase, as well as to the contraction phase of the T cell response (140–142). In fact, during inflammation, anaphylatoxins C3a and C5a are able to bind their corresponding receptors expressed on the T cells and APC surface, leading to cytokine production by these cells (27) (Figure 7). Local C3 synthesis by DC is necessary to induce T cell activation and Th1 response (28). C3 deficiency was shown to accelerate the fusion of the apoptotic cargo with lysosomes and led to impaired antigen-specific T cell proliferation in vitro and in vivo (143). Moreover, C3a/C3aR is responsible for up-regulation of the anti-apoptotic Bcl2 and down-regulation of the pro-apoptotic molecule FAS during infection on myeloid and lymphoid cells, inducing immune cells survival and proliferation (144). The absence of C3aR and C5aR stimulation during T cell activation induces Treg development (145, 146). Thus, C3-deficient patients, who cannot produce C3a and C3b, present a lack of Th1 response whereas Th2 response remains normal (147, 148).

보체 시스템과 T 세포와의 상호작용

휴지 상태 T 세포의 생존에 보체가 중요한 역할을 한다는 점은 앞서 설명한 바 있다. 병원체 감염 시 T 세포 증식과 분화는 항원제시세포(APC)와 그 미세환경에 의해 조절된다. 보체는 T 세포를 극성화시킬 수 있으며, T 세포 반응의 유도 및 효과기 단계뿐만 아니라 수축 단계에도 관여한다(140–142). 실제로 염증 동안, 아나필락토신 C3a 및 C5a는 T 세포와 항원제시세포(APC) 표면에 발현된 해당 수용체에 결합하여 이들 세포의 사이토카인 생산을 유도한다(27) (그림 7). DC에 의한 국소적 C3 합성은 T 세포 활성화 및 Th1 반응 유도에 필수적이다(28). C3 결핍은 세포사멸 화물의 리소좀과의 융합을 가속화하여 in vitro 및 in vivo에서 항원 특이적 T 세포 증식을 저해하는 것으로 나타났다(143). 또한 C3a/C3aR은 감염 시 골수성 및 림프구 세포에서 항아포토시스 단백질 Bcl2의 발현 증가와 프로아포토시스 분자 FAS의 발현 감소를 담당하여 면역 세포의 생존과 증식을 유도한다(144). T 세포 활성화 과정에서 C3aR 및 C5aR 자극이 결여되면 Treg 발달이 유도된다(145, 146). 따라서 C3a와 C3b를 생성할 수 없는 C3 결핍 환자는 Th1 반응이 결여되는 반면 Th2 반응은 정상적으로 유지된다(147, 148).

FIGURE 7

Figure 7. Local synthesis of C3 by antigen presenting cells (APC) is implicated in antigen-specific T cell response. C3 synthesis by APC in case of pathogen internalization induces late apoptotic cargo and allows high expression‎ of MHC on APC surface. Thus, it participates in antigen-specific T cell proliferation and Th1 generation. Local C3 and C5 generate C3a and C5a, which induce up-regulation of Bcl-2 and down-regulation of FAS expression‎ via C3aR and C5aR to facilitate T cell proliferation. Moreover, C3a/C3aR and C5a/C5aR signaling pathways activation promotes Th1 generation and avoid Treg differentiation.

그림 7. 항원제시세포(APC)에 의한 C3의 국소 합성은 항원 특이적 T 세포 반응에 관여한다. 병원체 내재화 시 APC에 의한 C3 합성은 후기 세포사멸 물질을 유도하고 APC 표면의 MHC 고발현을 가능하게 한다. 따라서 항원 특이적 T 세포 증식과 Th1 생성에 관여한다. 국소적 C3 및 C5는 C3aR 및 C5aR을 통해 Bcl-2 발현을 상향 조절하고 FAS 발현을 하향 조절하여 T 세포 증식을 촉진하는 C3a 및 C5a를 생성한다. 또한 C3a/C3aR 및 C5a/C5aR 신호전달 경로의 활성화는 Th1 세포 생성을 촉진하고 Treg 분화를 억제한다.

The complement regulator CD46 plays an important role in the regulation of T cells (149) (Figure 8). CD46 has different isoforms affecting its cytoplasmic tail and resulting from alternative splicing. Different isoforms are expressed in different organs. CD46 engagement on CD4+ T cells promotes the effector potential of Th1 cells (150). As IL-2 accumulates, it switches cells toward a regulatory phenotype, attenuating IL-2 production and upregulating IL-10. The interaction of the CD46 cytoplasmic tail with the serine–threonine kinase SPAK plays an important role in this process. The γδ T cells express an alternative CD46 isoform and thus are unable to switch from IL2 to IL10 production. The Treg express different CD46 cytoplasmic tails, as compared to Th1 cells. Therefore, CD46 uses distinct mechanisms to regulate different T cell subsets during an immune response. Recently, the Notch family member Jagged1, which is expressed on T cells, has been identified as a new natural ligand of CD46 (147). Jagged1 binds Notch-1 and this interaction is responsible for cellular activation and proliferation. The cis interaction (on the same cell) of CD46 and Jagged1 leads to a competition with Notch, thus controlling the homeostasis of naïve T cells and inhibiting their activation. In the case of TCR stimulation, CD46 is down-regulated, which allows Notch-1 and Jagged1 to bind in cis and in trans (from two different cells). This induces Th1 proliferation and polarization, leading to IFN-γ and IL2 induction. Interestingly, CD46-deficient patients are unable to produce IFN-γ and have a lack of Th1 response, whereas Th2 response remains normal. Taken together, these results suggest that the expression‎ of CD46 is necessary to induce a Th1 response. Then, CD46 plays a negative feedback when proliferation leads to T cell/T cell contact limiting the expansion of Th1 cells and allows a contraction phase. The binding site for Jagged1 on CD46 has been mapped to the first two CCP domains (147). There is no overlap between this binding site and the C3b binding site, which is located in the CCP3 and 4.

보체 조절인자 CD46은 T 세포 조절에 중요한 역할을 한다(149)(그림 8). CD46은 세포질 꼬리 부위에 영향을 미치는 다양한 이소형을 가지며, 이는 대체 스플라이싱에 기인한다. 서로 다른 이소형들은 각기 다른 장기에서 발현된다. CD46이 CD4+ T 세포에 결합하면 Th1 세포의 효과기 잠재력이 증진됩니다(150). IL-2가 축적되면 세포가 조절성 표현형으로 전환되어 IL-2 생산이 감소하고 IL-10이 상향 조절됩니다. 이 과정에서 CD46 세포질 꼬리와 세린-트레오닌 키나아제 SPAK의 상호작용이 중요한 역할을 합니다. γδ T 세포는 대체 CD46 이소형을 발현하므로 IL-2에서 IL-10 생산으로 전환할 수 없습니다. Treg는 Th1 세포와 비교하여 다른 CD46 세포질 꼬리를 발현합니다. 따라서 CD46은 면역 반응 중 서로 다른 T 세포 하위 집단을 조절하기 위해 고유한 메커니즘을 사용합니다. 최근 T 세포에 발현되는 Notch 가족 구성원 Jagged1이 CD46의 새로운 자연적 리간드로 확인되었다(147). Jagged1은 Notch-1과 결합하며, 이 상호작용은 세포 활성화 및 증식을 담당한다. CD46과 Jagged1의 cis 상호작용(동일 세포 내)은 Notch와의 경쟁을 유발하여, 미성숙 T 세포의 항상성을 조절하고 그 활성화를 억제한다. TCR 자극 시 CD46은 하향 조절되어 Notch-1과 Jagged1이 cis 및 trans(서로 다른 두 세포 간)로 결합할 수 있게 한다. 이는 Th1 증식과 분화를 유도하여 IFN-γ 및 IL2 유도를 초래한다. 흥미롭게도 CD46 결핍 환자는 IFN-γ를 생성하지 못하며 Th1 반응이 결여된다. (서로 다른 두 세포에서 유래). 이는 Th1 증식과 분화를 유도하여 IFN-γ 및 IL2 생성을 촉진한다. 흥미롭게도, CD46 결핍 환자는 IFN-γ를 생성하지 못하며 Th1 반응이 결여되지만, Th2 반응은 정상적으로 유지된다. 종합하면, 이러한 결과들은 Th1 반응을 유도하기 위해 CD46 발현이 필수적임을 시사한다. 또한 CD46은 증식이 T 세포 간 접촉을 유발할 때 음성 피드백을 수행하여 Th1 세포의 확장을 제한하고 수축 단계를 가능하게 합니다. CD46 상의 Jagged1 결합 부위는 첫 두 CCP 도메인(147)으로 확인되었습니다. 이 결합 부위는 CCP3 및 4에 위치한 C3b 결합 부위와 중첩되지 않습니다.

FIGURE 8

Figure 8. T cell response is modulated by complement components. MHC/TCR interaction between APC and T cell decrease CD46 expression‎ on T cell and allows cis interaction between jagged1 and Notch-1 on T cell surface to promote T cell proliferation, IL-2, and IFN-γ production. Thereafter, trans interaction between jagged1 and Notch-1, and CD46 work as negative feedback to control T cell homeostasis. Soluble C5b–9 and CR1 regulate T cell activation. Interaction between soluble form of C5b–9 and its specific inhibitor CD59 on T cells decrease TCR re-expression‎ after its internalization to limit T cell activation by transmitting a signal via Lck. CR1 activation by iC3b decreases IL-2 synthesis and proliferation of T cell to promote a negative feedback of T cell activation. CD55 engagement on T cells negatively regulates Th1 induction cells by inhibiting IFN-γ production. Intracellular C3 in T cell is cleaved by CTSL and promotes C3b and C3a intracellular generation. Interaction between C3a and C3aR induces mTOR signaling and survival signal of the immune cell.

