Re: plant stem cell 식물 유래 줄기세포 !! 2021

[문형철]

Plant J

. 2021 Mar 25;106(2):326–335. doi: 10.1111/tpj.15184

Plant stem cell research is uncovering the secrets of longevity and persistent growth

Masaaki Umeda 1,✉, Momoko Ikeuchi 2, Masaki Ishikawa 3,4, Toshiro Ito 1, Ryuichi Nishihama 5, Junko Kyozuka 6, Keiko U Torii 7,8, Akiko Satake 9, Gohta Goshima 10,11, Hitoshi Sakakibara 12

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PMCID: PMC8252613  PMID: 33533118

Summary

Plant stem cells have several extraordinary features: they are generated de novo during development and regeneration, maintain their pluripotency, and produce another stem cell niche in an orderly manner. This enables plants to survive for an extended period and to continuously make new organs, representing a clear difference in their developmental program from animals. To uncover regulatory principles governing plant stem cell characteristics, our research project ‘Principles of pluripotent stem cells underlying plant vitality’ was launched in 2017, supported by a Grant‐in‐Aid for Scientific Research on Innovative Areas from the Japanese government. Through a collaboration involving 28 research groups, we aim to identify key factors that trigger epigenetic reprogramming and global changes in gene networks, and thereby contribute to stem cell generation. Pluripotent stem cells in the shoot apical meristem are controlled by cytokinin and auxin, which also play a crucial role in terminating stem cell activity in the floral meristem; therefore, we are focusing on biosynthesis, metabolism, transport, perception, and signaling of these hormones. Besides, we are uncovering the mechanisms of asymmetric cell division and of stem cell death and replenishment under DNA stress, which will illuminate plant‐specific features in preserving stemness. Our technology support groups expand single‐cell omics to describe stem cell behavior in a spatiotemporal context, and provide correlative light and electron microscopic technology to enable live imaging of cell and subcellular dynamics at high spatiotemporal resolution. In this perspective, we discuss future directions of our ongoing projects and related research fields.

식물 줄기세포는 

여러 가지 특이한 특성을 가지고 있습니다: 

발달과 재생 과정에서 새롭게 생성되며, 

다능성을 유지하며, 

질서정연하게 다른 줄기세포 미세환경을 생성합니다. 

이는 식물이 장기간 생존하고 새로운 장기를 지속적으로 생성할 수 있게 하며, 

동물과의 발달 프로그램에서 명확한 차이를 보여줍니다. 

식물 줄기세포의 특성을 규율하는 조절 원리를 규명하기 위해, 

우리 연구 프로젝트 '식물 활력의 기반이 되는 다능성 줄기세포의 원리'는 

2017년 일본 정부로부터 혁신적 연구 분야 지원금(Grant-in-Aid for Scientific Research on Innovative Areas)을 받아 

시작되었습니다. 

28개 연구 그룹의 협력을 통해, 

에피제네틱 재프로그래밍과 유전자 네트워크의 전역적 변화를 유발하는 핵심 요인을 식별하고, 

이를 통해 줄기세포 생성에 기여하는 것을 목표로 합니다. 

줄기 끝 분열 조직의 다능성 줄기세포는 

사이토킨인과 옥신에 의해 조절되며, 

이 호르몬들은 꽃 분열 조직에서 줄기세포 활동 종결에도 중요한 역할을 합니다. 

따라서 

우리는 이러한 호르몬의 생합성, 대사, 운반, 인식, 신호전달 과정을 연구하고 있습니다. 

또한 

DNA 스트레스 하에서 비대칭 세포 분열과 줄기세포 사멸 및 재생 메커니즘을 규명함으로써 

식물 특유의 줄기세포 유지 메커니즘을 밝히는 데 기여할 것입니다. 

기술 지원 팀은 

단일 세포 오믹스를 확장하여 공간적·시간적 맥락에서 줄기세포 행동을 설명하고, 

세포 및 세포 내 동역학을 고해상도로 관찰할 수 있는 상관 광학 및 전자 현미경 기술을 제공합니다. 

이 관점에서 

우리는 진행 중인 프로젝트의 미래 방향과 관련 연구 분야를 논의합니다.

Keywords: stem cell, pluripotency, reprogramming, meristem, asymmetric cell division, genome stability

Significance Statement

Plant stem cells are distinct from animal tissue stem cells in that they maintain pluripotency throughout life. Here we highlight achievements and future perspectives of our projects on stem cell research, including reprogramming, hormonal and epigenetic regulation of stemness, meristem determinacy, and the control of asymmetric division and genome integrity in plant stem cells.

INTRODUCTION

Plants have remarkable longevity: some trees can live for up to thousands of years. Many plant species age rapidly after flowering, while without flowering they stay alive for a long time; for instance, perennial rice (Oryza sativa) plants can be multiplied by separating a parent plant before ear emergence, and if the gene encoding the flowering hormone ‘florigen’ is suppressed, individual plants can survive for many years (Komiya et al., 2008). In addition, plants have the ability to continuously generate organs throughout life under fluctuating environments. These features enable plants to flourish all over the earth, thereby contributing to environmental preservation, the human food supply, and biomass production.

The source of plant longevity and persistent growth is stem cells, which remain pluripotent and are preserved in tissues throughout life. In animals, pluripotent stem cells disappear soon after early embryogenesis, and, in the adult body, tissue homeostasis is maintained by multipotent stem cells, called tissue stem cells, that are capable of differentiating only into specific cell types (Figure 1). Consequently, post‐embryonic organ formation ceases at an early point during animal development. In contrast, plant pluripotent stem cells continuously proliferate to generate aboveground tissues, supporting sustained growth (Figure 1). Although each root stem cell is unipotent, root tip excision gives rise to regeneration of the stem cell niche above the excision point, implying a high reprogramming potential of root cells (Birnbaum, 2016). However, despite many genetic investigations over the last 30 years, our knowledge of the intrinsic properties of plant stem cells is limited, and their characteristics have been studied principally at the meristem level rather than the cellular level. As a result, how stem cell populations are augmented in vivo and how pluripotent stem cells are maintained over a prolonged period still remain fundamental questions in biology.

소개

식물은 

놀라운 수명을 가지고 있습니다: 

일부 나무는 수천 년 동안 살 수 있습니다. 

많은 식물 종은 개화 후 빠르게 노화하지만, 

개화하지 않으면 오랫동안 살아남을 수 있습니다. 

예를 들어, 

다년생 쌀(Oryza sativa)은 이삭이 나오기 전에 모종을 분리하여 번식할 수 있으며, 

개화 호르몬인 '플로리겐'을 암호화하는 유전자가 억제되면 개체는 

수년 동안 생존할 수 있습니다 (Komiya 외, 2008). 

또한 

식물은 

변동하는 환경에서도 평생 동안 장기를 지속적으로 생성할 수 있습니다. 

이러한 특징은 

식물이 지구 전역에서 번영할 수 있게 하며, 

환경 보존, 인간 식량 공급, 생물량 생산에 기여합니다. 

식물의 장수성과 지속적인 성장의 원천은 

평생 동안 조직 내에 다능성을 유지하며 보존되는 줄기세포입니다. 

동물에서는 

다능성 줄기세포가 초기 배아 발생 후 곧 사라지며, 

성체에서는 특정 세포 유형으로만 분화할 수 있는 

다분화성 줄기세포(조직 줄기세포)가 조직의 균형을 유지합니다(그림 1). 

따라서 

동물에서는 배아 후 장기 형성이 발달 초기 단계에서 중단됩니다. 

반면 

식물의 다능성 줄기세포는 

지상 조직을 생성하기 위해 지속적으로 증식하며 

지속적인 성장을 지원합니다(그림 1). 

각 뿌리 줄기세포는 

단일 분화능을 가집니다. 

그러나 

뿌리 끝 부분을 절제하면 

절제 부위 위의 줄기세포 미세환경에서 줄기세포 재생이 발생하며, 

이는 뿌리 세포의 높은 재프로그래밍 잠재력을 시사합니다(Birnbaum, 2016). 

그러나 

지난 30년간의 유전적 연구에도 불구하고, 

식물 줄기세포의 내재적 특성에 대한 이해는 제한적이며, 

주로 분열 조직 수준에서 연구되어 왔을 뿐 세포 수준에서의 연구는 부족합니다. 

결과적으로, 

생체 내에서 줄기세포 집단의 증식이 어떻게 이루어지는지, 

그리고 다능성 줄기세포가 장기간 유지되는 메커니즘은 생물학의 근본적인 질문으로 남아 있습니다.

Figure 1.

Stem cells in plants and animals.

Stem cells in the apical and axillary meristems in shoots maintain pluripotency, and their population continuously increases in number during development (pink). Root stem cells are unipotent, but different types are cooperatively involved in root development (blue). In animals, pluripotent stem cells disappear soon after early embryogenesis, and, in the adult body, tissue (adult or somatic) stem cells differentiate into specific cell types and maintain tissue homeostasis.

To address these questions, we launched a project focusing on plant stem cells in 2017, entitled ‘Principles of pluripotent stem cells underlying plant vitality’, which is supported by a Grant‐in‐Aid for Scientific Research on Innovative Areas from the Ministry of Education, Culture, Sports, Science and Technology, Japan (http://www.plant‐stem‐cells.jp/en/). Twenty‐eight researchers from different fields are studying plant stem cell proliferation and maintenance using Arabidopsis thaliana, O. sativa, Lotus japonicus, Marchantia polymorpha, Physcomitrium (Physcomitrella) patens, trees such as Lithocarpus edulis and Betula platyphylla, and more. Comparative analyses of different stem cell types in diverse plant species enable us to obtain key information about pluripotency and stemness. Several animal researchers also participate in the project and provide clues to compare the characteristic features of plant and animal stem cells, highlighting plant‐specific mechanisms underlying the maintenance of genome integrity. Two independent groups apply new technologies such as single‐cell analysis and correlative light and electron microscopy to draw a complete picture of stem cell behavior in a spatiotemporal context. In this article, we introduce some of our ongoing studies that will uncover the prominent features of plant stem cells and discuss recent findings and future perspectives in the research fields of reprogramming, hormonal and epigenetic regulation of stemness, meristem determinacy, asymmetric cell division, and genome stability.