그림 8. 보체 성분에 의한 T 세포 반응 조절. 항원제시세포(APC)와 T 세포 간의 MHC/TCR 상호작용은 T 세포 표면의 CD46 발현을 감소시키고, T 세포 표면의 Jagged1과 Notch-1 간의 cis 상호작용을 허용하여 T 세포 증식, IL-2 및 IFN-γ 생성을 촉진한다. 이후 Jagged1과 Notch-1 간의 trans 상호작용 및 CD46은 T 세포 항상성 조절을 위한 음성 피드백으로 작용한다. 용해성 C5b–9와 CR1은 T 세포 활성화를 조절한다. 용해성 C5b–9와 T 세포의 특이적 억제인자 CD59 간의 상호작용은 C5b–9가 내재화된 후 TCR 재발현을 감소시켜 Lck를 통한 신호 전달로 T 세포 활성화를 제한한다. iC3b에 의한 CR1 활성화는 IL-2 합성과 T 세포 증식을 감소시켜 T 세포 활성화의 음성 피드백을 촉진한다. T 세포의 CD55 결합은 IFN-γ 생산을 억제하여 Th1 유도 세포를 음성 조절한다. T 세포 내 세포 내 C3는 CTSL에 의해 절단되어 C3b 및 C3a의 세포 내 생성을 촉진한다. C3a와 C3aR 간의 상호작용은 mTOR 신호전달과 면역 세포의 생존 신호를 유도한다.

CD55 (decay accelerating factor, DAF) also plays a role in the establishment of the adaptive immune response. In addition to control complement activation, experiments on CD55 deficient mice showed an enhanced Th1 response with a hypersecretion of IFN-γ (151, 152). This may be explained by the overactivation of complement leading to strong local anaphylatoxin production (153).

CD35 and CD59 also participate in T cell regulation. Recent study showed that CD59 is able to modulate T cell activation by transmitting a signal via Lck to TCR/CD3ζ. A knock-down of Lck accelerated the re-expression‎ of CD3 at the cell surface (154). Engagement of CD35 (CR1) on T cells reduces their rate of proliferation and IL-2 secretion (155). Reduction of the expression‎ of CD46 on activated T cells may lead to local complement overactivation, thus generating larger amount of C3b, iC3b, and C5b–9. Therefore, binding of C3b and iC3b to CD35 and C5b–9 to CD59 could contribute to the negative feedback controlling Th1 expansion (149).

In addition, intracellular mechanisms of sensing C3b-opsonized pathogens have recently been described (156). Pathogens that cross the cell membrane, with covalently attached complement C3 on their surface, activate mitochondrial antiviral signaling. This mechanism would represent an autonomous immunity of the cells against non-enveloped viruses and cytosolic bacteria, by inducing signaling pathways, such as NF-kB, IRF3/5/7, and AP-1, leading to pro-inflammatory cytokines production (156).

All these examples illustrate the importance of complement for the mounting of a successful immune response. Therefore, this cascade should not only be considered simply as a humoral factor, mediating innate immunity and inflammation, but also as a potent regulator of cells functions in the adaptive immunity.

CD55(감속인자, DAF) 또한 적응 면역 반응의 확립에 역할을 한다. 보체 활성 조절 외에도, CD55 결핍 마우스 실험에서 IFN-γ 과다 분비와 함께 강화된 Th1 반응이 관찰되었다(151, 152). 이는 보체의 과활성화로 인한 강력한 국소 아나필락토신 생성이 원인일 수 있다(153).

CD35와 CD59 역시 T 세포 조절에 관여한다. 최근 연구에 따르면 CD59는 Lck를 통해 TCR/CD3ζ로 신호를 전달함으로써 T 세포 활성화를 조절할 수 있다. Lck의 발현 억제는 세포 표면에서의 CD3 재발현을 가속화했다(154). T 세포에서 CD35(CR1)의 결합은 증식 속도와 IL-2 분비율을 감소시킨다 (155). 활성화된 T 세포에서 CD46 발현 감소는 국소 보체 과활성화를 유발하여 더 많은 양의 C3b, iC3b 및 C5b–9를 생성할 수 있다. 따라서 C3b와 iC3b가 CD35에, C5b–9가 CD59에 결합하는 것은 Th1 확장 조절에 기여하는 음성 피드백에 기여할 수 있다(149).

또한, C3b-포손화된 병원체를 감지하는 세포 내 기전이 최근 보고되었다(156). 세포막을 통과한 병원체가 표면에 공유 결합된 보체 C3를 지니고 있을 경우, 미토콘드리아 항바이러스 신호전달을 활성화한다. 이 기전은 NF-kB, IRF3/5/7, AP-1 등의 신호전달 경로를 유도하여 전염성 사이토카인 생성을 촉진함으로써, 비외피 바이러스 및 세포질 내 세균에 대한 세포의 자율적 면역 반응을 나타낸다(156).

이러한 모든 사례는 성공적인 면역 반응 구축에 보체 시스템이 얼마나 중요한지 보여준다. 따라서 이 연쇄 반응은 선천성 면역과 염증을 매개하는 단순한 체액성 인자로만 간주되어서는 안 되며, 적응성 면역에서 세포 기능의 강력한 조절자로도 인식되어야 한다.

Strategies of the Pathogens to Evade the Complement System

Complement system works as a first line of defense and allows in many cases to avoid infections. Nevertheless, the evolution of the pathogens resulted in elaboration of evasion strategies against complement attack. These mechanisms of complement evasion can be classified in different groups (157) (Figure 9).

보체 시스템을 회피하는 병원체의 전략

보체 시스템은 첫 번째 방어선으로 작용하며 많은 경우 감염을 방지합니다. 그럼에도 불구하고 병원체의 진화는 보체 공격에 대한 회피 전략을 정교화시켰습니다. 이러한 보체 회피 메커니즘은 서로 다른 그룹으로 분류될 수 있습니다(157)(그림 9).

FIGURE 9

Figure 9. Pathogens are able to protect themselves from complement activation. Pathogens have developed different strategies to inhibit complement activation. They can be classified in four different groups. Several pathogens are able to bind regulators of complement activation (RCA), such as FH and C4BP, to decrease C3 deposition. RCA-like expression‎ allows pathogens to block complement activation without the need to recruit complement regulator. Synthesis of proteases specifically against complement proteins degrades complement components. The last group is pathogens able to express C3 convertase inhibitors.

그림 9. 병원체는 보체 활성화로부터 스스로를 보호할 수 있습니다. 병원체는 보체 활성화를 억제하기 위해 다양한 전략을 개발했습니다. 이를 네 가지 다른 그룹으로 분류할 수 있습니다. 여러 병원체는 FH 및 C4BP와 같은 보체 활성화 조절인자(RCA)에 결합하여 C3 침착을 감소시킬 수 있습니다. RCA 유사 발현은 보체 조절인자를 동원할 필요 없이 보체 활성화를 차단할 수 있게 합니다. 보체 단백질에 특이적으로 작용하는 프로테아제 합성은 보체 성분을 분해합니다. 마지막 그룹은 C3 전환효소 억제제를 발현할 수 있는 병원체입니다.

Binding of Host Complement Regulators

Binding of host complement regulators on their membrane allows pathogens to inactivate complement. Bacteria, viruses, fungi, and parasites have been shown to bind high levels of efficient complement regulators such as FH, factor H-like 1 (CFHL-1), and C4 binding protein (C4BP) (158). Recruitment of these regulators can accelerate the decay of the C3 convertase and provide cofactors for FI, which cleaves C4b and C3b, thus protecting the pathogen against complement attack.

To bind fluid phase complement regulators, pathogens express specific molecular platforms with high affinity, such as PorA in Neisseria meningitidis (159), filamentous hemagglutinin in Bordetella pertussis (160), Ail in Yersinia pseudotuberculosis (161), factor H binding protein (fHbp) and neisserial surface protein A (NspA) in N. meningitidis (162), and M protein family in group A streptococci (163).

Factor H binds to pathogens by a “common microbial binding site,” located in its C-terminal domain CCP20. This domain binds to heparin and other GAGs on the host cell surface, but the binding sites for GAG and for pathogens surface proteins are not identical (164, 165). Three key amino acids (R1182, R1203, R1206) are critical for this “common microbial binding site” for at least seven Gram-negative and Gram-positive pathogens (165). In addition, the microbial proteins enhanced binding of FH19–20 to C3b, forming a triple complex, and leading to a more efficient complement inactivation on the pathogen surface. This is a unique example of convergent evolution, resulting in enhanced immune evasion of important pathogens via utilization of a “superevasion site” (165).

In addition to CCP 19–20, pathogens trap FH by binding to CCP6–8. Neisseria species bind this region of FH. Por1A from Neisseria gonorrhoeae, interacts with CCP 6, in addition to CCP 19–20, to escape from complement attack (166). Also, fHbp and NspA from N. meningitidis can recruit FH by binding to CCP 6–7 (162, 167). Study of the structure of fHbp by mutagenesis revealed that fHbp binding site for CCP 6–7 overlaps with sucrose octasulfate, a GAG analog. FhbB from Treponema denticola binds FH by a similar mechanism. Study of FH/FhbB interaction by site-directed mutagenesis revealed a binding site localized in CCP7 of FH (168).

Staphylococcus aureus has developed a different strategy to prevent complement initiation. Staphylococcal protein A (SpA) recognizes the Fc portion of Igs with high affinity and hide the binding site for C1q, thus blocking the initiation of the CP (169). The outer membrane protein SdrE binds FH and C4BP to S. aureus (170, 171). Together, these findings suggest that S. aureus is able to inhibit the three complement pathways.

숙주 보체 조절인자의 결합

막 상에서 숙주 보체 조절인자를 결합함으로써 병원체는 보체를 비활성화할 수 있습니다. 박테리아, 바이러스, 진균 및 기생충은 FH, 인자 H 유사 1(CFHL-1), C4 결합 단백질(C4BP)과 같은 고효율 보체 조절인자를 다량 결합하는 것으로 밝혀졌습니다(158). 이러한 조절인자의 동원은 C3 전환효소의 분해를 가속화하고 C4b 및 C3b를 절단하는 보체 인자 I(FI)의 보조인자를 제공함으로써 병원체를 보체 공격으로부터 보호한다.

유체상 보체 조절인자에 결합하기 위해 병원체는 높은 친화력을 지닌 특정 분자 플랫폼을 발현하는데, 예를 들어 Neisseria meningitidis의 PorA(159), Bordetella pertussis의 필라멘트형 헤마글루티닌(160), Yersinia pseudotuberculosis의 Ail(161), N. meningitidis의 팩터 H 결합 단백질(fHbp) 및 네이세리아 표면 단백질 A(NspA)(162), A군 연쇄상구균의 M 단백질 가족(163) 등이 있습니다.

인자 H는 C말단 도메인 CCP20에 위치한 “공통 미생물 결합 부위”를 통해 병원체에 결합한다. 이 도메인은 숙주 세포 표면의 헤파린 및 기타 GAG에 결합하지만, GAG와 병원체 표면 단백질의 결합 부위는 동일하지 않다(164, 165). 세 가지 핵심 아미노산(R1182, R1203, R1206)은 최소 7종의 그람 음성균 및 그람 양성균 병원체에 대한 이 “공통 미생물 결합 부위”에 결정적 역할을 한다(165). 또한, 미생물 단백질은 FH19–20과 C3b의 결합을 강화하여 삼중 복합체를 형성하고, 병원체 표면에서 보체 비활성화 효율을 높인다. 이는 수렴 진화의 독특한 사례로, “초회피 부위”(165)를 활용하여 주요 병원체의 면역 회피 능력을 강화시킨다.

CCP 19–20 외에도 병원체는 CCP6–8에 결합하여 FH를 포획한다. Neisseria 종은 FH의 이 영역에 결합한다. Neisseria gonorrhoeae의 Por1A는 CCP 19–20 외에도 CCP 6과 상호작용하여 보체 공격을 회피한다(166). 또한 N. meningitidis의 fHbp와 NspA는 CCP 6–7에 결합하여 FH를 모집할 수 있다(162, 167). 돌연변이 분석을 통한 fHbp 구조 연구에서, CCP 6–7에 대한 fHbp 결합 부위가 GAG 유사체인 옥타설페이트 수크로오스와 중첩됨이 밝혀졌다. Treponema denticola의 FhbB도 유사한 기전으로 FH에 결합한다. 위치 특이적 돌연변이를 통한 FH/FhbB 상호작용 연구에서 FH의 CCP7에 국한된 결합 부위가 확인되었다(168).

황색포도상구균(Staphylococcus aureus)은 보체 활성화 시작을 방지하기 위한 다른 전략을 개발했다. 포도상구균 단백질 A(SpA)는 높은 친화력으로 면역글로불린(Ig)의 Fc 부위를 인식하여 C1q 결합 부위를 가려, 보체 활성화 경로(CP)의 시작을 차단한다(169). 외막 단백질 SdrE는 FH와 C4BP를 S. aureus에 결합시킵니다(170, 171). 이러한 결과들은 종합하여 S. aureus가 세 가지 보체 경로를 모두 억제할 수 있음을 시사합니다.

Expression‎ of Complement Regulators-Like Proteins

Expression‎ of complement regulators-like proteins can contribute to pathogens camouflage. Some viruses, such as poxvirus, have found ways to produce soluble proteins that closely mimic the structure and function of host regulators, such as vaccinia virus, which produce VCP, a protein similar to CD55 and MCP. Thus, these viruses inhibit both CP and AP, dissociating C3 convertases formed on C3b and C4b. Monkeypox virus produces a complement regulator-like protein, MOPICE, which is able to bind human C3b and C4b and serves as cofactor for FI (172). MOPICE is considered as a virulence factor of this virus, since it is expressed in the more virulent strains from Central Africa and absent in the less virulent pathogens from West Africa. Another example of complement regulators-like activity comes from Herpes viruses, which express transmembrane gC1 and gC2 glycoproteins able to bind C3b and to specifically accelerate the decay of the AP C3 convertase (173). Borrelia burgdorferi produces a CD59-like protein, which has affinity for C8b and C9 and avoids MAC formation (157).

보체 조절 단백질 유사 단백질의 발현

보체 조절 유사 단백질의 발현은 병원체의 위장 작용에 기여할 수 있다. 포크스바이러스와 같은 일부 바이러스는 숙주 조절 단백질의 구조와 기능을 유사하게 모방하는 용해성 단백질을 생성하는 방법을 발견했다. 예를 들어, 백신바이러스는 CD55 및 MCP와 유사한 단백질인 VCP를 생성한다. 따라서 이러한 바이러스는 CP와 AP를 모두 억제하여 C3b 및 C4b에 형성된 C3 전환효소를 해리시킨다. 원숭이두바이러스는 보체 조절인자 유사 단백질인 MOPICE를 생성하는데, 이는 인간 C3b 및 C4b에 결합할 수 있으며 FI의 보조인자 역할을 한다(172). MOPICE는 중앙아프리카의 더 높은 독성을 가진 균주에서 발현되고 서아프리카의 낮은 독성 병원체에서는 발현되지 않기 때문에 이 바이러스의 독성 인자로 간주된다. 보체 조절제 유사 활성의 또 다른 예는 헤르페스 바이러스에서 발견됩니다. 이 바이러스는 막 관통성 gC1 및 gC2 당단백질을 발현하여 C3b에 결합하고 특히 AP C3 변환효소의 분해를 가속화합니다(173). 보렐리아 부르그도르페리는 CD59 유사 단백질을 생성하며, 이 단백질은 C8b 및 C9에 친화성을 보여 MAC 형성을 방해합니다(157).

Production of Proteases That Degrade Complement

Production of proteases that degrade complement proteins is frequently observed in bacteria. Indeed, Pseudomonas produce Pseudomonas elastase (PaE) and alkaline protease (PaAP) that cleaves immunoglobulins and C1q, thus preventing activation of the CP (174). In addition, these proteases are able to inactivate C3 into a non-functional fragment and inhibit complement activation (174). Leptospira strains are able to cleave directly complement proteins and inhibit the three complement pathways. Leptospira produced metalloproteases may not only cleave C3 but also FB, C4, and C2 (175). Generated C3 degradation products differ from those obtained by FI, suggesting that they would not result in opsonization and phagocytosis. S. aureus is also able to produce distinct proteolytic enzymes against complement proteins. Staphylokinase can form a complex with plasminogen, resulting in a serine protease activity efficient against C3 and IgG. Moreover, plasmin is able to bind the surface of S. aureus and inhibits the binding of IgG, C3b, and iC3b and blocks the effect of opsonization (176). This enzyme activity leads to the CP inhibition. S. aureus produces four important proteases: cysteine proteases staphopain A and B, serine protease V8, and metalloproteinase Aur. These proteases lead to a drastic decrease in the hemolytic activity of serum and are efficient against the three pathways (177). Aur is responsible for the consumption of C3 in the fluid phase (178). N. meningitidis is able to produce a protease NalP, which cleaves C3. This degradation produces two fragments, a shorter C3a-like and a longer C3b-like, degraded by host serum and leading to a decreased C3b deposition on the bacterial surface (179). N. meningitidis is able to inhibit the CP by capsular oligosaccharides, which represents a virulence factor of meningococcal infections (180). Capsular oligosaccharides interfere with engagement of C1q by IgG Fc, and lead to decreased C4b deposition and inhibition of CP activation.

Viruses can also produce C3b cleaving enzymes. Nipah virus particles carry a FI-like protease activity able to cleave and inactivate C3b, using FH and CR1, but not CD46, as cofactors (181). These data help to explain how an enveloped virus such as Nipah virus can infect and disseminate through body fluids that are rich in complement.