식물과 동물에서의 줄기세포.

줄기의 첨단과 측부 분열조직에 존재하는 줄기세포는

다능성을 유지하며, 발달 과정에서

그 개체 수가 지속적으로 증가합니다(분홍색).

뿌리 줄기세포는 단일 기능적이지만,

뿌리 발달에 다양한 유형이 협력적으로 관여합니다(파란색).

동물에서는 다능성 줄기세포가 초기 배아 발생 후 곧 사라지며,

성체 조직(성체 또는 체세포) 줄기세포는 특정 세포 유형으로 분화되어 조직의 균형을 유지합니다.

이러한 질문에 답변하기 위해 우리는 2017년 '식물 활력의 기반이 되는 다능성 줄기세포의 원리'라는 제목의 프로젝트를 시작했으며, 이는 일본 문부과학성(MEXT)의 혁신적 연구 분야 과학 연구 보조금(Grant-in-Aid for Scientific Research on Innovative Areas)의 지원을 받고 있습니다(http://www.plant‐stem‐cells.jp/en/). 28명의 다양한 분야의 연구자들이 아라비도프시스 탈리아나(Arabidopsis thaliana), 오리자 사티바(O. sativa), 로투스 자포니쿠스(Lotus japonicus), 마르칸티아 폴리모르파(Marchantia polymorpha), 피스코미트리움(Physcomitrella) 패텐스, 리토카르푸스 에둘리스(Lithocarpus edulis)와 베툴라 플라티필라(Betula platyphylla) 등 다양한 식물과 나무를 대상으로 줄기세포의 증식과 유지 메커니즘을 연구하고 있습니다.

다양한 식물 종의 서로 다른 줄기세포 유형에 대한 비교 분석을 통해 다능성과 줄기세포 특성에 대한 핵심 정보를 얻을 수 있습니다. 동물 연구자들도 프로젝트에 참여해 식물과 동물 줄기세포의 특징적 특성을 비교하는 단서를 제공하며, 유전체 무결성 유지에 기여하는 식물 특이적 메커니즘을 강조합니다. 두 개의 독립된 연구 그룹은 단일 세포 분석과 상관 광학 및 전자 현미경과 같은 새로운 기술을 적용하여 공간적·시간적 맥락에서 줄기세포의 행동을 종합적으로 규명하고 있습니다. 본 논문에서는 식물 줄기세포의 주요 특징을 규명하기 위한 진행 중인 연구 일부를 소개하며, 재프로그래밍, 호르몬 및 에피게놈 조절, 분열 결정성, 비대칭 세포 분열, 유전체 안정성 등 연구 분야의 최신 성과와 미래 전망을 논의합니다.

FORMATION OF STEM CELLS

Plant stem cells arise during embryogenesis and are preserved throughout life. Stem cells can also be generated de novo, as observed during lateral root formation. Besides stem cell formation in normal developmental programs, plants can easily generate stem cells during tissue regeneration (Figure 1). In most cases of tissue regeneration or wound healing in animals, tissue stem cells (e.g., neoblasts in planarians) are reactivated to form new organs or to replace lost parts of the body, and differentiated cells rarely acquire stem cell fate. In contrast, wounded plants are able to generate new stem cells with higher potency by reprogramming of differentiated cells with limited potency (Birnbaum and Sanchez Alvarado, 2008). At wound sites, flowering plants first activate cell division and form cell clumps called calli, which then generate stem cells for shoots or roots depending on their position within the plant body (Ichihashi et al., 2020; Ikeuchi et al., 2019). In tissue culture, these processes are often enhanced by exogenously supplied hormones, such as auxin and cytokinin.

Previous studies identified several APETALA2/ETHYLENE RESPONSE FACTOR (AP2/ERF) transcription factors as key regulators for regeneration that are quickly induced after wounding, such as WOUND INDUCED DEDIFFERENTIATION 1 (WIND1), ERF113/RELATED TO AP2 L (RAP2.6L), ERF109, and ERF115 in Arabidopsis (Che et al., 2006; Iwase et al., 2011; Zhang et al., 2019; Zhou et al., 2019). Some of them may act as ‘pioneer factors’ that engage silenced gene loci to render them accessible to epigenetic regulators for reprogramming in somatic cells (Iwafuchi‐Doi and Zaret, 2014), as Yamanaka factors do in differentiated mammalian cells to induce pluripotent stem cells. In P. patens, when a leaf is excised from a leafy shoot gametophore and cultivated on growth medium, cells facing the cut are reprogrammed into chloronema apical stem cells (Ishikawa et al., 2011) (Figure 2a). Research from our project revealed that STEM CELL‐INDUCING FACTOR 1 (STEMIN1), encoding an AP2/ERF transcription factor, is induced in cells undergoing reprogramming and that its ectopic expression‎ in gametophores changes leaf cells into stem cells in the absence of wound signals (Ishikawa et al., 2019) (Figure 2a). Removal of repressive trimethylation at lysine 27 of histone H3 (H3K27me3) was detected at genes directly targeted by STEMIN1, such as the D‐type cyclin gene CYCD;1, after STEMIN1 binding, suggesting a role for STEMIN1 as a pioneer factor (Ishikawa et al., 2019) (Figure 2a). Other research demonstrated that wounding triggers histone H3 acetylation at a subset of wound‐induced genes including RAP2.6L (Rymen et al., 2019). Interestingly, histone H3 located at early wound‐induced genes, such as WIND1, is acetylated prior to wounding, suggesting that these genes are on standby for a quick response to wounding.

줄기세포의 형성

식물 줄기세포는 배아 발생 과정에서 발생하며 생애 내내 유지됩니다. 줄기세포는 정상적인 발달 프로그램 외에도 조직 재생 과정에서 새롭게 생성될 수 있습니다(그림 1). 동물에서 조직 재생이나 상처 치유 시 대부분의 경우 조직 줄기세포(예: 플라나리아의 네오블라스)가 활성화되어 새로운 장기를 형성하거나 몸의 손실된 부분을 대체하며, 분화된 세포는 거의 줄기세포로 분화하지 않습니다. 반면 상처받은 식물은 제한된 분화 잠재력을 가진 분화된 세포를 재프로그래밍하여 더 높은 분화 잠재력을 가진 새로운 줄기세포를 생성할 수 있습니다(Birnbaum and Sanchez Alvarado, 2008). 상처 부위에서 꽃식물은 먼저 세포 분열을 활성화하여 세포 덩어리인 칼리(calli)를 형성하며, 이는 식물 체내 위치에 따라 줄기나 뿌리를 생성하는 줄기세포를 생성합니다(Ichihashi et al., 2020; Ikeuchi et al., 2019). 조직 배양에서는 이러한 과정이 옥신과 사이토키닌과 같은 외부에서 공급된 호르몬에 의해 종종 강화됩니다.

이전 연구에서는 상처 발생 후 빠르게 유도되는 재생의 핵심 조절인자로 APETALA2/ETHYLENE RESPONSE FACTOR (AP2/ERF) 전사 인자 여러 개가 식별되었습니다. 예를 들어 WOUND INDUCED DEDIFFERENTIATION 1 (WIND1), ERF113/RELATED TO AP2 L (RAP2.6L), ERF109, 및 ERF115가 식물에서 식별되었습니다(Che et al., 2006; Iwase et al., 2011; Zhang et al., 2019; Zhou et al., 2019). 이 중 일부는 체세포에서 재프로그래밍을 위해 에피제네틱 조절 인자에 의해 접근 가능하도록 침묵된 유전자 위치를 활성화하는 '선구자 인자'로 작용할 수 있습니다(Iwafuchi-Doi and Zaret, 2014). 이는 분화된 포유류 세포에서 다능성 줄기세포를 유도하는 야마나카 인자와 유사한 역할을 합니다. P. patens에서 잎이 있는 줄기 가메토포어에서 잎을 절제하고 배양 매체에서 배양할 때, 절단 부위를 향한 세포는 클로로네마 첨단 줄기 세포로 재프로그래밍됩니다(Ishikawa et al., 2011) (그림 2a). 우리 프로젝트의 연구에 따르면, AP2/ERF 전사 인자를 암호화하는 STEM CELL-INDUCING FACTOR 1 (STEMIN1)이 재프로그래밍을 거치는 세포에서 유도되며, 생식세포에서 이소성 발현이 일어나면 상처 신호가 없는 상태에서도 잎 세포가 줄기 세포로 변화한다는 것이 밝혀졌습니다 (Ishikawa et al., 2019) (그림 2a). STEMIN1 결합 후 STEMIN1에 직접적으로 표적되는 유전자(예: D형 사이클린 유전자 CYCD;1)에서 히스톤 H3의 라이신 27 위치에 대한 억제성 트리메틸화(H3K27me3)가 제거된 것이 관찰되었으며, 이는 STEMIN1이 선구자 인자로서의 역할을 시사합니다(Ishikawa et al., 2019) (그림 2a). 다른 연구에서는 상처가 RAP2.6L을 포함한 상처 유도 유전자 집합에서 히스톤 H3 아세틸화를 유발한다는 것이 밝혀졌습니다(Rymen et al., 2019). 흥미롭게도 WIND1과 같은 초기 상처 유도 유전자에 위치한 히스톤 H3는 상처 발생 전에 아세틸화되어 있으며, 이는 이러한 유전자들이 상처에 대한 빠른 반응을 위해 대기 상태에 있음을 시사합니다.