보체 분해 프로테아제 생산

보체 단백질을 분해하는 프로테아제의 생산은 박테리아에서 흔히 관찰된다. 실제로, Pseudomonas는 면역글로불린과 C1q를 절단하여 CP 활성화(174)를 방지하는 Pseudomonas 엘라스테이스(PaE)와 알칼리성 프로테아제(PaAP)를 생산한다. (174). 또한 이러한 프로테아제는 C3를 비활성 단편으로 불활성화시켜 보체 활성화를 억제할 수 있다(174). Leptospira 균주는 보체 단백질을 직접 절단하여 세 가지 보체 경로를 모두 억제할 수 있다. Leptospira가 생성하는 금속 프로테아제는 C3뿐만 아니라 FB, C4, C2도 절단할 수 있다 (175). 생성된 C3 분해 산물은 FI로 얻어진 것과는 달라, 이들이 포식작용과 식작용을 유발하지 않을 것임을 시사한다. 황색포도상구균(S. aureus) 또한 보체 단백질에 대해 특이적인 단백질 분해 효소를 생성할 수 있다. 스타필로키나제는 플라스미노겐과 복합체를 형성하여 C3 및 IgG에 대해 효과적인 세린 프로테아제 활성을 나타낸다. 또한 플라스민은 S. aureus 표면에 결합하여 IgG, C3b 및 iC3b의 결합을 억제하고 포식작용 효과를 차단한다(176). 이 효소 활성은 보체 활성화 경로(CP) 억제로 이어진다. S. aureus는 네 가지 주요 프로테아제(시스테인 프로테아제 스타포페인 A 및 B, 세린 프로테아제 V8, 금속단백분해효소 Aur)를 생성한다. 이 프로테아제들은 혈청의 용혈 활성을 급격히 감소시키며 세 가지 경로 모두에 효과적이다(177). Aur는 유체 상에서 C3 소모를 담당한다(178). N. meningitidis는 C3를 절단하는 프로테아제 NalP를 생성할 수 있다. 이 분해는 두 개의 단편, 즉 더 짧은 C3a 유사 단편과 더 긴 C3b 유사 단편을 생성하며, 이는 숙주 혈청에 의해 분해되어 세균 표면에 C3b 침착이 감소하게 합니다(179). N. meningitidis는 캡슐 올리고당을 통해 CP를 억제할 수 있으며, 이는 수막구균 감염의 독성 인자를 나타냅니다(180). 캡슐 올리고당들은 IgG Fc에 의한 C1q 결합을 방해하여 C4b 침착을 감소시키고 CP 활성화를 억제한다.

바이러스 역시 C3b 절단 효소를 생성할 수 있다. 니파 바이러스 입자는 FH와 CR1을 보조인자로 사용하여(CD46은 사용하지 않음) C3b를 절단 및 비활성화할 수 있는 FI 유사 프로테아제 활성을 지닌다(181). 이러한 데이터는 니파 바이러스와 같은 외피 바이러스가 보체 성분이 풍부한 체액을 통해 어떻게 감염 및 확산될 수 있는지 설명하는 데 도움이 됩니다.

Production of Inhibitors of C3 Convertase

Production of inhibitors of C3 convertase has been observed in a few cases. S. aureus produces extracellular fibrinogen-binding protein (Efb), which inhibits the conversion of C3 to C3b by its affinity for the thioesther domain (TED). It binds to the TED domain on an area, shared by FH and CR2 binding sites (182–185). Efb acts as a C3 convertase inhibitor by blocking C3b formation and inhibits the opsonophagocytosis by granulocytes (186). Ehp (also known as Ecb), a homologous protein of Efb, binds two molecules of C3b and works as an efficient inhibitor of the alternative C3 convertase (187). Thus, it leads to a decrease of the activation of the C5 convertase and of the resulting C5a level. Surface immunoglobulin-binding protein (Sbi) forms a tripartite complex with C3b and functional FH that potentiates inhibition of complement activation (188). Efb and Sbi are able to recruit human plasminogen after binding to C3/C3b. Plasminogen is converted to plasmin by bacterial staphylokinase or by host-specific urokinase-type plasminogen activator and degrades C3 and C3b in the local microenvironment, thus protecting S. aureus (184, 189). Of note, the tripartite complex formed by C3, plasminogen, and Efb-C is more efficient than the one with Sbi, probably due to the higher affinity of C3d to Efb than Sbi, (184). The action of these molecules prevents the activity of the C3 and C5, as shown by a decreased C5a generation (190).

Contrary to Efb, staphylococcal complement inhibitor family (SCIN-A, SCIN-B, SCIN-C), can bind C3b in two distinct regions with a primary site at domain MG8 (191–194). By competing with FB and FH, SCIN is able to block the formation of alternative C3 convertase on one side, and to block the generation of iC3b that could induce phagocytosis on the other side. Moreover, SCIN binds and stabilizes the C3 convertase C3bBb, blocks the decay acceleration, and inhibits the cleavage of C3 into C3b. Thus, it avoids opsonization and complement activation in the same time (193).

Targeting binding sites for complement inhibitors on bacterial surfaces and complement-degrading proteases with vaccine-induced antibodies may be used as a strategy for novel vaccines designed to prevent complement escape. On the other hand, some bacterial proteins with anti-complement activity, such as Efb and SCIN, represent potential novel therapeutics, able to control undesired complement activation and tissue injury in multiple non-infectious diseases (195, 196). It is important to consider that by blocking C3 convertase formation, these inhibitors will avoid opsonophagocytosis and, by such, increase the risk of infection in treated patients (197). The increasing knowledge of the complement evasion strategies of pathogens provides novel insights for more efficient vaccine development and for designing novel therapeutic complement inhibitors.

C3 전환효소 억제제 생성

C3 전환효소 억제제 생산은 몇몇 사례에서 관찰되었다. S. aureus는 세포외 피브리노겐 결합 단백질(Efb)을 생성하며, 이는 티오에스터 도메인(TED)에 대한 친화력으로 C3의 C3b 전환을 억제한다. 이 단백질은 FH 및 CR2 결합 부위가 공유하는 영역의 TED 도메인에 결합한다(182–185). Efb는 C3b 형성을 차단하여 C3 전환효소 억제제로 작용하며, 과립구의 식균작용을 억제한다(186). Efb의 동족 단백질인 Ehp(Ecb로도 알려짐)는 두 분자의 C3b에 결합하여 대체 경로 C3 전환효소의 효율적인 억제제로 기능한다(187). 따라서 C5 전환효소 활성화와 결과적으로 생성되는 C5a 수준이 감소하게 됩니다. 표면 면역글로불린 결합 단백질(Sbi)은 C3b 및 기능적 FH와 삼원 복합체를 형성하여 보체 활성화 억제를 강화합니다(188). Efb와 Sbi는 C3/C3b에 결합한 후 인간 플라스미노겐을 모집할 수 있다. 플라스미노겐은 세균성 스타필로키나제 또는 숙주 특이적 유로키나제형 플라스미노겐 활성화제에 의해 플라스민으로 전환되며, 국소 미세환경에서 C3 및 C3b를 분해하여 S. aureus를 보호한다(184, 189). 주목할 점은 C3, 플라스미노겐, Efb-C로 구성된 삼원 복합체가 Sbi와의 복합체보다 더 효율적이라는 점으로, 이는 C3d가 Sbi보다 Efb에 대한 친화도가 더 높기 때문일 수 있다(184). 이러한 분자들의 작용은 C5a 생성 감소로 나타나는 바와 같이 C3 및 C5의 활성을 억제한다(190).

Efb와 달리 포도상구균 보체 억제 인자 계열(SCIN-A, SCIN-B, SCIN-C)은 C3b의 두 가지 별개의 영역에 결합할 수 있으며, 주요 결합 부위는 MG8 도메인이다(191–194). . SCIN은 FB 및 FH와 경쟁함으로써, 한편으로는 대체 경로 C3 전환효소(C3 convertase)의 형성을 차단하고, 다른 한편으로는 식작용을 유도할 수 있는 iC3b 생성을 차단할 수 있습니다. 또한 SCIN은 C3bBb C3 전환효소를 결합 및 안정화시키고, 분해 가속화를 차단하며, C3의 C3b 분해를 억제한다. 따라서 동시에 포식작용과 보체 활성화를 회피한다(193).

박테리아 표면의 보체 억제제 결합 부위와 보체 분해 프로테아제를 표적으로 하는 백신 유도 항체는 보체 회피를 방지하도록 설계된 신개념 백신 전략으로 활용될 수 있습니다. 반면 Efb 및 SCIN과 같은 항보체 활성을 지닌 일부 박테리아 단백질은 다양한 비감염성 질환에서 원치 않는 보체 활성화 및 조직 손상을 제어할 수 있는 잠재적 신약 후보로 주목받고 있습니다(195, 196). . 이러한 억제제들은 C3 전환효소 형성을 차단함으로써 식균작용을 회피하게 되며, 이로 인해 치료받은 환자의 감염 위험을 증가시킬 수 있다는 점을 고려하는 것이 중요하다(197). 병원체의 보체 회피 전략에 대한 지식의 증가는 보다 효율적인 백신 개발과 새로운 치료용 보체 억제제 설계에 대한 새로운 통찰력을 제공한다.

Complement and Non-Infectious Diseases

The importance of the complement system in physiology is illustrated by severe and life threatening diseases, occurring in case of inefficient or exuberant complement activity (Figure 10). Abnormal complement activity is associated with a large number of inflammatory, autoimmune, thrombotic, and age-related diseases. The examples of systemic lupus erythematosus (SLE), atypical hemolytic uremic syndrome (aHUS), C3 glomerulopathies (C3G), age-related macular degeneration (AMD), and cancer are treated here in more details, but these are just few among a large list of diseases, including also the paroxysmal nocturnal hemoglobinuria (PNH), graft rejection after transplantation, ischemia/reperfusion injury, Alzheimer and Parkinson diseases, etc.

보체와 비감염성 질환

보체 시스템의 생리학적 중요성은 비효율적이거나 과도한 보체 활성 시 발생하는 중증 및 생명을 위협하는 질환들(그림 10)을 통해 입증된다. 비정상적인 보체 활성은 다수의 염증성, 자가면역성, 혈전성 및 노화 관련 질환과 연관된다. 전신성 홍반성 루푸스(SLE), 비정형 용혈성 요독 증후군(aHUS), C3 사구체병증(C3G), 노인성 황반변성(AMD), 암 등이 여기에서 더 자세히 다루어지지만, 이는 발작성 야간 혈색소뇨증(PNH), 이식 후 이식편 거부반응, 허혈/재관류 손상, 알츠하이머병 및 파킨슨병 등을 포함하는 방대한 질환 목록 중 일부에 불과하다.

그림 10

FIGURE 10

Figure 10. Implication of complement deficiencies in pathologies. Deficiencies of the components of the CP C1q, C1r, C1s, C2, and C4 are associated with autoimmunity. Lack of regulators of the AP FH, CD46, and FI (as well as overactivation of the components of the C3 convertase C3 and FB) is linked to aHUS and C3G. Deficiencies of the terminal complement components C5, C6, C7, C8, and C9 as well as of the only positive regulator of complement – properdin is susceptibility factors to development of meningococcal meningitis. Lack of expression‎ of the regulators of the C3/C5 convertase CD55 and the terminal pathway CD59 on erythrocytes are a cause of red cell lysis in paroxysmal nocturnal hemoglobinuria (PNH).

그림 10. 병리학적 상태에서 보체 결핍의 관여. CP(완화적 보체 경로)의 구성 요소인 C1q, C1r, C1s, C2 및 C4의 결핍은 자가면역과 연관됩니다. AP(대체적 보체 경로)의 조절인자인 FH, CD46 및 FI의 결핍(그리고 C3 전환효소 C3 및 FB 구성 요소의 과활성화)은 aHUS 및 C3G와 관련이 있습니다. 말단 보체 구성 요소인 C5, C6, C7, C8, C9 및 보체의 유일한 양성 조절인자인 프로퍼딘의 결핍은 수막구균성 수막염 발병의 감수성 인자이다. 적혈구에서 C3/C5 전환효소 조절인자 CD55 및 말단 경로 조절인자 CD59의 발현 결핍은 발작성 야간 혈색소뇨증(PNH)에서 적혈구 용혈의 원인이다.

Diseases Associated with Deficient Complement ActivationSystemic Lupus Erythematosus

Deficiency of components of the classical complement pathway C1q, C1r, C1s, and C4 are very rare but are strongly associated with autoimmune manifestations. The autoimmune disease SLE is characterized by symptoms ranging from skin rashes, chronic fatigue, and arthritis to the more severe glomerulonephritis, serositis, and neurological involvement (198). C1q is the strongest genetic susceptibility factor for SLE, since over 90% of the individuals homozygous for mutations in this protein develop lupus-like symptoms (199). The mutations can cause quantitative deficiency (199) or functional abnormalities (13). A functional abnormality of C1q, due to a mutation in the C1r2C1s2 binding site, resulted in an inability of C1 complex formation and presence of free C1q in the patient serum. The strong association of the mutations of the CP proteins with autoimmunity can be explained by the “waste disposal” hypothesis of Walport (17), suggesting that lack of C1q opsonization and CP activity perturbs the immunologically silent uptake of apoptotic cells and debris, thus resulting in an immune response against self-antigens.

Alteration of the function of C1q can be also induced by presence of autoantibodies against C1q, which are frequently found in SLE, especially in patients with lupus nephritis (200). These antibodies bind to the collagenous tail of C1q (201) or the globular domain (202). These antibodies amplify the effect of C1q-containing immune complexes in the kidneys (203, 204), bind to C1q on early-apoptotic cells, and enhance complement activation (205).

Impaired clearance of apoptotic cells, induced by lack of C1q or inefficient complement activation due to lack of C1r, C1s, C2, and C4 are associated with SLE. At the same time, complement overactivation, due to the presence of anti-C1q antibodies or complement activating immune complexes in the circulation and in kidney glomeruli, is also leading to the same disease, albeit by a different mechanism. Therefore, both lack of activation and a too strong activation of the CP can be linked to autoimmunity.

보체 활성화 결핍과 관련된 질환전신성 홍반성 루푸스

전형적 보체 경로의 구성 요소인 C1q, C1r, C1s 및 C4의 결핍은 매우 드물지만 자가면역 증상과 밀접한 관련이 있습니다. 자가면역 질환인 SLE는 피부 발진, 만성 피로, 관절염에서부터 더 심각한 사구체신염, 장막염, 신경계 침범에 이르기까지 다양한 증상을 특징으로 한다(198). C1q는 SLE의 가장 강력한 유전적 감수성 인자로, 이 단백질의 돌연변이에 대해 동형접합인 개인의 90% 이상이 루푸스 유사 증상을 나타낸다(199). 이러한 돌연변이는 양적 결핍(199) 또는 기능적 이상(13)을 유발할 수 있습니다. C1r2C1s2 결합 부위의 돌연변이로 인한 C1q의 기능적 이상은 C1 복합체 형성 불능과 환자 혈청 내 자유 C1q 존재로 이어졌습니다. CP 단백질 돌연변이와 자가면역의 강한 연관성은 월포트(Walport)의 “폐기물 처리” 가설(17)로 설명될 수 있는데, 이는 C1q 오포소니제이션 및 CP 활성의 결핍이 세포사멸 세포 및 잔해물의 면역학적으로 무해한 포식을 방해하여 자가항원에 대한 면역 반응을 유발한다는 것을 시사한다.

C1q 기능의 변화는 또한 C1q에 대한 자가항체의 존재에 의해 유발될 수 있으며, 이는 SLE, 특히 루푸스 신염 환자에서 흔히 발견됩니다(200). 이러한 항체들은 C1q의 콜라겐 꼬리(201) 또는 구형 도메인(202)에 결합합니다. 이러한 항체들은 신장에서 C1q를 포함하는 면역 복합체의 효과를 증폭시키고(203, 204), 초기 세포사멸 세포상의 C1q에 결합하여 보체 활성화를 촉진한다(205).

C1q 결핍 또는 C1r, C1s, C2, C4 결핍으로 인한 비효율적인 보체 활성화로 유발된 세포사멸 세포의 제거 장애는 SLE와 연관되어 있다. 동시에, 순환계 및 신장 사구체 내 항-C1q 항체 또는 보체 활성화 면역 복합체의 존재로 인한 보체 과활성화 역시 다른 기전을 통해 동일한 질환을 유발한다. 따라서 보체 체계의 활성화 부족과 과도한 활성화 모두 자가면역과 연관될 수 있다.

Diseases Associated with Complement Overactivation

Inherited and acquired quantitative and functional deficiency of the regulators of the alternative complement pathway FH, FI, and CD46 as well as abnormalities inducing overactivation of the AP C3 convertase are associated with rare renal diseases like aHUS (206, 207) and C3G (208, 209).

Atypical Hemolytic Uremic Syndrome

Atypical hemolytic uremic syndrome is a renal thrombotic microangiopathy disease, characterized by glomerular microvascular endothelial cells activation and damage, leading to microthrombi formation and mechanical hemolysis (206). Within the last decade, complement AP dysregulation has emerged as the cause of aHUS (207, 210). In this disease, complement induces glomerular endothelium damage, secondary to unrestricted complement activation with C5b–9 deposits on the endothelial cells surface. A loss of regulation is a result of mutations in FH, FI, or CD46 genes, found in ~50% of the cases. FH mutations are frequently located in the C-terminal domains and result in reduced capacity of FH to bind C3b and the GAG of the cell membrane (211–213). Mutations in FI impair its catalytic activity (214, 215). Complement overactivation in 10% of the cases is due to mutations in the components of the C3 convertase C3 and FB, forming a more potent convertase and/or a converatase resistant to decay by the regulators (216–221). In addition to mutations in complement genes, autoantibodies against FH, leading to an acquired FH functional deficiency, have been reported in aHUS patients (222–224). The binding epitopes of these autoantibodies are localized to the C-terminal recognition region of FH, which represents a hot spot for aHUS mutations (225).

Altogether complement-associated abnormalities are found in about 60% of the aHUS patients (226, 227). At present, over 200 distinct mutations have been reported in aHUS patients (207). All reported mutations were heterozygous, except in 15 patients (mostly from consanguineous families) with homozygous FH or CD46 deficiency (228). In a particular form of aHUS, mutations were found in DGKE – a gene outside of complement, involved in the protein kinase C signaling pathway (229). Its deficiency induces permanent pro-coagulant phenotype of the endothelial cells (230). aHUS has an incomplete penetrance among the mutation carriers and a triggering event (infection, pregnancy, etc.) and additional genetic predisposing factors (particular at risk haplotypes in FH and CD46) are needed to induce the disease (220, 231, 232). The hemolysis, which accompanies the disease onset, can serve as a secondary hit for the aHUS development, since released heme activates the alternative complement pathway in the fluid phase and on the endothelial cells surface (233, 234). The availability of the first effective anti-complement therapeutic drug, eculizumab, has changed dramatically the outcome of this rare kidney disease.