Figure 2.

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Stem cell formation and asymmetric division.

(a) Formation of stem cells in P. patens. (i) When a leaf is excised from a gametophore, leaf cells facing the cut express STEMIN1 (green) and subsequently convert into chloronema apical stem cells. (ii) When STEMIN1 is induced in gametophores, leaf cells directly convert into chloronema apical stem cells without excision. Wounding induces STEMIN1, which then binds to the CYCD;1 promoter and confers removal of H3K27me3 and concomitant induction of CYCD;1 (right panel). Bars = 200 µm.

(b) Asymmetric division of a stem cell. The dynamics of the microtubule (MT)‐based structures (green) and chromosomes (blue) are shown. Magenta represents asymmetrically localized polarity factors and fate determinants. In plants that do not possess centrosomes, non‐centrosomal microtubule organizing centers emerge during prophase and control metaphase spindle orientation. They are called the gametosome in moss, polar organizer (PO) in liverwort, and polar cap (or prospindle) in seed plants. The structures appear transiently and are no longer visible after nuclear envelope breakdown (NEBD).

줄기세포 형성 및 비대칭 분열.

(a) P. patens에서의 줄기세포 형성. (i) 가메토포어에서 잎을 절제할 때, 절단 부위를 향한 잎 세포는 STEMIN1 (녹색)을 발현한 후 클로로네마 첨단 줄기세포로 전환됩니다. (ii) 가메토포어에서 STEMIN1을 유도하면, 잎 세포는 절제 없이 직접 클로로네마 첨단 줄기세포로 전환됩니다. 상처는 STEMIN1을 유도하며, 이는 CYCD;1 프로모터에 결합하여 H3K27me3의 제거와 동시에 CYCD;1의 발현을 유도합니다(우측 패널). 바 = 200 µm.

(b) 줄기세포의 비대칭 분열. 미세관(MT) 기반 구조(녹색)와 염색체(파란색)의 동역학이 표시되어 있습니다. 마젠타는 비대칭적으로 국소화된 극성 인자 및 운명 결정 인자를 나타냅니다. 중심체를 갖지 않는 식물에서, 중심체 비의존적 미세관 조직 중심체가 전상기 동안 형성되어 메타상기 spindle 방향을 조절합니다. 이 구조는 이끼에서 gametosome, 간상식물에서 polar organizer (PO), 종자 식물에서 polar cap (또는 prospindle)로 불립니다. 이 구조들은 일시적으로 나타나며 핵막 파괴 (NEBD) 후에는 더 이상 관찰되지 않습니다.

Our project aims to answer the following three questions about de novo stem cell formation. (i) How does wounding activate key transcription factors? Recent studies demonstrated that in root regeneration, the defense‐related stress hormone jasmonate (JA) is elevated upon wounding and induces ERF109 and ERF115 expression‎ (Zhang et al., 2019; Zhou et al., 2019). However, its role seems to be context‐dependent, as JA signaling inhibits callus formation after hypocotyl cutting (Ikeuchi et al., 2017). We recently found DNA strand break‐induced reprogramming via STEMIN1 induction in P. patens (Gu et al., 2020), which provides a new perspective on the issue of DNA damage‐dependent regeneration. (ii) How are cell cycle progression and establishment of stem cell fate coupled? Reprogramming of differentiated cells into stem cells requires coordination between cell cycle progression and acquisition of new cell fate. Previous findings suggest that, in some cases, cell fate is altered without cell cycle activation; for instance, in P. patens leaves, cell fate changes independently of cell cycle progression (Ishikawa et al., 2011), and shoot organogenesis in Torenia fournieri occurs directly from leaf explants without callus induction (Bridgen et al., 1994). Therefore, even the nature or the sequence of molecular events for cell cycle activation and stem cell fate determination remain poorly understood thus far. We aim to answer these questions by comparing various experimental systems and taking single‐cell approaches. (iii) How is de novo stem cell formation regulated? In many angiosperm species, pericycle cells are known to have the remarkable capacity to give rise to stem cells, for example during lateral root formation or tissue culture‐based shoot meristem formation. Our project is now uncovering the molecular basis of this outstanding feature of pericycle cells to generate stem cells. Although many factors involved in organ development and stem cell maintenance have been shown to be associated with de novo stem cell formation, it remains unclear whether they have crucial roles in direct reprogramming of somatic cells into stem cells. The legume L. japonicus forms root nodules in response to infection by nitrogen‐fixing bacteria, which activates the cell cycle in the cortex by inducing the RWP‐RK transcription factor NODULE INCEPTION (NIN) and may trigger stem cell formation (Ferguson et al., 2019; Ichihashi et al., 2020). Gemma formation in M. polymorpha requires the MYB transcription factor GEMMA CUP‐ASSOCIATED MYB1 (GCAM1), overexpression‎ of which generates a mass of undifferentiated cells (Yasui et al., 2019). These transcription factors are likely to play a key role in de novo stem cell formation during development; thus, further studies will deepen our understanding of the mechanisms underlying the acquisition of stemness and shed light on the conservation and divergence of reprogramming machineries in land plants.

우리 프로젝트는 새로운 줄기세포 형성에 대한 다음 세 가지 질문에 답하는 것을 목표로 합니다.

(i) 상처가 어떻게 핵심 전사 인자를 활성화하나요?

최근 연구에서 뿌리 재생 시 방어 관련 스트레스 호르몬인 자스모네이트(JA)가 상처 발생 시 증가하여 ERF109 및 ERF115 발현을 유도한다는 것이 밝혀졌습니다(Zhang et al., 2019; Zhou et al., 2019). 그러나 그 역할은 맥락에 따라 달라지는 것으로 보입니다. JA 신호전달은 hypocotyl 절단 후 캘러스 형성을 억제합니다(Ikeuchi et al., 2017). 우리는 최근 P. patens에서 STEMIN1 유도를 통한 DNA 가닥 파손에 의한 재프로그래밍을 발견했습니다 (Gu et al., 2020). 이는 DNA 손상에 의존하는 재생에 대한 새로운 관점을 제시합니다.

(ii) 세포주기 진행과 줄기세포의 운명 결정은 어떻게 연결되어 있습니까?

분화된 세포를 줄기세포로 재프로그래밍하려면 세포주기 진행과 새로운 세포 운명의 획득이 조화를 이루어야 합니다. 이전 연구 결과는 일부 경우 세포 운명이 세포 주기 활성화 없이 변경될 수 있음을 제시합니다. 예를 들어, P. patens 잎에서 세포 운명은 세포 주기 진행과 독립적으로 변경됩니다(Ishikawa et al., 2011), 그리고 Torenia fournieri의 줄기 기관 발생은 콜러스 유도 없이 잎 조직 조각에서 직접 발생합니다(Bridgen et al., 1994). 따라서, 세포 주기 활성화와 줄기세포 운명 결정의 분자적 사건의 본질이나 순서도 현재까지 잘 이해되지 않고 있습니다. 우리는 다양한 실험 시스템을 비교하고 단일 세포 접근법을 통해 이러한 질문에 답하고자 합니다.

(iii) 새로운 줄기세포 형성은 어떻게 조절되나요?

많은 피자식물 종에서, 페리사이클 세포는 줄기세포를 생성하는 놀라운 능력을 가지고 있습니다. 예를 들어, 측근 형성이나 조직 배양 기반 줄기 분열 조직 형성 시에 이러한 현상이 관찰됩니다. 우리 프로젝트는 페리사이클 세포가 줄기세포를 생성하는 이 독특한 특성의 분자적 기반을 규명하고 있습니다. 기관 발달과 줄기세포 유지에 관여하는 많은 요인들이 신규 줄기세포 형성과 연관되어 있지만, 이들이 체세포를 줄기세포로 직접 재프로그래밍하는 데 결정적인 역할을 하는지 여부는 여전히 불분명합니다. 콩과 식물 L. japonicus는 질소 고정 세균의 감염에 반응하여 뿌리 결절을 형성하며, 이는 RWP-RK 전사 인자 NODULE INCEPTION (NIN)을 유도하여 피질의 세포 주기를 활성화시키고 줄기세포 형성을 촉발할 수 있습니다 (Ferguson et al., 2019; Ichihashi et al., 2020). M. polymorpha의 Gemma 형성은 MYB 전사 인자 GEMMA CUP-ASSOCIATED MYB1 (GCAM1)에 의존하며, 이 인자의 과발현은 미분화 세포의 대량 형성을 유발합니다(Yasui et al., 2019). 이 전사 인자들은 발달 과정에서 새로운 줄기세포 형성에 핵심적인 역할을 할 가능성이 높습니다. 따라서 추가 연구는 줄기세포성 획득의 메커니즘을 이해하는 데 기여할 뿐만 아니라 육상 식물에서 재프로그래밍 기계 장치의 보존과 분화 과정을 밝히는 데도 중요한 단서를 제공할 것입니다.