보체 과활성화와 관련된 질환

대체 보체 경로의 조절인자인 FH, FI, CD46의 선천적 또는 후천적 양적·기능적 결핍, 그리고 AP C3 변환효소의 과활성화를 유발하는 이상은 aHUS(206, 207) 및 C3G(208, 209)와 같은 희귀 신장 질환과 연관됩니다.

비정형 용혈성 요독 증후군

비정형 용혈성 요독 증후군은 신장 혈전성 미세혈관병증 질환으로, 사구체 미세혈관 내피세포의 활성화 및 손상으로 인해 미세혈전이 형성되고 기계적 용혈이 발생하는 것이 특징입니다(206). 지난 10년간 보체 AP 조절 이상이 aHUS의 원인으로 부상했습니다(207, 210). 이 질환에서 보체는 C5b-9 복합체가 내피 세포 표면에 침착되면서 제한되지 않은 보체 활성화에 이차적으로 사구체 내피 손상을 유발합니다. 약 50%의 사례에서 FH, FI 또는 CD46 유전자 돌연변이로 인한 조절 상실이 관찰된다. FH 돌연변이는 주로 C-말단 도메인에 위치하며, FH의 C3b 및 세포막 GAG 결합 능력 저하를 초래한다(211–213). FI 돌연변이는 그 촉매 활성을 저해한다(214, 215). 사례의 10%에서 보체 과활성화는 C3 전환효소 C3 및 FB 구성 요소의 돌연변이로 인해 발생하며, 이는 더 강력한 전환효소 및/또는 조절자에 의한 분해에 저항하는 전환효소를 형성한다(216–221). 보체 유전자 돌연변이 외에도, 후천성 FH 기능 결핍을 유발하는 FH에 대한 자가항체가 aHUS 환자에서 보고되었다(222–224). 이러한 자가항체의 결합 에피토프는 FH의 C-말단 인식 영역에 국한되어 있으며, 이는 aHUS 돌연변이의 주요 발생 부위이다(225).

종합적으로 보체 관련 이상은 aHUS 환자의 약 60%에서 발견된다(226, 227). 현재까지 aHUS 환자에서 200개 이상의 서로 다른 돌연변이가 보고되었다(207). 보고된 모든 돌연변이는 이형접합체였으나, 15명의 환자(주로 근친혼 가계)에서는 동형접합 FH 또는 CD46 결핍이 확인되었다(228). 특정 형태의 aHUS에서는 보체 외 유전자인 DGKE에서 돌연변이가 발견되었으며, 이 유전자는 단백질 키나제 C 신호전달 경로에 관여한다(229). 이 유전자의 결핍은 내피 세포의 지속적인 혈전 형성 경향 표현형을 유발한다(230). aHUS는 돌연변이 보유자 사이에서 불완전한 침투성을 보이며, 질병을 유발하기 위해서는 유발 사건(감염, 임신 등)과 추가적인 유전적 소인 요인(특히 FH 및 CD46의 위험 하플로타입)이 필요하다(220, 231, 232). 질병 발병 시 동반되는 용혈은 aHUS 발병의 이차적 요인으로 작용할 수 있는데, 이는 방출된 헴이 체액 상 및 내피 세포 표면에서 보체 대체 경로를 활성화하기 때문이다(233, 234). 최초의 효과적인 항보체 치료제인 에쿨리주맙의 등장으로 이 희귀 신장 질환의 예후는 극적으로 개선되었다.

C3 Glomerulopathies

C3 glomerulopathies are rare chronic kidney diseases, characterized by predominant C3 deposits in glomeruli, in particular, in the mesangium and along the glomerular basement membrane, frequently associated with mesangial cells proliferation. According to the pattern of C3 deposits observed by immunofluorescence and electronic microscopy, two subtypes of C3G are described – dense deposit disease (DDD) and C3 glomerulonephritis (C3GN) (208). The pathogenic process in C3G is presumed to be due to uncontrolled C3 and/or C5 convertases activation, leading to C3 deposits and intra-glomerular inflammation. Autoantibodies targeting the AP C3 convertase, named C3 nephritic factor, are present in more than 50% of C3G patients (235–237). Few genetic abnormalities have been identified. These include mutations of complement genes, coding for C3 (1 case) (238) and the regulator FH (<20 mutations) (237, 239). Mutations affecting FH gene result more frequently a protein deficiency in the plasma. More recently, mutations in the CFHR5 gene were reported, as well as rearrangements and copy number variations in the CFHR gene cluster (240–242). A particular form of C3GN is the CFHR5 nephropathy, characterized by a genetic defect in CFHR5, rendering it a strong competitor of FH. It is found in patients from of Cypriot descent (241, 243).

In C3G, genetic abnormalities affect the same genes as in aHUS, with a lesser frequency compared to aHUS, affecting only about 20% of the patients (209, 237). An interesting observation is that the mutations in FH and in FI, which are associated with C3G, are frequently the same, as the ones found in aHUS. They induce either complete or partial FH deficiency or functional defects in the N-terminal part of the protein (237). Mutations in the membrane anchoring C-terminal part of FH are found frequently in aHUS and nearly not in C3G. Therefore, the mutation itself (particularly the deficiencies of FH and FI and the mutations in the N-terminal part of FH) may not be sufficient to determine the type of the renal injury. The triggers of the AP dysregulation remain undetermined.

C3 nephritic factor and FH or FI mutations, inducing an overactivation of the AP are found also in patients with another type of membranoproliferative glomerulonephritis, associated with immunoglobulin deposits in the kidney – MPGN type I (237). Therefore, the role of the AP has to be considered even in diseases, for which CP activation is expected.

C3 사구체병증

C3 사구체병증은 사구체, 특히 중간엽 및 사구체 기저막을 따라 주로 C3 침착이 특징인 희귀 만성 신장 질환으로, 중간엽 세포 증식과 자주 연관됩니다. 면역형광 및 전자현미경으로 관찰된 C3 침착 패턴에 따라 C3G는 두 가지 하위 유형으로 분류됩니다: 고밀도 침착 질환(DDD)과 C3 사구체신염(C3GN) (208). C3G의 병리적 과정은 조절되지 않은 C3 및/또는 C5 전환효소 활성화로 인해 C3 침착과 사구체 내 염증이 발생하는 것으로 추정됩니다. C3 신염 인자(C3 nephritic factor)로 명명된 AP C3 전환효소를 표적으로 하는 자가항체가 C3G 환자의 50% 이상에서 검출된다(235–237). 확인된 유전적 이상은 드물며, C3(1례)(238) 및 조절인자 FH(20례 미만)(237, 239)를 암호화하는 보체 유전자 돌연변이를 포함한다. FH 유전자 변이는 혈장 내 단백질 결핍을 더 빈번하게 유발한다. 최근에는 CFHR5 유전자 변이 및 CFHR 유전자 군집 내 재배열과 복제수 변이가 보고되었다(240–242). C3GN의 특수 형태인 CFHR5 신병증은 CFHR5의 유전적 결함으로 인해 FH와 강력한 경쟁 관계를 형성하는 특징을 보인다. 이는 키프로스계 혈통 환자에서 발견된다(241, 243).

C3G에서는 유전적 이상이 aHUS와 동일한 유전자에 영향을 미치나, aHUS에 비해 빈도가 낮아 환자의 약 20%만 영향을 받는다(209, 237). 흥미로운 점은 C3G와 연관된 FH 및 FI 돌연변이가 aHUS에서 발견되는 것과 동일하게 나타난다는 것이다. 이들은 FH의 완전 또는 부분적 결핍을 유발하거나 단백질 N-말단 부분의 기능적 결함을 초래한다(237). 반면 FH의 막 고정 C-말단 부분 돌연변이는 aHUS에서 빈번히 발견되지만 C3G에서는 거의 관찰되지 않는다. 따라서 돌연변이 자체(특히 FH 및 FI 결핍과 FH N-말단 부분의 돌연변이)만으로는 신장 손상 유형을 결정하기에 충분하지 않을 수 있다. AP 조절 이상을 유발하는 요인은 여전히 밝혀지지 않았다.

AP의 과활성화를 유발하는 C3 신장병 인자 및 FH 또는 FI 돌연변이는 신장에 면역글로불린 침착이 동반되는 다른 유형의 막증식성 사구체신염인 MPGN I형 환자에서도 발견됩니다(237). 따라서 CP 활성화가 예상되는 질환에서도 AP의 역할을 고려해야 합니다.

Contribution of Complement in Diseases, Not Associated with Complement DefectsAge-Related Macular Degeneration

A particular polymorphism of FH (Y402H) is strongly associated with development of AMD, which is the first cause of blindness in the developed countries (244–247). The loss of central vision is associated with loss of photoreceptors and drusen formation in the retina (248). This is due to the constant exposure to light, smoking, the high-metabolic rate in the eye, and its particular sensibility to oxidative stress. Oxidized lipids and malondialdehyde are generated and if not properly handled by FH, they induce complement activation (249, 250) (Figure 11). FH binding to oxidized epitopes on altered or dying cells leads to inactivation of C3b to an anti-inflammatory fragment iC3b. Moreover, FH attenuates malondialdehyde-induced IL-8 production by macrophages and retinal pigment epithelial cells and decreases the expression‎ of genes involved in macrophage infiltration, inflammation, and neovascularization in the eye. At risk, FH variant H402 has a weaker capacity to interact with oxidized lipids and malondialdehyde in the drusen, thus allowing constant background complement activation, leading to retinal epithelial cells damage and macrophages activation (249, 250). These results explain the strong genetic association of the H402 with the risk of AMD. Increased risk for AMD is conferred also by polymorphisms in several other genes of the alternative complement pathway, including FI, C3, C2/FB, and C9 (251).

보체 결핍과 관련 없는 질환에서의 보체 기여도연령 관련 황반변성

FH의 특정 다형성(Y402H)은 선진국에서 실명의 주요 원인인 AMD 발병과 강력하게 연관되어 있다(244–247). 중심 시력 상실은 망막의 광수용체 손실 및 드루젠 형성과 연관됩니다(248). 이는 지속적인 빛 노출, 흡연, 눈의 높은 대사율, 그리고 산화 스트레스에 대한 특이적 민감성 때문입니다. 산화된 지질과 말론디알데하이드가 생성되며, FH에 의해 적절히 처리되지 않을 경우 보체 활성화를 유도합니다(249, 250) (그림 11). 변형되거나 사멸하는 세포의 산화 에피토프에 FH가 결합하면 C3b가 항염증성 단편 iC3b로 비활성화된다. 또한 FH는 대식세포와 망막색소상피세포에서 말론디알데히드에 의한 IL-8 생성을 억제하고, 안구 내 대식세포 침윤, 염증, 신생혈관 형성에 관여하는 유전자 발현을 감소시킨다. 위험 요인으로, FH 변이체 H402는 드루젠 내 산화 지질 및 말론디알데히드와의 상호작용 능력이 약해 지속적인 배경 보체 활성화를 허용함으로써 망막 상피 세포 손상과 대식세포 활성화를 유발한다(249, 250). 이러한 결과는 H402가 AMD 위험과 강한 유전적 연관성을 보이는 이유를 설명한다. AMD 위험 증가에는 대체 보체 경로의 여러 다른 유전자들(FI, C3, C2/FB, C9 포함)의 다형성도 기여한다(251).

FIGURE 11

Figure 11. Role of factor H Y402H polymorphism in age-related macular degeneration. FH binds to GAG, oxidized lipids, including malondialdehyde via CCP7 on the membrane of injured retinal epithelial (RPE) cells and protects them from complement attack. H402 variant has a weaker affinity to these products of the oxidative stress and protects less well the cells surface. Deposited C3b is not inactivated to iC3b and promotes complement activation. Less iC3b is generated, which contributes to the silent clearance of the injured cells. RPE cells are activated, secrete pro-inflammatory cytokines, and activate macrophages in their microenvironment. This chronic inflammation predisposes to AMD development with aging.

Genetic analyses revealed that the deletion of CFHR1 and CFHR3, which is a polymorphism in the normal population with varying frequency depending on the ethnicity between 2 and 20% (252), is a protective factor against development of AMD (253). CFHR1 and CFHR3 are natural deregulators of FH, competing with it for cell surface binding (241, 254, 255). Therefore, their absence will increase the local binding of FH to oxidized surfaces, leading to a better protection, thus explaining the protective effect of this deletion in AMD.

그림 11. 연령 관련 황반변성에서 인자 H Y402H 다형성의 역할. 인자 H(FH)는 손상된 망막상피세포(RPE) 막상의 CCP7을 통해 글리코사미노글리칸(GAG), 말론디알데히드를 포함한 산화된 지질에 결합하여 보체 공격으로부터 세포를 보호한다. H402 변이체는 이러한 산화 스트레스 생성물에 대한 친화력이 약해 세포 표면을 덜 효과적으로 보호한다. 침착된 C3b는 iC3b로 비활성화되지 않아 보체 활성화를 촉진한다. 생성되는 iC3b가 적어 손상된 세포의 무증상 제거에 기여한다. RPE 세포가 활성화되어 전염증성 사이토카인을 분비하고 미세환경 내 대식세포를 활성화한다. 이러한 만성 염증은 노화와 함께 AMD 발병을 촉진한다.

유전적 분석 결과, CFHR1 및 CFHR3의 결실(일반 인구에서 인종에 따라 2~20%의 빈도로 나타나는 다형성(252))이 AMD 발병에 대한 보호 인자임이 밝혀졌습니다(253). CFHR1과 CFHR3은 FH의 자연적 조절 억제제로, 세포 표면 결합을 위해 FH와 경쟁합니다(241, 254, 255) 따라서 이들의 부재는 산화된 표면에 대한 FH의 국소적 결합을 증가시켜 더 나은 보호 효과를 가져오며, 이는 AMD에서 이 결손의 보호 효과를 설명한다.

Cancer

Complement has been considered since a long time as an immune surveillance system against cancer, because complement is activated on the surface of tumor cells. Nevertheless, tumor cells develop inhibitory mechanisms for the terminal steps of the complement cascade, thus preventing complement-mediated cytotoxicity. Surprisingly, recent studies demonstrated that complement activation within the tumor microenvironment can promote tumor growth. Complement activation may support chronic inflammation, promote an immunosuppressive microenvironment, induce angiogenesis, and activate cancer-related signaling pathways. The mechanisms of these phenomena are not fully understood. Prolonged complement activation supports chronic inflammation, promotes an immunosuppressive microenvironment, induces angiogenesis, and activates cancer-related signaling pathways.

Several lines of evidence indicate a role for molecules of the complement system in tumor growth and metastasis, (Figure 12). C3, C4, or C5aR deficiencies prevent tumor growth in mice, potentially via inhibition of the CP and the generation of C5a, which has a potent inflammatory potential. In mouse models, the presence of C5a in the tumor microenvironment enhances tumor growth by recruitment of MDSC and increasing T cell-directed suppressive abilities (103, 256, 257). In a breast cancer model, C5aR facilitated metastasis in the lungs through different immune mechanisms in the metastatic niche, including the suppression of effector CD8(+) and CD4(+) T cell responses, the recruitment of immature myeloid cells and the generation of Tregs and a Th2-oriented response (258).

암

보체는 종양 세포 표면에서 활성화되기 때문에 오랫동안 암에 대한 면역 감시 시스템으로 여겨져 왔다. 그럼에도 불구하고 종양 세포는 보체 캐스케이드의 최종 단계를 억제하는 메커니즘을 발달시켜 보체 매개 세포 독성을 방지한다. 놀랍게도 최근 연구들은 종양 미세환경 내 보체 활성화가 종양 성장을 촉진할 수 있음을 입증했다. 보체 활성화는 만성 염증을 지원하고, 면역억제적 미세환경을 조성하며, 혈관신생을 유도하고, 암 관련 신호전달 경로를 활성화할 수 있다. 이러한 현상의 메커니즘은 완전히 이해되지 않았다. 지속적 보체 활성화는 만성 염증을 지원하고, 면역억제적 미세환경을 조성하며, 혈관신생을 유도하고, 암 관련 신호전달 경로를 활성화한다.

여러 증거들은 보체 시스템 분자들이 종양 성장과 전이에 역할을 한다는 것을 시사합니다(그림 12). C3, C4 또는 C5aR 결핍은 강력한 염증 유발 잠재력을 지닌 C5a의 생성 및 CP 억제를 통해 잠재적으로 마우스에서 종양 성장을 방지한다. 마우스 모델에서 종양 미세환경 내 C5a의 존재는 MDSC의 모집 및 T 세포 표적 억제 능력 증가를 통해 종양 성장을 촉진한다(103, 256, 257). 유방암 모델에서 C5aR은 전이 미세환경 내 다양한 면역 기전을 통해 폐 전이를 촉진했는데, 여기에는 효과기 CD8(+) 및 CD4(+) T 세포 반응 억제, 미성숙 골수세포 모집, Treg 생성 및 Th2 지향적 반응 유도 등이 포함된다(258).

FIGURE 12

Figure 12. Role of complement in cancer. Complement plays an important role in the chronic inflammation and tumor development. Tumor cells produce complement components and generate C3a, C5a, and C5b–9 in their microenvironment. This result in autocrine tumor cells stimulation, leading to proliferation, migration, and invasiveness. C5a stimulates MDSC, which dampen the immune response, suppressing cytotoxic T cells, and stimulate Treg. C3a, C5a, and C5b–9 promote angiogenesis, helping in tumor nutrient support and dissemination.

그림 12. 암에서 보체의 역할. 보체는 만성 염증과 종양 발생에 중요한 역할을 합니다. 종양 세포는 보체 성분을 생성하여 미세환경 내에서 C3a, C5a 및 C5b–9를 생성합니다. 이는 종양 세포의 자가분비 자극을 유발하여 증식, 이동 및 침습성을 증가시킵니다. C5a는 면역 반응을 약화시키고 세포독성 T 세포를 억제하며 Treg를 자극하는 MDSC를 활성화합니다. C3a, C5a 및 C5b–9는 혈관 신생을 촉진하여 종양의 영양 공급 및 전이를 돕습니다.

Cancer cells also secrete complement proteins that stimulate tumor growth upon activation via a direct autocrine effect through C3aR and C5aR signaling (256). In patients with ovarian or lung cancer, higher tumoral C3 or C5aR mRNA levels were associated with decreased overall survival. In addition, patients with non-small cell lung cancer have elevated C5a plasma levels (257).