EPIGENETIC CONTROL OF STEM CELLS

Recent cell type‐specific epigenome profiling has looked for characteristics of plant stem cells that are potentially embedded in chromatin status. Sijacic et al. (2018) collected nuclei from CLAVATA3 (CLV3)‐expressing stem cells in the Arabidopsis shoot apical meristem (SAM) using the isolation of nuclei tagged in specific cell types (INTACT) nuclear capture method (Deal and Henikoff, 2010), and profiled chromatin accessibility by assay for transposase‐accessible chromatin sequencing (ATAC‐seq). Comparing the ATAC‐seq profile of the stem cells with that of differentiated mesophyll cells revealed that the two cell populations do not display a clear qualitative difference in most genomic loci, but rather preferential enrichment in each cell type (Sijacic et al., 2018). Notably, ‘open’ chromatin regions enriched in differentiated cells are already open in stem cells. It is tempting to speculate that stem cells are already prepared for transcription factor binding signifying differentiation and that this feature is associated with the pluripotency of plant stem cells. Plants also safeguard the genome of stem cells against mobilization of transposable elements to ensure faithful inheritance of their genetic information. By transcriptome and DNA methylome profiling of stem cells within the SAM, Gutzat et al. (2020) revealed that transposable elements become increasingly methylated in the CHG context and transcriptionally silenced as Arabidopsis plants undergo the transition from vegetative to reproductive stage. Higo et al. (2020) observed a similar trend of increased methylation in the CHH context in the rice meristem, together suggesting that plants modulate the DNA methylation status of stem cells, thereby maintaining genome integrity, according to developmental stages.

Given that stem cells have some discernible characteristic features in their epigenome status, it is of great interest to illuminate epigenome reconfiguration during de novo establishment of stem cells from somatic cells or during cellular reprogramming. Among DNA or histone modifications, the repressive mark H3K27me3 is best characterized by its key roles in the control of cellular differentiation and reprogramming (Ikeuchi et al., 2015b). POLYCOMB REPRESSIVE COMPLEX 2 (PRC2) is responsible for the deposition of H3K27me3 and maintains the repressed status of target loci. Genetic evidence showed that PRC2 is required for the maintenance of differentiated status in mature cells by preventing the ectopic onset of cellular de‐differentiation (Ikeuchi et al., 2015a; Mozgová et al., 2017) and may prevent hazardous cellular reprogramming within the context of tissue development. A longstanding question is how H3K27me3‐targeted genes become reactivated during cellular reprogramming. As mentioned above, the transcription factor STEMIN1 controls removal of H3K27me3 and concomitant induction of CYCD;1 expression‎ in P. patens (Ishikawa et al., 2019) (Figure 2a). Detailed mechanisms of how STEMIN1 modifies histone marks within the target loci still remain unclear; therefore, we are examining various possibilities such as histone demethylase‐mediated regulation. Yan et al. (2020) proposed another mechanism for depleting repressive histone marks: H3K27me3‐marked histones are replaced by the histone variant H3.15, which is not targeted by PRC2, thereby evading polycomb group (PcG)‐mediated repression and enabling cellular reprogramming. Our project aims to eval‎uate the potential contribution of these mechanisms to cellular reprogramming.

To fully understand the epigenetic regulation of plant stem cells, it is imperative to unravel their behavior at high spatiotemporal resolution. Our project is developing single‐cell technologies, including single‐cell ATAC‐seq combined with fate tracking, which will bring new insights into epigenetic regulation underpinning the heterogeneity, robustness, and stochasticity in stem cell behavior.

에피제네틱 조절과 줄기세포

최근 세포 유형 특이적 에피제놈 프로파일링은 염색질 상태에 내재되어 있을 수 있는 식물 줄기세포의 특성을 탐구해 왔습니다. Sijacic 등 (2018)은 아라비도프시스(Arabidopsis)의 줄기 끝 분열 조직(SAM)에서 CLAVATA3 (CLV3)를 발현하는 줄기세포의 핵을 특정 세포 유형에 표지된 핵 분리(INTACT) 핵 포집 방법(Deal and Henikoff, 2010)을 사용하여 수집하고, 전사체 접근성 분석을 위한 전사체 접근성 시퀀싱(ATAC-seq)을 통해 염색질 접근성을 프로파일링했습니다. 줄기세포의 ATAC-seq 프로파일과 분화된 중간엽 세포의 프로파일을 비교한 결과, 대부분의 유전체 위치에서 두 세포 집단 간 명확한 질적 차이는 관찰되지 않았으며, 오히려 각 세포 유형에서 선호적 풍부화가 나타났습니다(Sijacic et al., 2018). 특히, 분화된 세포에서 풍부한 ‘열린’ 염색질 영역은 이미 줄기세포에서 열려 있었습니다. 줄기세포가 분화를 의미하는 전사 인자 결합에 이미 준비되어 있으며, 이 특성이 식물 줄기세포의 다능성과 연관되어 있을 가능성이 있습니다. 식물은 줄기세포의 유전적 정보를 정확히 전달하기 위해 전이 요소 이동으로부터 줄기세포의 유전체를 보호합니다. SAM 내 줄기세포의 전사체 및 DNA 메틸로ーム 프로파일링을 통해 Gutzat 등(2020) (2020)은 아라비도프스 식물이 생식 단계로 전환되는 과정에서 CHG 맥락에서 이동성 요소가 점차 메틸화되고 전사적으로 침묵된다는 것을 밝혀냈습니다. Higo 등(2020)은 쌀 분열 조직에서 CHH 맥락에서 메틸화가 증가하는 유사한 경향을 관찰했으며, 이는 식물이 발달 단계에 따라 줄기 세포의 DNA 메틸화 상태를 조절하여 유전체 무결성을 유지한다는 것을 시사합니다.

줄기세포는 에피게놈 상태에서 일부 명확한 특징을 가지고 있기 때문에, 체세포에서 줄기세포의 신규 형성 또는 세포 재프로그래밍 과정에서 에피게놈 재구성 과정을 밝히는 것은 큰 관심을 끌고 있습니다. DNA 또는 히스톤 변형 중 억제 표지인 H3K27me3는 세포 분화 및 재프로그래밍 조절에서의 핵심 역할로 가장 잘 알려져 있습니다(Ikeuchi et al., 2015b). 폴리콤 억제 복합체 2(PRC2)는 H3K27me3의 침착을 담당하며 표적 부위의 억제 상태를 유지합니다. 유전적 증거는 PRC2가 성숙 세포의 분화 상태 유지에 필수적이며, 세포 탈분화의 비정상적 발현을 방지함으로써(Ikeuchi et al., 2015a; Mozgová et al., 2017) 조직 발달 맥락에서 위험한 세포 재프로그래밍을 방지할 수 있음을 보여주었습니다. 장기간의 질문은 세포 재프로그래밍 동안 H3K27me3 표적 유전자가 어떻게 재활성화되는지입니다. 위에서 언급된 바와 같이, 전사 인자 STEMIN1은 P. patens에서 H3K27me3의 제거와 동시에 CYCD;1 발현을 유도합니다(Ishikawa et al., 2019) (그림 2a). STEMIN1이 표적 부위에서 히스톤 표지를 어떻게 수정하는지에 대한 상세한 메커니즘은 여전히 불분명합니다. 따라서 우리는 히스톤 데메틸레이즈 매개 조절 등 다양한 가능성을 탐구 중입니다. Yan 등 (2020)은 억제성 히스톤 표지 제거의 또 다른 메커니즘을 제안했습니다: H3K27me3로 표지된 히스톤이 PRC2에 의해 표적되지 않는 히스톤 변이체 H3.15로 대체되어 폴리콤 그룹(PcG)에 의한 억제를 회피하고 세포 재프로그래밍을 가능하게 합니다. 본 연구는 이러한 메커니즘이 세포 재프로그래밍에 미치는 잠재적 기여도를 평가하는 것을 목표로 합니다.

식물 줄기세포의 에피제네틱 조절을 완전히 이해하려면 고해상도 공간적·시간적 해상도로 그 행동을 규명하는 것이 필수적입니다. 본 연구는 단일 세포 기술, 특히 단일 세포 ATAC-seq와 운명 추적을 결합한 기술을 개발 중이며, 이는 줄기세포 행동의 이질성, 안정성, 및 확률성에 기반한 에피제네틱 조절에 대한 새로운 통찰을 제공할 것입니다.

HORMONAL REGULATION OF STEM CELLS

In the shoot apex, stem cells are maintained in the indeterminate meristem, which continuously produces aboveground organs. Stem cells reside in the uppermost region of the dome‐shaped SAM. Research using Arabidopsis revealed that the formation and maintenance of the stem cell niche are supported by a robust system of mutual regulation of the homeodomain transcription factor WUSCHEL (WUS), the transmembrane receptor kinase CLAVATA1 (CLV1), and its ligand CLV3 (Fuchs and Lohmann, 2020; Han et al., 2020). Cytokinin plays a pivotal role in the maintenance of the WUS/CLV circuit: for instance, it upregulates WUS function in multiple ways at the transcriptional and post‐translational levels (Fuchs and Lohmann, 2020; Lee et al., 2019a; Snipes et al., 2018). Previous studies suggest that little de novo cytokinin synthesis occurs in the SAM because biosynthetic gene expression‎ is barely detectable (Kiba et al., 2013; Yadav et al., 2014) and that the majority of cytokinin acting in the SAM is supplied from other parts as a precursor (Osugi et al., 2017). However, the dynamics and molecular mechanisms of cytokinin migration within the SAM, which should affect stem cell behavior, have not yet been well clarified. A key finding was that genes encoding LONELY GUY (LOG), which catalyzes the final step of cytokinin synthesis, are expressed in limited cell layers in the uppermost part of the SAM; specifically, LOG4 is expressed in the L1 layer and LOG7 in the central zone (Chickarmane et al., 2012; Yadav et al., 2009, 2014). Loss of their gene function affects traits associated with SAM activity, leading to a shortening of the plastochron (Tokunaga et al., 2012). Grafting experiments using cytokinin‐related mutants showed that, although both the active form and the precursor (riboside form) are translocated to the shoot apex via the vascular bundles, cytokinin activity in the SAM is LOG‐dependent and requires precursor‐derived cytokinin (Osugi et al., 2017). Therefore, a critical outstanding question is how precursors migrate to the top of the SAM where LOG is expressed.