C3a and C5a seem to have opposing effects during tumor development and in case of anti-tumor radiotherapy. While C3a and especially C5a promote tumor growth, radiotherapy-induced tumor cell death and transient local complement activation with production of C3a and C5a (259). The latter appeared crucial to the tumor response to radiotherapy and concomitant stimulation of tumor-specific immunity.

Overexpression‎ of FH has been described in non-small cell lung cancer cell lines and on non-small cell lung cancer biopsies (but not in small cell lung carcinoma and carcinoid cell lines) (260, 261), in bladder tumor cells (262), in cutaneous squamous cell carcinoma (cSCC) and cell lines (263), and in hepatocellular carcinoma tumors (264). Low titer anti-FH antibodies were also found in sera from patients with non-small cell lung cancer (265). Recent studies demonstrated that FH binds to pentraxin 3 (PTX3) in the tumor microenvironment, thus preventing local complement overactivation and generation of pro-tumorigenic C5a (266). Hence, deficiency of PTX3 accelerated tumor development in mouse models of drug-induced cancerogenesis. FI was also suggested to be associated with tumor development of cSCC (267). These results provided evidence for a potential role of FH and FI in the cancer development, but the mechanism of action are still unknown.

These examples clearly indicate that complement is indispensable immunosurveillance system, which needs to function with the right force when and where is needed. Therefore, therapeutic strategies are needed to adjust the level of complement activation in pathological conditions.

암세포는 또한 보체 단백질을 분비하여 C3aR 및 C5aR 신호전달을 통한 직접적인 자가분비 효과로 활성화 시 종양 성장을 자극합니다(256). 난소암 또는 폐암 환자에서 종양 내 C3 또는 C5aR mRNA 수준이 높을수록 전체 생존율이 낮게 나타났습니다. 또한 비소세포폐암 환자는 혈장 내 C5a 수치가 상승합니다(257).

C3a와 C5a는 종양 발생 과정 및 항종양 방사선 치료 시 상반된 효과를 보이는 것으로 보인다. C3a, 특히 C5a는 종양 성장을 촉진하는 반면, 방사선 치료는 종양 세포 사멸과 C3a 및 C5a 생성을 동반한 일시적 국소 보체 활성화를 유발한다(259). 후자는 방사선 치료에 대한 종양 반응과 종양 특이적 면역 자극에 결정적인 역할을 하는 것으로 나타났다.

FH 과발현은 비소세포폐암 세포주 및 비소세포폐암 생검 조직에서 보고되었으나 (소세포폐암 및 카르시노이드 세포주에서는 관찰되지 않음) (260, 261), 방광 종양 세포 (262), 피부 편평세포암종(cSCC) 및 세포주 (263), 간세포암종 종양 (264)에서도 관찰되었다. 비소세포폐암 환자의 혈청에서도 저농도 항-FH 항체가 발견되었다 (265)에서 발견되었다. 최근 연구에 따르면 FH는 종양 미세환경에서 펜트락신 3(PTX3)에 결합하여 국소 보체 과활성화와 종양 촉진성 C5a 생성을 억제한다(266). 따라서 PTX3 결핍은 약물 유발성 암 발생 마우스 모델에서 종양 발달을 가속화했다. FI 또한 cSCC 종양 발달과 연관성이 제시되었다 (267)의 종양 발생과 연관되어 있을 가능성이 제시되었다. 이러한 결과들은 FH와 FI가 암 발생에 잠재적 역할을 할 수 있다는 증거를 제공하지만, 그 작용 기전은 아직 알려지지 않았다.

이러한 사례들은 보체 시스템이 필수적인 면역 감시 체계이며, 필요할 때와 장소에서 적절한 강도로 기능해야 함을 분명히 보여준다. 따라서 병리학적 상태에서 보체 활성화 수준을 조절하기 위한 치료 전략이 필요하다.

Complement as a Therapeutic Target

Since C1q is produced by the myeloid cells, a bone marrow transplantation can overcome this deficiency. Such therapy was efficiently applied to a patient with SLE, resulting in normalization of C1q levels and improvement of the clinical status (268). Deficiency of C1INH in hereditary and autoimmune angioedema (which is not a complement-mediated disease, but induced by excessive production of bradykinin, which is a potent vasodilator) is efficiently treated by plasma derived or recombinant C1INH (269). Alternatively, missing soluble complement components can be introduced to the body by plasma exchange. This was successfully achieved for C1q (270) as well as for FH and FI deficiency in aHUS. Plasma therapy was the first line treatment for aHUS before the development of anti-C5 blocking antibody eculizumab (271, 272). Eculizumab binds to C5 and prevents its entry into the C5 convertase, thus blocking completely the generation of C5a and the formation of MAC (273). This therapeutic is approved for use in PNH and aHUS and gives excellent results (274, 275). Currently, clinical trials are ongoing for many different diseases, where complement is overactivated. Novel inhibitors are under development to block complement at different levels. Particular interest is focused on the blockers of complement at the level of C3 and the C3 convertase. C3b binding peptide compstatin and its derivatives prevent the entry of C3 into the C3 convertase (276, 277). Plasma derived or recombinant FH and recombinant soluble CR1 dissociate the alternative C3 convertase and serve as cofactors for FI (278). Targeted inhibitors like TT30 (FH CCP1–5:CR2) or mini FH (CCP1–4:CCP19–20) bring the regulatory N-terminal domains to the cell membrane, where they are needed to control complement activation (279–282).

치료 표적으로서의 보체

C1q는 골수세포에서 생성되므로 골수 이식으로 이 결핍을 극복할 수 있다. 이러한 치료법은 SLE 환자에게 효과적으로 적용되어 C1q 수치 정상화와 임상 상태 개선을 가져왔다(268). 유전성 및 자가면역성 혈관부종(보체 매개 질환이 아닌 강력한 혈관확장제인 브라디키닌의 과잉 생산으로 유발됨)에서 C1INH 결핍은 혈장 유래 또는 재조합 C1INH로 효과적으로 치료된다(269). 대안으로, 결핍된 용해성 보체 성분은 혈장 교환을 통해 체내에 도입될 수 있다. 이는 C1q(270)뿐만 아니라 aHUS에서의 FH 및 FI 결핍에서도 성공적으로 달성되었다. 항-C5 차단 항체 에쿨리주맙(eculizumab) 개발 이전에는 혈장 요법이 aHUS의 1차 치료법이었다(271, 272). 에쿨리주맙은 C5에 결합하여 C5 전환효소로의 진입을 차단함으로써 C5a 생성 및 MAC(273) 형성을 완전히 억제한다. 이 치료제는 PNH 및 aHUS에 사용이 승인되었으며 탁월한 결과를 보인다(274, 275). 현재 보체 과활성화가 발생하는 다양한 질환에 대한 임상시험이 진행 중이다. 보체를 다양한 단계에서 차단하는 새로운 억제제들이 개발 중이다. 특히 C3 및 C3 변환효소 단계에서 보체를 차단하는 물질에 관심이 집중되고 있다. C3b 결합 펩타이드 컴프스태틴(compstatin)과 그 유도체는 C3가 C3 변환효소로 진입하는 것을 방지한다(276, 277). 혈장 유래 또는 재조합 FH와 재조합 용해성 CR1은 대안 경로 C3 변환효소를 해리시키고 제1인자(FI)의 보조인자 역할을 한다(278). TT30(FH CCP1–5:CR2) 또는 미니 FH(CCP1–4:CCP19–20)와 같은 표적 억제제는 보체 활성화 조절에 필요한 조절성 N-말단 도메인을 세포막으로 이동시킵니다(279–282).

Conclusion

Complement plays a central role in the homeostasis and the installation of the adaptive innate immune response. By its supporting role in the clearance of apoptotic and necrotic cells, and its importance in the polarization of T lymphocytes and the humoral response by the cooperation with the B-lymphocytes, complement represents a real keystone of the immune system. This crucial role for the correct functioning of the organism is illustrated by the fact that both complement deficiencies and complement overactivation are associated with severe and life threatening diseases. The improvement of our understanding of the role of complement in health and disease opens up the possibility to use complement modulating drugs in the clinical practice.

결론

보체는 항상성 유지와 적응성 선천 면역 반응의 구축에 핵심적인 역할을 합니다. 사멸 세포 및 괴사 세포 제거를 지원하는 역할과 B 림프구와의 협력을 통한 T 림프구 분극 및 체액성 반응에서의 중요성을 통해 보체는 면역 체계의 진정한 핵심 요소입니다. 보체 결핍과 과활성화 모두 생명을 위협하는 중증 질환과 연관된다는 사실은 생체 기능의 정상적 수행에 있어 보체의 이 같은 중대한 역할을 잘 보여줍니다. 건강과 질병에서 보체 역할에 대한 이해가 깊어짐에 따라 임상 현장에서 보체 조절 약물을 활용할 가능성이 열리고 있습니다.

Conflict of Interest Statement

The authors declare that the research was conducted in the absence of any commercial or financial relationships that could be construed as a potential conflict of interest.

Acknowledgments

This work was supported by grants from: SIRIC-CARPEM and ARC no. PJA 20141201954 to LR and ANR Genopath 2009–2012 09geno03101I, APHP-PHRC AOM08198 and EU FP7 grant 2012-305608 (EURenOmics) to VF-B and by INSERM. The shapes of the cells used in this review are inspired by http://smart.servier.fr/servier-medical-art.

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