The expression‎ patterns of CYTOKININ OXIDASE (CKX), encoding the cytokinin‐degrading enzyme (Bartrina et al., 2011; Yadav et al., 2009), and the transporter gene PURINE PERMEASE14 (PUP14), which decreases cytokinin in the apoplast (Zürcher et al., 2016), suggest that the cytokinin concentration is tightly regulated in the stem cell niche. As described above, LOG functions in the uppermost layer of the SAM, while cytokinin receptor genes ARABIDOPSIS HISTIDINE KINASE2 (AHK2), AHK3, and AHK4/CRE1 are expressed in the organizing center, indicating that tissues for cytokinin production and perception are spatially separated, as the CLV3–CLV1 ligand–receptor system is. Therefore, another key question is whether cytokinin migration from the outer to the inner layers of the SAM occurs via passive diffusion or by means of an uncharacterized transport system. Our plant stem cell project aims to elucidate the machineries controlling cytokinin flow in the SAM, the apical transport of cytokinin precursors, and the flow down to the receptor after activation by LOG.

Auxin is also involved in the maintenance of the WUS/CLV circuit. Auxin affects cytokinin signaling by repressing the expression‎ of ARABIDOPSIS RESPONSE REGULATORs (ARR7 and ARR15) and by inducing the ARABIDOPSIS HISTIDINE PHOSPHOTRANSFER PROTEIN (AHP6) gene via MONOPTEROS (MP)/ARF5 (Besnard et al., 2014; Zhao et al., 2010). MP/ARF5 also represses the expression‎ of DORNRÖSCHEN (DRN)/ENHANCER OF SHOOT REGENERATION 1 (ESR1) to promote CLV3 expression‎ (Luo et al., 2018). Additionally, several genes involved in cytokinin biosynthesis and transport are known to be regulated by auxin, although how such crosstalk is associated with SAM activity remains elusive. A complete picture of the inter‐regulation of the two major hormones in the SAM will shed light on the molecular basis for the maintenance of the stem cell niche.

호르몬 조절과 줄기세포

줄기 끝 부분에서 줄기 세포는 불확정 분열 조직에 유지되며, 이는 지속적으로 지상 기관을 생성합니다. 줄기 세포는 돔 모양의 SAM의 가장 상부 지역에 위치합니다. 아라비도프스(Arabidopsis)를 이용한 연구는 줄기세포 니치의 형성 및 유지가 홈도메인 전사인자 WUSCHEL (WUS), 막을 통과하는 수용체 키나제 CLAVATA1 (CLV1), 및 그 리간드 CLV3 간의 강력한 상호 조절 시스템에 의해 지원된다는 것을 보여주었습니다 (Fuchs and Lohmann, 2020; Han et al., 2020). 사이토키닌은 WUS/CLV 회로의 유지에 결정적인 역할을 합니다. 예를 들어, 사이토키닌은 전사 및 후전사 수준에서 다양한 방식으로 WUS 기능을 활성화합니다(Fuchs and Lohmann, 2020; Lee et al., 2019a; Snipes et al., 2018). 이전 연구들은 SAM에서 사이토키닌의 신규 합성이 거의 발생하지 않는다고 제안합니다. 이는 생합성 유전자 발현이 거의 검출되지 않기 때문입니다(Kiba et al., 2013; Yadav et al., 2014). 또한 SAM에서 작용하는 사이토키닌의 대부분은 전구체 형태로 다른 부위에서 공급된다고 알려져 있습니다(Osugi et al., 2017). 그러나 줄기 세포 행동에 영향을 미칠 것으로 예상되는 SAM 내 사이토키닌 이동의 역학 및 분자 메커니즘은 아직 명확히 규명되지 않았습니다. 중요한 발견은 사이토키닌 합성의 마지막 단계를 촉매하는 LONELY GUY (LOG)를 암호화하는 유전자가 SAM의 최상부 일부 세포층에서 발현된다는 것이었습니다. 구체적으로 LOG4는 L1층에서, LOG7은 중앙 영역에서 발현됩니다 (Chickarmane 외, 2012; Yadav 외, 2009, 2014). 이 유전자 기능의 상실은 SAM 활동과 관련된 형질에 영향을 미쳐 플라스토크론의 단축을 초래합니다(Tokunaga et al., 2012). 사이토키닌 관련 돌연변이체를 사용한 접목 실험에서, 활성 형태와 전구체(리보사이드 형태) 모두 혈관 속을 통해 줄기 끝으로 이동하지만, SAM에서의 사이토키닌 활성은 LOG에 의존하며 전구체에서 유래한 사이토키닌을 필요로 합니다(Osugi et al., 2017). 따라서 중요한 미해결 문제는 전구체가 LOG가 발현되는 SAM의 상단으로 어떻게 이동하는지입니다.

사이토키닌 분해 효소를 암호화하는 CYTOKININ OXIDASE (CKX) (Bartrina 외, 2011; Yadav 외, 2009)와 아포플라스트에서 사이토키닌을 감소시키는 수송 유전자 PURINE PERMEASE14 (PUP14) (Zürcher 외, 2016)에 의해 보고된 바와 같이, 사이토키닌 농도가 줄기 세포 니치에서 엄격히 조절되고 있음을 시사합니다. 위에서 설명된 바와 같이, LOG는 SAM의 최상층에서 기능하며, 사이토키닌 수용체 유전자 ARABIDOPSIS HISTIDINE KINASE2 (AHK2), AHK3, 및 AHK4/CRE1은 조직화 중심에서 발현됩니다. 이는 사이토키닌 생산 및 인식 조직이 공간적으로 분리되어 있음을 나타내며, 이는 CLV3–CLV1 리간드–수용체 시스템과 유사합니다. 따라서 또 다른 핵심 질문은 SAM의 외층에서 내층으로의 사이토키닌 이동이 수동 확산을 통해 이루어지는지, 아니면 특이적인 운반 시스템을 통해 이루어지는지입니다. 우리 식물 줄기세포 프로젝트는 SAM 내 사이토키닌 흐름을 조절하는 메커니즘, 사이토키닌 전구체의 아피칼 운반, 그리고 LOG 활성화 후 수용체로의 흐름을 규명하는 것을 목표로 합니다.

옥신은 WUS/CLV 회로의 유지에도 관여합니다. 옥신은 ARABIDOPSIS RESPONSE REGULATORs (ARR7 및 ARR15)의 발현을 억제하고 MONOPTEROS (MP)/ARF5 (Besnard et al., 2014; Zhao et al., 2010). MP/ARF5는 또한 DORNRÖSCHEN (DRN)/ENHANCER OF SHOOT REGENERATION 1 (ESR1)의 발현을 억제하여 CLV3 발현을 촉진합니다 (Luo et al., 2018). 또한, 사이토키닌 생합성과 운반에 관여하는 여러 유전자들이 옥신에 의해 조절된다는 것이 알려져 있지만, 이러한 교차 조절이 SAM 활동과 어떻게 연관되어 있는지 아직 명확하지 않습니다. SAM 내 두 주요 호르몬의 상호 조절 메커니즘을 완전히 이해하는 것은 줄기세포 니치의 유지에 대한 분자적 기반을 밝히는 데 기여할 것입니다.

TERMINATION OF STEM CELLS

Once the SAM is specified as a floral meristem, its activity stops after a defined number of floral organs are produced. The elaborate mechanisms to terminate stem cell activity in the floral meristem have been elucidated in recent studies. For floral meristem determinacy, the C‐class MADS‐domain transcription factors play a major role (Bowman et al., 1989; Ito et al., 2004; Yanofsky et al., 1990). AGAMOUS (AG) directly and indirectly represses the key stem cell determinant gene WUS through multi‐step processes in Arabidopsis (Laux et al., 1996; Liu et al., 2011; Sun et al., 2009). AG protein directly binds to the WUS promoter and gradually represses WUS expression‎ by changing the epigenetic status through recruitment of PcG (Guo et al., 2018; Liu et al., 2011). In addition, AG directly induces KNUCKLES (KNU), which encodes a C2H2 zinc finger protein, to fully shut down WUS when the appropriate number of cells have been produced (Payne et al., 2004; Sun et al., 2014; Sun et al., 2009). We found that the binding of KNU to the WUS locus causes the eviction of a SWI/SNF chromatin remodeling factor and the recruitment of PcG onto the WUS promoter for stable silencing of WUS (Sun et al., 2019). Furthermore, when WUS expression‎ is terminated, AG induces CRABS CLAW (CRC), a YABBY‐type transcription factor, at the abaxial side of the carpel primordia (Alvarez and Smyth, 1999; Bowman and Smyth, 1999; Yamaguchi et al., 2017). CRC regulates auxin biosynthesis and transport as a failsafe mechanism that prevents overproliferation of stem cells when KNU is mutated (Yamaguchi et al., 2018; Yamaguchi et al., 2017).

In parallel to the AG pathway, the zinc finger transcription factor SUPERMAN (SUP) is induced around the same developmental stage as the increase of AG transcripts. The induction is observed in cells surrounding the stem cell population (Bowman et al., 1992; Sakai et al., 2000). We revealed that SUP negatively regulates auxin biosynthesis genes to prevent overgrowth of the stem cell population through PcG recruitment (Xu et al., 2018). Moreover, the cytokinin signaling inhibitor AHP6 is upregulated in the sup crc double mutant (Lee et al., 2019b). These observations demonstrate that multiple transcription factors cooperatively act on hormone synthesis and signaling genes as well as WUS to shut off stem cell activities, thereby controlling floral meristem determinacy. As with the maintenance of the SAM, how auxin and cytokinin spatially and temporally regulate floral stem cell activities remains to be solved. Our project aims to describe hormone synthesis and signaling at a high spatiotemporal resolution and their effects on physiological and mechanical properties of floral stem cells.

Temporal regulation of the transition from the indeterminate to the determinate stage influences the inflorescence architecture, which is one of the major determinants of yield in seed harvesting crops. Therefore, genes involved in the phase change have been extensively studied by mutant screening, quantitative trait locus analysis, and genome‐wide association studies in crop species such as rice, maize (Zea mays), and tomato (Solanum lycopersicum) (Bommert and Whipple, 2018). ABERRANT PANICLE ORGANIZATION1/2, TAWAWA1, and FRIZZY PANICLE genes, encoding transcription factors, were isolated as regulators of the inflorescence form in rice (Ikeda‐Kawakatsu et al., 2009; Komatsu et al., 2003; Yoshida et al., 2013). We discovered that these genes function through the control of stem cell activities in a partially overlapping manner. Our project will contribute not only to deepening our understanding of plant stem cells but also to providing basic knowledge to meet global food demand under the pressure of climate change and population growth.

줄기 세포의 종결

SAM이 꽃 분열 조직으로 지정되면, 특정 수의 꽃 기관이 생성된 후 그 활동이 중단됩니다. 꽃 분열 조직에서 줄기 세포 활성을 종료시키는 복잡한 메커니즘은 최근 연구에서 밝혀졌습니다. 꽃 분열 조직의 결정성에 있어 C-클래스 MADS-도메인 전사 인자가 주요 역할을 합니다(Bowman et al., 1989; Ito et al., 2004; Yanofsky et al., 1990). AGAMOUS (AG)는 아라비드포시스에서 다단계 과정을 통해 줄기세포 결정 유전자 WUS를 직접적 및 간접적으로 억제합니다(Laux et al., 1996; Liu et al., 2011; Sun et al., 2009). AG 단백질은 WUS 프로모터에 직접 결합하여 PcG의 모집을 통해 에피제네틱 상태를 변화시켜 WUS 발현을 점차 억제합니다(Guo et al., 2018; Liu et al., 2011). 또한 AG는 적절한 수의 세포가 생성되면 C2H2 아연 핑거 단백질을 암호화하는 KNUCKLES (KNU)를 직접 유도하여 WUS를 완전히 차단합니다 (Payne et al., 2004; Sun et al., 2014; Sun et al., 2009). 우리는 KNU가 WUS 유전자 좌위에 결합함으로써 SWI/SNF 염색질 재구성 인자의 제거와 PcG의 WUS 프로모터로의 모집을 유발하여 WUS의 안정적인 침묵화를 유발한다는 것을 발견했습니다(Sun et al., 2019). 또한 WUS 발현이 중단되면 AG는 자방 원기초의 아바시얼 측에서 YABBY형 전사 인자인 CRABS CLAW (CRC)를 유도합니다(Alvarez and Smyth, 1999; Bowman and Smyth, 1999; Yamaguchi et al., 2017). CRC는 KNU가 돌연변이된 경우 줄기 세포의 과도한 증식을 방지하는 안전 장치로 작용하여 auxin 생합성과 운반을 조절합니다(Yamaguchi et al., 2018; Yamaguchi et al., 2017).

AG 경로와 병행하여, 아연 손가락 전사 인자 SUPERMAN (SUP)은 AG 전사체 증가와 동일한 발달 단계에서 유도됩니다. 이 유도는 줄기세포 집합체 주변의 세포에서 관찰됩니다(Bowman et al., 1992; Sakai et al., 2000). 우리는 SUP가 PcG 모집을 통해 줄기세포 집합체의 과도한 증식을 방지하기 위해 auxin 생합성 유전자를 음성적으로 조절한다는 것을 밝혀냈습니다(Xu et al., 2018). 또한, 사이토키닌 신호전달 억제제 AHP6는 sup crc 이중 돌연변이체에서 상향 조절됩니다(Lee et al., 2019b). 이러한 관찰 결과는 다중 전사 인자가 WUS와 함께 호르몬 합성 및 신호전달 유전자에 협력적으로 작용하여 줄기세포 활동을 차단함으로써 꽃 분열 조직의 결정성을 조절한다는 것을 보여줍니다. SAM의 유지와 마찬가지로, auxin과 cytokinin이 꽃 줄기 세포 활동을 공간적 및 시간적으로 어떻게 조절하는지는 아직 해결되지 않은 문제입니다. 본 연구 프로젝트는 호르몬 합성과 신호전달을 고해상도 공간적·시간적 해상도로 규명하고, 이것이 꽃 줄기 세포의 생리적 및 기계적 특성에 미치는 영향을 밝히는 것을 목표로 합니다.

불확정 단계에서 확정 단계로의 전환을 시간적으로 조절하는 것은 수확 작물의 수확량에 주요한 결정 요인 중 하나인 꽃차례 구조에 영향을 미칩니다. 따라서, 쌀, 옥수수 (Zea mays), 토마토 (Solanum lycopersicum)와 같은 작물 종에서 돌연변이 스크리닝, 정량적 형질座位 분석, 전장 유전체 연관 연구를 통해 단계 전환에 관여하는 유전자들이 광범위하게 연구되었습니다 (Bommert and Whipple, 2018). 전사 인자를 암호화하는 ABERRANT PANICLE ORGANIZATION1/2, TAWAWA1 및 FRIZZY PANICLE 유전자가 쌀의 꽃차례 형태를 조절하는 유전자로 분리되었습니다 (Ikeda-Kawakatsu et al., 2009; Komatsu et al., 2003; Yoshida et al., 2013). 우리는 이 유전자들이 줄기 세포 활동의 조절을 통해 부분적으로 중첩된 방식으로 기능한다는 것을 발견했습니다. 본 연구는 식물 줄기 세포에 대한 이해를 심화시키는 데 기여할 뿐만 아니라 기후 변화와 인구 증가로 인한 글로벌 식량 수요에 대응하기 위한 기초 지식을 제공할 것입니다.

ASYMMETRIC DIVISION OF STEM CELLS

Stem cells undergo asymmetric division, after which one daughter cell remains a stem cell while the other begins to differentiate. Asymmetric division is therefore required for stem cell maintenance, but also for de novo stem cell generation: for example, in the stomatal lineage, asymmetric division from a protodermal cell named the meristemoid mother cell produces a meristemoid with a stem cell character and the other daughter cell that repeats asymmetric division to generate further meristemoids, which finally differentiate into guard cells and differentiated epidermal cells (Han and Torii, 2019).

Asymmetric division often accompanies daughter cell size asymmetry and/or asymmetric distribution of cytoplasmic/cortical fate determinants. In animal cells, this is largely controlled by proper localization and orientation of the mitotic spindle, which dictates the division site and orientation (Knoblich, 2010). The organizing force is generated by microtubules emanating outward from the centrosome (called astral microtubules), which are pulled by cortically attached dynein motors (Kiyomitsu, 2015). Asymmetry of cortical dynein ensures unidirectional motility of the spindle. In contrast, plants lack dynein motors as well as centrosomes, and so also lack prominent astral microtubules. Thus, a different mechanism must exist to perform asymmetric division. Until recently, the prevailing model for controlling spindle location and orientation involved microtubule arrays called the preprophase band (PPB), which appears prior to mitosis beneath the cell cortex and around the nucleus. The PPB ensures the bipolarity of prophase spindles and forecasts future division sites, and therefore had been proposed as a centrosome analog (Rasmussen et al., 2013). However, Schaefer et al. (2017) challenged this view: an Arabidopsis mutant that specifically abolishes PPB formation grows normally overall, with only minor loss of growth capacity and developmental robustness.

Our project has been tackling the mechanism of asymmetric stem cell division mainly in the moss P. patens, which naturally lacks PPBs in most tissues. Thus far, we have discovered three important elements that dictate spatial control of the division plane. One is nuclear positioning (Figure 2b). In protonemal stem cells, endoplasmic microtubules and microtubule‐based kinesin motors are required for nuclear positioning in the interphase cytoplasm. In the absence of the retrograde transporter KCH or the anterograde motor kinesin‐ARK, the spindle position is skewed, resulting in an abnormal daughter cell size ratio (Miki et al., 2015; Yamada and Goshima, 2018). Similarly, in Arabidopsis zygotes, nuclear positioning plays a key role in division site determination (Kimata et al., 2019). In both systems, cell polarization is a cue to trigger a change in microtubule polarity, which leads to directional nuclear motility in the cytoplasm (Kimata et al., 2016; Yi and Goshima, 2020). A similar scheme, involving polarity establishment and nuclear positioning, has been identified in asymmetric cell division during lateral root initiation and in the stomatal lineage in Arabidopsis (Muroyama et al., 2020; Vilches Barro et al., 2019). Interestingly, in Arabidopsis zygotes, misplacement of the vacuole affects nuclear position and division site, suggesting a link between vacuolar dynamics and asymmetric cell division (Kimata et al., 2019).

The second element is microtubule structures that are functionally analogous to the centrosome. We found that in the moss gametophore initial cell, a cloud of microtubules, termed the gametosome, appears transiently in the prophase cytoplasm and works as the dominant microtubule organizing center required for spindle orientation (Figure 2b) (Kosetsu et al., 2017). A similar structure, called the polar organizer (PO), is observed during mitosis in liverwort (Marchantia polymorpha) cells (Buschmann et al., 2016). In seed plants, polar caps (also called prospindles) that surround the prophase nucleus have a similar function (Figure 2b); pharmacological inhibition of polar cap formation did not prevent spindle formation but skewed its orientation (Kosetsu et al., 2017). Currently, the mechanisms of gametosome/PO/prospindle formation are largely unknown, other than the essential contribution of γ‐tubulin‐dependent microtubule nucleation (Yi and Goshima, 2018).

Finally, recent data indicate that metaphase spindles can be mobile, like animal spindles. In a mutant of the microtubule‐associated protein TPX2 in P. patens, the bipolar spindle in the gametophore stem cells moved basally, such that the division plane was dramatically skewed (Kozgunova et al., 2020). Interestingly, this motility was completely suppressed by actin inhibition. Critical involvement of actin in spindle positioning is characteristic of animal oocytes, which lack asters (Uraji et al., 2018). Therefore, our observation in moss raises the possibility that plants have developed a similar mechanism to animal oocytes. In coming years, we aim to uncover the key processes of asymmetric division in plants and compare them with those of animals, and thereby to understand the mechanisms underlying stem cell maintenance and generation in a developmental context.

줄기세포의 비대칭 분열

줄기세포는 비대칭 분열을 겪은 후, 한 딸세포는 줄기세포로 남아 있고 다른 딸세포는 분화를 시작합니다. 따라서 비대칭 분열은 줄기세포 유지뿐만 아니라 새로운 줄기세포 생성에도 필수적입니다: 예를 들어, 기공 계통에서 프로토데르말 세포인 메리스토이드 모세포의 비대칭 분열은 줄기세포 특성을 가진 메리스토이드와 다른 딸 세포를 생성합니다. 이 딸 세포는 다시 비대칭 분열을 반복하여 추가 메리스토이드를 생성하며, 최종적으로 수비 세포와 분화된 표피 세포로 분화됩니다 (Han and Torii, 2019).

비대칭 분열은 종종 딸 세포 크기 비대칭과/또는 세포질/피질 운명 결정 인자의 비대칭 분배를 동반합니다. 동물 세포에서는 이는 주로 분열 spindle의 적절한 위치와 방향에 의해 조절되며, 이는 분열 위치와 방향을 결정합니다(Knoblich, 2010). 이 조직화력은 중심체에서 외부로 방사형으로 뻗어 나가는 미세관(아스트랄 미세관)에 의해 생성되며, 이는 피질에 부착된 다이닌 모터에 의해 당겨집니다(Kiyomitsu, 2015). 피질의 다이닌 비대칭성은 분열 장치의 일방향 운동성을 보장합니다. 반면 식물은 다이닌 모터와 중심체를 모두 결여하고 있어 아스트랄 미세관도 두드러지지 않습니다. 따라서 비대칭 분열을 수행하기 위해 다른 메커니즘이 존재해야 합니다. 최근까지 분열 장치의 위치와 방향을 조절하는 주요 모델은 분열 전 단계에 세포 피질 아래와 핵 주변에 형성되는 미세관 배열인 전분열 전 단계 밴드(PPB)였습니다. PPB는 프로상기 분열 장치의 양극성을 보장하고 미래 분열 위치를 예측하므로, 중심체 유사체로 제안되었습니다(Rasmussen et al., 2013). 그러나 Schaefer et al. (2017)은 이 관점을 도전했습니다: PPB 형성을 특이적으로 소실시킨 아라비도프시스 돌연변이체는 전체적으로 정상적으로 성장하며, 성장 능력과 발달 안정성에서만 경미한 손실을 보였습니다.

우리 연구팀은 주로 PPB가 대부분의 조직에서 결여된 이끼 P. patens에서 비대칭 줄기세포 분열의 메커니즘을 규명해 왔습니다. 현재까지 분열 평면의 공간적 조절을 결정하는 세 가지 중요한 요소를 발견했습니다. 첫째는 핵 위치 결정(그림 2b)입니다. 프로토네마 줄기세포에서 내질 미세관과 미세관 기반 키네신 모터는 간기 세포질에서 핵 위치 결정에 필수적입니다. 역방향 운반체 KCH나 전방 운동 모터 키네신-ARK가 결여되면 분열 장치가 기울어져 딸세포 크기 비율이 이상적으로 분배되지 않습니다(Miki et al., 2015; Yamada and Goshima, 2018). 同様に, 아라비도프시스(Arabidopsis)의 수정란에서 핵 위치 결정은 분열 부위 결정에 핵심적인 역할을 합니다(Kimata et al., 2019). 두 시스템 모두에서 세포 극성은 미세관 극성 변화를 유발하는 신호로 작용하며, 이는 세포질 내 방향성 핵 운동으로 이어집니다(Kimata et al., 2016; Yi and Goshima, 2020). 극성 확립과 핵 위치 결정이 포함된 유사한 메커니즘은 아라비도프시스에서 측근 발생 시 비대칭 세포 분열과 기공 계통에서 확인되었습니다(Muroyama et al., 2020; Vilches Barro et al., 2019). 흥미롭게도 아라비도프스키의 수정란에서 세포질의 위치가 잘못되면 핵 위치와 분열 위치에 영향을 미치며, 이는 세포질 동역학과 비대칭 세포 분열 간의 연관성을 시사합니다(Kimata et al., 2019).

두 번째 요소는 중심체와 기능적으로 유사한 미세관 구조입니다. 우리는 이끼의 배우체 초기 세포에서 프로상기 세포질에 일시적으로 나타나는 미세관 구름인 '가메토소ーム'이 spindle 방향을 결정하는 주요 미세관 조직 중심체로 작용한다는 것을 발견했습니다(그림 2b) (Kosetsu et al., 2017). 간상식물(Marchantia polymorpha) 세포의 분열 과정에서 유사한 구조인 극성 조직자(PO)가 관찰되었습니다(Buschmann et al., 2016). 종자 식물에서 전상핵을 둘러싼 극성 캡(prospindle)은 유사한 기능을 수행합니다(그림 2b); 극성 캡 형성을 약리학적으로 억제해도 spindle 형성은 방지되지 않았지만 그 방향이 왜곡되었습니다(Kosetsu et al., 2017). 현재, gametosome/PO/prospindle 형성의 메커니즘은 γ-튜불린 의존적 미세관 핵형성(Yi and Goshima, 2018)의 필수적 기여를 제외하면 대부분 알려지지 않았습니다.

마지막으로, 최근 데이터는 메타상기 spindle이 동물 spindle처럼 이동 가능할 수 있음을 나타냅니다. P. patens의 미세관 연관 단백질 TPX2 돌연변이체에서, gametophore 줄기 세포의 양극성 spindle이 기저부로 이동하여 분열 평면이 극적으로 기울어졌습니다(Kozgunova et al., 2020). 흥미롭게도 이 이동성은 액틴 억제에 의해 완전히 억제되었습니다. 액틴의 분열체 위치 결정에 대한 결정적 역할은 별모양 구조를 갖지 않는 동물 난자에서 특징적입니다(Uraji et al., 2018). 따라서 우리 연구 결과는 식물이 동물 난자와 유사한 메커니즘을 진화시켰을 가능성을 제기합니다. 향후 연구에서는 식물에서의 비대칭 분열의 핵심 과정을 규명하고 동물과의 비교를 통해 발달 맥락에서 줄기세포 유지 및 생성 메커니즘을 이해하는 것을 목표로 합니다.

GENOME STABILITY OF STEM CELLS

Plant lifespan is characterized by a rudimentary body plan, modular growth, and disparity between cell death and death of the organism (Watson and Riha, 2011). Plants exhibit a wide range of lifespans from a few weeks in monocarpic annuals to as long as millennia in long‐lived perennials, which harbor meristematic cells that undergo thousands of divisions. In addition, plants being sessile organisms, environmental stresses increase DNA damage in stem cells; therefore, how efficient the DNA repair mechanisms are in long‐lived plant species and what the difference is between repair mechanisms in plants and animals are interesting questions to be answered.

Previous work focusing on animal aging highlighted the positive correlation between increased copy number of DNA repair genes and longevity in mammals (Tian et al., 2017). The naked mole‐rat, the longest‐lived rodent with a maximum lifespan of 32 years, has a higher copy number of genes for CCAAT/enhancer binding protein‐γ (CEBPG), a regulator of DNA repair, and TERF1‐interacting nuclear factor 2 (TINF2), a protector of telomere integrity, than short‐lived rodent species (MacRae et al., 2015). Another long‐lived mammal, the African elephant, encodes 20 copies of the tumor suppressor gene TP53, which induces apoptosis or senescence programs in response to DNA damage (Sulak et al., 2016). Analyses of genomes of two other long‐lived species, the bowhead whale and bat, showed the signature of positive selection of multiple DNA repair and DNA damage‐signaling genes (Keane et al., 2015; Zhang et al., 2013). These reports suggest the importance of genome maintenance mechanisms for longevity. However, in plants, no studies have yet employed comparative genome analyses to identify DNA repair genes associated with the evolution of longevity. Thanks to substantial progress in the elucidation of DNA damage signaling and repair mechanisms in Arabidopsis (Manova and Gruszka, 2015), it has become evident that most of the major DNA repair pathways are conserved in plants. Our plant stem cell project aims to systematically compare the DNA repair systems of diverse plant species and uncover their effects on organismal phenotypes such as mutation rates, lifespan, and adaptation to extreme environments, thereby identifying the role of DNA repair mechanisms in stem cell maintenance.

In Arabidopsis, stem cells highly express DNA repair genes, such as RADIATION SENSITIVE 51 (RAD51) and BREAST CANCER SUSCEPTIBILITY 1 (BRCA1), which maintain genome integrity (Yadav et al., 2009). However, severe DNA damage induces selective death of stem cells, but not of other somatic cells, in a programmed manner, and stem cells are replenished by activation of cell division in the adjacent organizing center (Fulcher and Sablowski, 2009; Furukawa et al., 2010). In mammals, cell death induction is a common strategy to cope with DNA damage, suggesting that plants trigger cell death in a stem cell‐specific manner to prioritize the avoidance of unexpected destruction of developing tissues caused by disordered cell death. In spite of such a unique feature, information about stem cell death in plants is fragmentary: DNA damage‐induced cell death is suppressed in Arabidopsis mutants of the brassinosteroid receptor BRI1 and the transcription factors ANAC044 and ANAC085, which are involved in cell cycle arrest (Chen et al., 2017; Lozano‐Elena et al., 2018; Takahashi et al., 2019), although the link between brassinosteroid signaling and the cell cycle remains elusive. By contrast, the mechanism of stem cell replenishment has been uncovered in a recent study of the root stem cell niche; the transcription factor ERF115, which is induced by brassinosteroid, promotes quiescent center cell division, thereby providing new stem cells after DNA damage (Heyman et al., 2013). Interestingly, ERF115 also triggers cell division adjacent to collapsed differentiated cells in roots (Canher et al., 2020; Heyman et al., 2016), suggesting that an ERF115‐mediated pathway is a common system promoting cell division next to dead cells and regenerating tissues. Our focus is on how stem cell replenishment is fine‐tuned to properly reconstitute the stem cell niche and how genome stability is preserved in stem cells. By answering these questions, we will better understand how plant longevity is guaranteed under fluctuating environmental conditions and what its essential difference is from animals.

줄기세포의 유전체 안정성

식물의 수명은 원시적인 신체 구조, 모듈식 성장, 세포 사멸과 유기체 사멸 간의 불일치로 특징지어집니다(Watson and Riha, 2011). 식물은 단일 생식 연생 식물의 몇 주에서 장수 다년생 식물의 수천 년에 이르는 다양한 수명을 보이며, 이는 수천 번의 분열을 겪는 분열 조직 세포를 포함합니다. 또한 식물은 고정된 생물체이기 때문에 환경 스트레스가 줄기세포의 DNA 손상을 증가시킵니다. 따라서 장수 식물 종에서 DNA 복구 메커니즘의 효율성과 식물과 동물 간의 복구 메커니즘 차이는 흥미로운 연구 주제입니다.

동물 노화에 초점을 맞춘 이전 연구는 포유류에서 DNA 복구 유전자 복제 수 증가와 수명 사이의 긍정적 상관관계를 강조했습니다(Tian et al., 2017). 최장수 설치류인 벌거숭이 몰래쥐는 최대 수명 32년을 기록했으며, DNA 수리 조절인자 CCAAT/enhancer binding protein-γ (CEBPG)와 텔로미어 무결성을 보호하는 TERF1-interacting nuclear factor 2 (TINF2) 유전자의 복제 수가 단명 설치류 종보다 높습니다(MacRae et al., 2015). 또 다른 장수 포유류인 아프리카 코끼리는 DNA 손상에 반응하여 세포 사멸 또는 노화 프로그램을 유도하는 종양 억제 유전자 TP53을 20개 복제하여 암호화하고 있습니다 (Sulak et al., 2016). 두 가지 다른 장수 종인 고래와 박쥐의 유전체 분석 결과, 다중 DNA 복구 및 DNA 손상 신호전달 유전자에 대한 긍정적 선택의 흔적이 관찰되었습니다(Keane et al., 2015; Zhang et al., 2013). 이러한 보고서는 유전체 유지 메커니즘이 장수성에 중요함을 시사합니다. 그러나 식물에서는 장수 진화와 관련된 DNA 복구 유전자를 식별하기 위해 비교 유전체 분석을 활용한 연구가 아직 없습니다. 아라비도프스키(Arabidopsis)에서 DNA 손상 신호전달 및 복구 메커니즘의 해명에서 이루어진 상당한 진전(Manova and Gruszka, 2015) 덕분에, 대부분의 주요 DNA 복구 경로가 식물에서 보존되어 있음을 명확히 확인할 수 있게 되었습니다. 우리의 식물 줄기세포 프로젝트는 다양한 식물 종의 DNA 복구 시스템을 체계적으로 비교하고, 돌연변이율, 수명, 극한 환경 적응과 같은 유기체 형질에 미치는 영향을 규명함으로써 DNA 복구 메커니즘이 줄기세포 유지에 미치는 역할을 밝히는 것을 목표로 합니다.

아라비도프시스에서 줄기세포는 RADIATION SENSITIVE 51 (RAD51)과 BREAST CANCER SUSCEPTIBILITY 1 (BRCA1)과 같은 DNA 복구 유전자를 고도로 발현하며, 이는 유전체 무결성을 유지합니다(Yadav et al., 2009). 그러나 심각한 DNA 손상은 다른 체세포가 아닌 줄기세포를 선택적으로 사멸시키는 프로그램된 방식으로 발생하며, 줄기세포는 인접한 조직화 중심에서의 세포 분열 활성화로 보충됩니다(Fulcher and Sablowski, 2009; Furukawa et al., 2010). 포유류에서 세포 사멸 유도은 DNA 손상에 대응하는 일반적인 전략으로, 식물이 발달 중인 조직의 예상치 못한 파괴를 피하기 위해 줄기세포 특이적인 방식으로 세포 사멸을 유발한다는 것을 시사합니다. 이러한 독특한 특징에도 불구하고 식물에서의 줄기세포 사멸에 대한 정보는 조각적입니다: 브리노스테로이드 수용체 BRI1과 세포 주기 정지에 관여하는 전사 인자 ANAC044 및 ANAC085의 아라비도프스키 돌연변이체에서 DNA 손상 유발 세포 사멸이 억제됩니다(Chen et al., 2017; Lozano-Elena et al., 2018; Takahashi et al., 2019), 그러나 브리노스테로이드 신호전달과 세포 주기 사이의 연관성은 여전히 명확하지 않습니다. 반면, 최근 뿌리 줄기세포 니치에 대한 연구에서 줄기세포 보충 메커니즘이 밝혀졌습니다. 브리노스테로이드에 의해 유도되는 전사 인자 ERF115는 휴면 중심 세포 분열을 촉진하여 DNA 손상 후 새로운 줄기세포를 공급합니다(Heyman et al., 2013). 흥미롭게도 ERF115는 뿌리에서 분화된 세포가 붕괴된 주변에서 세포 분열을 유발합니다(Canher 등, 2020; Heyman 등, 2016), 이는 ERF115 매개 경로가 죽은 세포 주변에서 세포 분열을 촉진하고 조직을 재생하는 공통된 시스템임을 시사합니다. 우리의 연구 초점은 줄기세포 보충이 줄기세포 미세환경을 적절히 재구성하기 위해 어떻게 미세조절되는지, 그리고 줄기세포에서 유전체 안정성이 어떻게 유지되는지에 있습니다. 이러한 질문에 답함으로써, 우리는 변동하는 환경 조건 하에서 식물 장수성이 어떻게 보장되는지, 그리고 동물과의 본질적인 차이가 무엇인지 더 잘 이해할 수 있을 것입니다.

CONCLUDING THOUGHTS

Outstanding questions in our research field include how plant stem cells maintain pluripotency throughout life and what determines the initial step of reprogramming and stem cell formation. Accumulating evidence in our group project highlights the importance of cell‐to‐cell communication in both stem cell initiation and maintenance. Phytohormones seem to play a major role, and their crosstalk is absolutely crucial for defining stem cells, while how their signaling controls chromatin status remains largely unknown. Recent advances in single‐cell analysis and hormone detection will open the way to a full understanding of stem cells’ behavior and their response to environmental inputs. Eventually, uncovering the secrets of plant stem cells will pave the way for developing new technologies that increase plant productivity and preserve plant species diversity and will provide clues to overcome food supply and environmental problems.

결론

우리 연구 분야의 주요 미해결 과제에는 식물 줄기세포가 생애 전반에 걸쳐 다능성을 유지하는 메커니즘과 재프로그래밍 및 줄기세포 형성의 초기 단계를 결정하는 요인이 포함됩니다. 우리 연구 그룹의 연구 결과는 줄기세포의 초기 형성 및 유지에 있어 세포 간 통신이 중요함을 강조합니다. 식물 호르몬이 주요 역할을 하며, 그들의 교차 작용은 줄기세포를 정의하는 데 절대적으로 필수적이지만, 그들의 신호 전달이 염색질 상태를 어떻게 조절하는지는 여전히 대부분 알려지지 않았습니다. 단일 세포 분석과 호르몬 검출 기술의 최근 진보는 줄기세포의 행동과 환경적 자극에 대한 반응을 완전히 이해하는 데 길을 열 것입니다. 궁극적으로 식물 줄기세포의 비밀을 규명하는 것은 식물 생산성을 높이고 식물 종 다양성을 보존하는 새로운 기술 개발을 가능하게 하며, 식량 공급과 환경 문제 해결을 위한 단서를 제공할 것입니다.

CONFLICT OF INTEREST

The authors have no conflict of interest to declare.

ACKNOWLEDGMENTS

We would like to thank Makoto Hayashi for his critical reading of the manuscript. This work was supported by MEXT KAKENHI (grant numbers 17H06470, 17H06471, 17H06473, 17H06475, 17H06476, 17H06477, 17H06478, 20H04884, 20H04888, 20H04892, and 20H04894).

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